Una tecnica di colorazione del tetramero peptide-MHC-I per analizzare le cellule T di memoria CD8+ specifiche per SIV

0 visualizzazioni4:25 min • July 8th, 2025

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Prendiamo le cellule mononucleate del sangue periferico dei primati non umani, o PBMC, contenenti cellule T di memoria CD8+ contro il virus dell'immunodeficienza delle scimmie o SIV.

Aggiungere un inibitore della proteina chinasi per prevenire l'internalizzazione del recettore delle cellule T, o TCR, dopo la successiva stimolazione.

Introdurre il complesso peptidico-maggiore di istocompatibilità di classe I, o tetrameri pMHC-I, complessi coniugati con fluorofori comprendenti quattro molecole MHC-I legate a peptidi specifici per SIV. Questi peptidi si legano ai TCR sulla superficie delle cellule T.

Aggiungere una miscela contenente anticorpi coniugati con fluorofori che si legano a CD8, CD28 e CCR7 - marcatori che delineano sottogruppi di cellule T di memoria - e anticorpi che marcano le cellule non CD8+.

Un colorante fluorescente di vitalità marca le cellule morte.

Correggi le celle. Permeabilizzarli per accedere a bersagli intracellulari.

Aggiungere anticorpi coniugati con fluorofori che legano CD3, un marcatore di cellule T e granzima intracellulare B, un marcatore di cellule T CD8+ attivato.

Utilizzando la citometria a flusso, escludere le cellule T non CD8+ e le cellule morte.

Cellule T CD8+ positive al tetramero pMHC-I per caratterizzare diversi sottogruppi di cellule T CD8+ di memoria in base ai livelli di granzima B, CD28 e CCR7.

Iniziare risospendendo le PBMC Rhesus in terreno R-10 a una concentrazione di 1,6 volte 10 fino alla settima cellula per millilitro. Aliquotare 50 microlitri di cellule al numero appropriato di provette per citometria a flusso e aggiungere 50 microlitri di inibitore della proteina chinasi a ciascuna provetta. Agitare ogni provetta e incubare i campioni a 37 gradi Celsius per 30 minuti.

La quantità corretta di peptide titolato MHC tetramero deve essere diluita a sufficienza per colorare tutte le provette sperimentali. Pertanto, è importante preparare un eccesso del 15% della miscela master per tenere conto degli errori di pipettaggio.

Mentre le cellule sono in incubazione, pellettare gli aggregati proteici e la soluzione di tetramero mediante centrifugazione per ridurre al minimo la colorazione di fondo. Successivamente, diluire i tetrameri in una quantità sufficiente di tampone colorante in modo da poter aggiungere 25 microlitri della miscela master di tetrameri a ciascuna provetta per citometria a flusso. Quindi, agitare le provette del campione e incubare le soluzioni di tetramero PBMC al buio a temperatura ambiente per 45 minuti. Al termine dell'incubazione, aggiungere 50 microlitri di mastermix di colorazione alle provette del campione appropriate e miscelare le provette mediante vortex.

Dopo 25 minuti al buio a temperatura ambiente, lavare le celle con il tampone di lavaggio, pellettare le celle mediante centrifugazione e decantare accuratamente il surnatante senza disturbare i pellet. Agitare le cellule nel tampone rimanente in ciascuna provetta e fissare i campioni con 250 microlitri di paraformaldeide al 2% per provetta. Immediatamente vorticare e incubare le provette al buio a 4 gradi Celsius. Dopo 20 minuti, lavare le celle in un tampone di lavaggio fresco, pellettare le celle mediante centrifugazione e decantare il surnatante senza disturbare il pellet.

Risospendere le cellule in 500 microlitri di tampone di permeabilizzazione, vortice e incubare a temperatura ambiente per 10 minuti al buio. Quindi, lavare e pellettare le celle. Quindi, decantare i surnatanti, come descritto in precedenza. Procedere all'aggiunta di 50 microlitri di miscela master per coloranti intracellulari nelle apposite provette. Agitare ogni campione e incubare a temperatura ambiente al buio per 30 minuti. Al termine dell'incubazione, lavare e pellettare le cellule. I campioni sono ora pronti per essere acquisiti in un citometro a flusso.

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Ultimo aggiornamento: 22 agosto 2026