Marcatura fluorescente delle cellule di glioma: un metodo di trasfezione basato su vettori lentivirali per ottenere cellule di glioma che esprimono una proteina fluorescente per l'imaging dei tessuti profondi

0 visualizzazioni3:39 min • July 8th, 2025

L'imaging in vivo del cancro al cervello prevede l'iniezione di cellule tumorali marcate in fluorescenza nel cervello del topo per osservare lo sviluppo del tumore. Per la marcatura fluorescente, incubare le cellule di glioma con particelle di lentivirus. Il vettore lentivirale trasporta il gene per la proteina fluorescente a infrarossi, iRFP.

Il virus si lega alla superficie cellulare del glioma e rilascia RNA nella cellula. Gli enzimi cellulari convertono l'RNA virale in DNA a doppio filamento, che si integra nel genoma cellulare e consente l'espressione di iRFP. I massimi di eccitazione ed emissione di iRFP si trovano all'interno di una regione del vicino infrarosso in cui i tessuti hanno un'assorbanza e una dispersione minime. Ciò consente un imaging accurato dei tessuti profondi.

Quindi, rimuovere il terreno esaurito e aggiungere la tripsina. La tripsina, un enzima proteasi, digerisce le proteine di adesione, staccando le cellule dalla superficie del pallone. Pipettare ripetutamente per separare le singole cellule. Raccogliere la sospensione cellulare in una provetta e centrifugare. A questo punto, aggiungere un tampone adatto per risospendere il pellet.

Erogare la sospensione cellulare in provette per citometria a flusso e colorare le cellule con un colorante fluorescente, DAPI. DAPI colora il nucleo delle cellule morte in blu brillante, distinguendole dalle cellule vive. Utilizzando un selezionatore cellulare attivato dalla fluorescenza o FACS, è possibile separare le cellule positive all'iRFP vive da altre popolazioni cellulari in base alla loro fluorescenza. Le cellule isolate possono essere utilizzate per l'iniezione nei topi per l'imaging del tumore.

Inizia seminando da 1 a 10 cellule di glioblastoma in 5 millilitri di terreno in un piatto di 10 centimetri per un'incubazione di 24 ore in un incubatore di colture cellulari. La mattina successiva, trasdurre le cellule con lentivirus che esprime un'appropriata proteina fluorescente di interesse ad una molteplicità di infezione di 5 e riportare le cellule nell'incubatore.

Dopo 24 ore, sostituire il surnatante con 5 millilitri di terreno fresco e incubare la coltura per altre 48 ore. Al termine dell'incubazione, sostituire il terreno con 3-5 millilitri di tripsina per 10-15 minuti a 37 gradi Celsius, seguito da un attento pipettaggio per dissociare completamente le cellule staccate.

Raccogliere le celle per centrifugazione e risospendere il pellet in 500 microlitri di soluzione di selezione. Dividere le celle nel numero appropriato di provette FACS e rivestire le celle con DAPI per l'esclusione delle cellule morte. Quindi, caricare le provette sul citometro a flusso e selezionare le cellule vive in base alla loro espressione di costrutto fluorescente in una provetta conica da 15 millilitri contenente una soluzione di selezione fresca.

Dopo la centrifugazione, risospendere le cellule costrutto-positive/DAPI-negative in 5 millilitri di terreno di coltura e seminarle su un nuovo piatto da 10 centimetri per la loro coltura a 37 gradi Celsius per 48-72 ore. Al termine dell'incubazione, dividere le cellule per la semina in più piastre per i successivi esperimenti in vivo.

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Ultimo aggiornamento: 29 agosto 2026