Colorazione del rosso del Nilo: una tecnica per rilevare e quantificare i lipidi neutri intracellulari nelle alghe

0 visualizzazioni3:32 min • July 8th, 2025

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Le alghe sono organismi fotosintetici acquatici che producono una varietà di lipidi, di cui i lipidi neutri sono essenziali per la produzione di biodiesel.

Per rilevare e quantificare i lipidi neutri, mescolare un volume ottimale di sospensione algale ed etanolo in un pozzetto di micropiastra per microtitolazione nera. La parete cellulare e la membrana delle alghe, che impediscono la penetrazione della maggior parte delle macchie, diventano permeabili se esposte all'etanolo. Successivamente, combina l'etanolo con un colorante fluorescente liposolubile: il rosso del Nilo. Aggiungere questa miscela al pozzetto contenente alghe.

Posizionare la piastra per microtitolazione in uno spettrofotometro. Impostare un programma che garantisca l'incubazione con agitazione intermittente per facilitare l'interazione tra il colorante e le alghe.

Poiché il rosso del Nilo è idrofobo, non può attraversare facilmente il citoplasma. Solventi come l'etanolo, se accoppiati con il rosso del Nilo, mobilizzano il colorante e lo aiutano a raggiungere i corpi lipidici dispersi nel citoplasma. Il rosso del Nilo penetra quindi nei corpi lipidici e vi si solubilizza, colorando così i lipidi.

Le cellule carenti di lipidi appaiono come anelli fluorescenti con corpi scuri, mentre le cellule ricche di lipidi mostrano un bagliore rosso-arancio brillante dove si accumulano i corpi lipidici.

Dopo aver colorato le cellule, esporle a una lunghezza d'onda che ecciti al massimo i lipidi neutri. Registrare la fluorescenza risultante e correlarla con una curva di calibrazione per quantificare i lipidi neutri nei campioni di prova.

Per la quantificazione fluorimetrica, preparare tutti i campioni di alghe alla stessa concentrazione di biomassa e nello stesso modo degli standard utilizzati nella misurazione. A tale scopo, sospendere i campioni pre-essiccati nella quantità appropriata di tampone fosfato. Se necessario, utilizzare un omogeneizzatore per facilitare la risospensione delle cellule algali essiccate.

Per ogni campione, mescolare 80 microlitri di una soluzione preparata di etanolo al 30%, 10 microlitri di una soluzione preparata di rosso del Nilo e 10 microlitri di sospensione di alghe, in un singolo pozzetto di una piastra a 96 pozzetti. Per tenere adeguatamente conto della variabilità della misura della fluorescenza, eseguire cinque repliche di ciascun campione. Successivamente, eseguire una curva di calibrazione a due punti con gli standard preparati in precedenza, al fine di tenere conto delle variazioni quotidiane dello strumento e della preparazione.

Per eseguire le misure di fluorescenza in uno spettrofotometro lettore di piastre a più pozzetti, impostare i parametri in modo che si agitino a 1.200 giri/min e orbitino a 3 millimetri per 30 secondi, seguiti dall'incubazione a 40 gradi Celsius per 10 minuti. Un'altra scossa a 1.200 giri/min, e orbitare a 3 millimetri per 30 secondi, e registrare la fluorescenza, con eccitazione a 530 nanometri ed emissione a 604 nanometri. Quindi, inizia la corsa. Come passaggio finale, convertire le misurazioni della fluorescenza in contenuto di olio utilizzando i risultati degli standard interni.

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Ultimo aggiornamento: 15 agosto 2026