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Una proteina chimerica di fusione oncogenica contiene il dominio N-terminale a bassa complessità, LCD, di una proteina legante l'RNA fusa con il dominio legante il DNA, DBD, di una proteina del fattore di trascrizione. Queste proteine formano un condensato proteico, che recluta l'RNA polimerasi-II e guida l'oncogenesi.
Per visualizzare l'assemblaggio dei condensati proteici mediante imaging a singola molecola, si inizia con una cella a flusso di DNA, un vetrino in vetro di silice fusa dotato di porte di iniezione di ingresso e uscita. La superficie della cella di flusso è rivestita con un doppio strato lipidico biotinilato per proteggere la superficie e fabbricata con una barriera a zigzag.
Collegalo a un sistema microfluidico. Introdurre una soluzione di streptavidina, che si lega al suo ligando ad alta affinità di legame, la biotina, sullo strato lipidico. Iniettare DNA lambda a doppio filamento marcato con biotina, che contiene ripetizioni multiple di sequenze leganti le proteine di fusione. La streptavidina del doppio strato lipidico si lega alla biotina del DNA e attacca il DNA lambda al doppio strato.
Sciacquare con un tampone adatto. La forza idrodinamica del suo flusso raddrizza le molecole di DNA ancorate, permettendo loro di appendere come tende di DNA sopra le barriere.
Posizionare la cella di flusso sotto un microscopio a fluorescenza. Iniettare una soluzione di fluorofori verdi leganti il DNA. Successivamente, iniettare una soluzione di proteina di fusione marcata con fluoroforo magenta legante la proteina attraverso il suo dominio LCD e incubare.
Le proteine di fusione marcate si legano alla sequenza bersaglio sul DNA lambda per formare condensati lungo la lunghezza del DNA. Dopo l'eccitazione, i fluorofori legati al DNA e alle proteine fluorescenti.
I condensati della proteina di fusione appaiono come punti color magenta sul DNA a doppio filamento marcato con fluorescenza verde.
Per visualizzare la formazione di condensa EWS-FLI1 sulle tende di DNA, aprire il software di imaging e trovare e contrassegnare le posizioni dei nove modelli a zig-zag in campo chiaro. Quindi, attiva il flusso a 0,2 millilitri al minuto per colorare il DNA con colorante DNA a doppio filamento per 10 minuti.
Successivamente, diluire la proteina mCherry-EWS-FLI1 con il tampone di imaging a una concentrazione di 100 nanomoli e 100 microlitri. Quindi, caricare il campione di proteine attraverso la valvola con una siringa di vetro da 100 microlitri e modificare la portata a 0,4 millilitri al minuto.
Dopo aver acceso il laser a 488 nanometri, eseguire la scansione preliminare di ciascuna regione per verificare lo stato di distribuzione del DNA e selezionare la regione in cui le molecole di DNA si distribuiscono uniformemente. Quindi, impostare la potenza del laser al 10% per il laser a 488 nanometri e al 20% per il laser a 561 nanometri e, utilizzando il misuratore di potenza, misurare la potenza laser reale vicino al prisma.
Inizia ad acquisire immagini a intervalli di due secondi con laser a 488 e 561 nanometri contemporaneamente. Quindi, passare dalla modalità manuale alla modalità di iniezione per consentire al tampone di imaging di lavare il campione proteico nella cella di flusso dopo 60 secondi.
Per rimuovere l'EWS-FLI1 libero, continuare a lavare la cella di flusso con il tampone di imaging per cinque minuti con solo il laser a 561 nanometri acceso. Quindi, interrompere il flusso e incubare a 37 gradi Celsius per 10 minuti.
Dopo 10 minuti, attivare il flusso a 0,4 millilitri al minuto per consentire al DNA di estendersi e acquisire immagini a intervalli di due secondi tra diversi fotogrammi per ottenere dati ad alto rendimento della formazione di condensa EWS-FLI1.