Analisi delle sinapsi immunitarie tra cellule T umane e cellule Raji caricate con SEB mediante citometria a flusso di imaging

0 visualizzazioni4:28 min • July 8th, 2025

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Prelevare provette per citometria a flusso contenenti cellule di Raji non caricate e cellule di Staphylococcus aureus enterotossina B o cellule di Raji caricate con SEB.

Queste cellule Raji caricate con SEB funzionano come cellule B surrogate presentanti l'antigene contenenti il superantigene SEB complessato a molecole MHC di classe II.

Incubare con pan-leucociti.

I recettori delle cellule T, i TCR sulle cellule T, si legano ai SEB sulle cellule Raji, che, insieme ai segnali co-stimolatori, stabiliscono una giunzione cellula-cellula stabile, una sinapsi immunitaria, che porta all'attivazione delle cellule T.

Questo innesca le vie di segnalazione intracellulare, causando il riarrangiamento del citoscheletro di actina, con il raggruppamento di molecole di segnalazione e recettori di superficie all'interno della sinapsi.

Dopo l'incubazione, fissare le cellule per preservarne le strutture cellulari. Permeabilizzare le cellule per accedere a bersagli intracellulari.

Aggiungere gli anticorpi anti-CD3 marcati con fluorofori, la falloidina e il DAPI, che si legano rispettivamente al CD3 nel complesso TCR, ai filamenti di actina e al DNA.

Utilizzando un citometro a flusso per immagini, visualizzare i segnali fluorescenti provenienti da CD3 e actina per determinare il loro arricchimento alla sinapsi in presenza di SEB.

Iniziare mescolando un millilitro di sangue periferico umano appena prelevato con 30 millilitri di tampone di lisi ACK in una provetta conica da 50 millilitri. Dopo otto minuti a temperatura ambiente, riempire la provetta con PBS per un lavaggio di centrifugazione e risospendere il pellet in due millilitri di terreno di coltura per un'incubazione di 60 minuti a 37 gradi Celsius.

Al termine dell'incubazione, aggiungere 5 x 105 cellule di Staphylococcus aureus enterotossina B o SEB caricate o scaricate Raji in 500 microlitri di terreno di coltura in singole provette FACS, seguite da 650 microlitri di pan-leucociti. Centrifugare le co-colture e risospendere i pellet in 150 microlitri di terreno di coltura fresco per un'incubazione di 45 minuti a 37 gradi Celsius.

Quindi, agitare delicatamente le cellule per 10 secondi a 100 giri/min aggiungendo 1,5 millilitri di paraformaldeide all'1,5%. Dopo 10 minuti a temperatura ambiente, interrompere la fissazione con un millilitro di PBS integrato con l'1% di BSA e raccogliere le cellule mediante centrifugazione. Risospendere i pellet in 100 microlitri di PBS più BSA e saponina allo 0,1% e aggiungere i campioni cellulari a due pozzetti individuali di una piastra con fondo a U a 96 pozzetti.

Dopo 15 minuti a temperatura ambiente, centrifugare la piastra e risospendere i pellet in 50 microlitri di PBS più BSA e saponina, contenenti gli anticorpi coniugati con fluorofori o composti di interesse per un'incubazione di 30 minuti al buio a temperatura ambiente. Al termine dell'incubazione, lavare tre volte le cellule in 150 microlitri di PBS più BSA e saponina, e risospendere i pellet in 60 microlitri di PBS.

Per visualizzare le cellule mediante citometria a flusso, aprire il software di analisi, controllare il livello del liquido e fare clic su Avvia nel menu dello strumento. Quindi, fare clic su Carica e caricare gli esempi nella porta quando richiesto.

Nella scheda Illuminazione, modificare la potenza del laser di eccitazione alle lunghezze nanometriche appropriate. Quindi, regolare i gate per i canali 4 e 11 e regolare l'area per il canale 1.

Per valutare le regolazioni del gating e della potenza del laser, impostare il menu Visualizza sul rispettivo gate e regolare i gate e le potenze del laser fino a quando le celle e le coppie di celle non sono visibili. Quindi, nella scheda Acquisizione file, definire il nome del campione, il numero di immagini da acquisire e il gate appropriato per la colorazione del CD3, quindi fare clic su Acquisisci per iniziare l'acquisizione.

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Ultimo aggiornamento: 22 agosto 2026