SDS PAGE non riducente: un metodo per analizzare complessi proteici multimerici legati al disolfuro

0 visualizzazioni2:44 min • July 8th, 2025

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Le proteine multimeriche sono stabilizzate da legami intermolecolari, covalenti e disolfuro tra i loro residui di cisteina, che è fondamentale per mantenere la loro integrità strutturale e funzionale.

Per analizzare tali complessi mediante PAGE non riducente, prendere la concentrazione desiderata di proteine stabilizzate con disolfuro. Aggiungere un tampone di campionamento non riducente e riscaldare il campione.

Questo tampone contiene SDS, che conferisce una carica negativa complessiva alle proteine, e un colorante di tracciamento per visualizzare il loro movimento nel gel. Il tampone è privo di qualsiasi agente riducente, il che consente ai legami disolfuro di rimanere intatti, facilitando l'integrità del complesso multimerico.

Caricare i singoli complessi in pozzetti del gel di poliacrilammide della percentuale desiderata, preassemblati in un apparato in gel. Aggiungi una scala proteica di dimensioni note in un altro pozzetto. Immergere i pozzetti in un buffer di corsa basato su SDS e collegare l'apparecchio a una fonte di alimentazione.

La corrente elettrica costringe i complessi proteici caricati negativamente a muoversi attraverso i pori del gel verso l'anodo, il terminale positivo. Poiché i complessi proteici sono uniformemente caricati negativamente, la separazione avviene in base alle dimensioni, dove i multimeri formano una banda di peso molecolare più elevato in una posizione specifica.

Confronta la dimensione della banda proteica separata con la scala. L'assenza di bande di peso molecolare inferiore nel gel conferma la riuscita separazione dei complessi multimerici intatti.

Preparare 1 litro di tampone da corsa 1X Tris-glicina mescolando Tris da 25 millimolari, glicina da 192 millimolari e SDS da 0,1% in peso per volume. Quindi, configurare l'apparato di funzionamento SDS-PAGE.

Aprire la confezione TGX SDS-PAGE prefabbricata al 16% secondo il protocollo del produttore e rimuovere la cassetta. Rimuovere il pettine che riveste i pozzetti e il nastro adesivo dal fondo della cassetta e posizionare il gel nell'apparecchio di corsa. Riempire la camera con il tampone di corsa 1X, fino a quando i pozzetti non sono immersi nel liquido.

Utilizzando una pipetta di plastica, sciacquare i pozzetti con il tampone di scorrimento. Caricare i campioni sul gel insieme a 10 microlitri del pennarello standard precolorato. Infine, fai scorrere il gel a 200 volt fino a quando il fronte del colorante si trova a circa 1 centimetro dal fondo del gel.

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Ultimo aggiornamento: 1 agosto 2026