Rilevamento dell'aderenza batterica alle cellule ospiti mediante imaging a fluorescenza

0 views • 3:05 min • July 8th, 2025

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Prelevare una piastra a più pozzetti contenente un monostrato di cellule epiteliali aderenti suscettibili all'adesione batterica.

Aggiungere un numero variabile di Pseudomonas aeruginosa, un batterio patogeno, marcato con proteine fluorescenti, per ottenere il rapporto batteri-cellule epiteliali desiderato.

Centrifuga per avvicinare i batteri alle cellule epiteliali, facilitando le interazioni.

I pili di tipo IV, fibre proteiche dei batteri, svolgono un ruolo fondamentale legandosi a specifici glicolipidi sulle cellule epiteliali, mediando l'aderenza batterica alle cellule ospiti.

Dopo l'incubazione, lavare con un tampone per rimuovere i batteri non aderenti. Fissa le celle per preservare la struttura cellulare.

Aggiungi DAPI, una colorazione fluorescente che si lega fortemente alle regioni del DNA ricche di AT, colorando il nucleo. Coprire le celle con un tampone per evitare che si secchino.

Acquisire immagini dei batteri marcati con GFP attaccati alle cellule epiteliali con nucleo colorato con DAPI. Enumerare i batteri aderenti su una singola cellula epiteliale.

L'aumento dei batteri aderenti per cellula ospite in modo dose-dipendente, consente la quantificazione delle interazioni ospite-patogeno.

Per il test di aderenza batterica, lavare tre volte i monostrati di cellule A549 precedentemente coltivate aggiungendo 100 microlitri di PBS caldo a ciascun pozzetto e pipettare delicatamente su e giù. Quindi, scarta PBS. In alternativa, dopo aver aggiunto PBS, attendere dieci secondi e quindi rimuovere PBS utilizzando il vuoto.

Per determinare la cinetica dell'associazione batterica, sovrapporre alle cellule 100 microlitri delle concentrazioni desiderate di sospensione batterica con diversa molteplicità di infezione. Centrifugare i batteri e incubare le cellule A549 infette a 37 gradi Celsius e al 5% di anidride carbonica per un'altra ora. Rimuovere i batteri non legati lavando i monostrati cinque volte con PBS caldo, come dimostrato.

Successivamente, fissare le cellule aggiungendo 100 microlitri di formaldeide al 4% in tutti i pozzetti di una piastra da 96 pozzetti sul ghiaccio. Dopo 15 minuti, lavare la piastra tre volte con PBS per rimuovere la soluzione di fissaggio, colorando i nuclei con colorante DAPI 50 nanogrammi per millilitro per 10 minuti a temperatura ambiente.

Dopo aver lavato le cellule con PBS, coprire le cellule A549 infette con 100 microlitri di PBS per evitare che si secchino, quindi conservare la piastra a 4 gradi Celsius per un massimo di due giorni al buio o procedere con l'imaging.

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Last updated: 18 July 2026