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Prendi una capsula da microscopio con tampone contenente cellule endoteliali umane trasfettate e trattate con superantigene, con i superantigeni complessati a molecole MHC di classe II.
Queste cellule artificiali presentanti l'antigene co-esprimono diverse proteine fluorescenti sulle loro membrane e sul citoplasma.
Successivamente, introdurre i linfociti T, che interagiscono con i superantigeni sulle cellule endoteliali tramite i recettori delle cellule T, formando una giunzione cellula-cellula stabile, una sinapsi immunologica.
Ciò innesca il riarrangiamento del citoscheletro dei linfociti T, avviando la diffusione cellulare e l'estensione dell'actina, con conseguente formazione di protrusioni simili all'invasoma, o ILP, arricchite con actina, adesione e molecole di segnalazione.
Le molecole di adesione legano specifici recettori sulle cellule endoteliali, rafforzando l'interazione.
La
formazione di sinapsi attiva le vie di segnalazione dei linfociti T, aumentando i livelli intracellulari di calcio e stabilizzando le ILP.
Le ILP inducono una flessione localizzata della membrana nelle cellule endoteliali, formando anelli superficiali transitori.
Al microscopio a fluorescenza, analizzare la topologia delle sinapsi comprendente zone circolari scure di spostamento del citoplasma fluorescente nella cellula endoteliale, co-localizzate con anelli di membrana diversamente fluorescenti attorno alle ILP, confermando la formazione di sinapsi immunologiche.
Per eseguire l'immagine in tempo reale delle cellule, accendere il sistema di microscopio e aprire il software di acquisizione delle immagini appropriato. Impostare i parametri appropriati per l'imaging time-lapse multicanale automatizzato, nonché l'intervallo per l'acquisizione da 10 a 30 secondi e una durata totale di circa 20-60 minuti.
Quindi, aggiungi olio fresco all'obiettivo. Montare una capsula del microscopio contenente 0,5 millilitri di tampone A sull'adattatore del tavolino di riscaldamento e accendere immediatamente l'adattatore, precedentemente impostato a 37 gradi Celsius. Dopo due o tre minuti di equilibrio, utilizzare una pipetta da 20 microlitri per aggiungere i linfociti caricati con Fura-2 a riposo nella camera del microscopio montata e attivare l'imaging in campo chiaro.
Selezionare il percorso della luce verso gli oculari e utilizzare la manopola di messa a fuoco grossolana per portare l'obiettivo a contatto con il fondo del piatto del microscopio. Quindi, utilizzare l'oculare e la manopola di messa a fuoco fine per individuare le cellule T depositate sul fondo del piatto e utilizzare i controlli del tavolino XY per selezionare un campo contenente almeno 10 celle.
Una volta individuate le celle appropriate, passare dal campo chiaro alla sorgente di luce fluorescente e dall'imaging dell'oculare alla telecamera CCD. Ottimizza i parametri di acquisizione, quindi acquisisci le immagini Fura2-340 e Fura2-380 a riposo.
Uno dei passaggi chiave per generare risultati di successo è un'attenta ottimizzazione dei parametri di acquisizione della fluorescenza, assicurando che venga raccolto un segnale sufficiente e, nel caso di Fura-2, che il rapporto 340/380 di base sia vicino a 1.
Una volta impostati i tempi di esposizione al Fura-2, sostituire la capsula delle cellule T con la capsula del microscopio delle cellule endoteliali. Utilizzando una pipetta di trasferimento monouso, rimuovere rapidamente il terreno e sciacquare le cellule una volta con 1 millilitro di tampone A preriscaldato, quindi sostituire il lavaggio con 0,5 millilitri di tampone A fresco.
Utilizzando l'obiettivo, identificare i campi in cui le cellule endoteliali fluorescenti appaiono sane, quindi, regolare i parametri di acquisizione per YFP e DsRed come appena dimostrato per Fura-2, facendo attenzione che l'intensità media del segnale fluorescente in ciascun canale sia compresa tra il 25% e il 75% della gamma dinamica del rivelatore.
Prima di condurre l'esperimento di imaging su cellule vive, acquisire diversi intervalli di immagini delle sole cellule endoteliali per stabilire una linea di base con il software automatizzato. Quindi, inserendo la punta di una pipetta di piccolo volume nel terreno vicino al centro dell'obiettivo, erogare lentamente 5 microlitri di linfociti concentrati caricati con Fura-2 al centro del campo di imaging del piatto del microscopio.
Man mano che i linfociti si stabilizzano, apportare regolazioni fini alla messa a fuoco per garantire che le interfacce tra cellule T e cellule endoteliali siano mantenute sul piano focale. Con gli obiettivi 40x e 63x, da 10 a 20 celle per campo è ottimale.