Imaging della dinamica intracellulare dell'ATP utilizzando sensori basati su FRET in una fetta di ippocampo di topo organotipico

0 visualizzazioni3:40 min • April 28th, 2025

Proteggi una fetta di ippocampo di topo organotipico in una camera sperimentale.

La fetta contiene neuroni e astrociti trasdotti che esprimono un sensore ATP con proteine fluorescenti donatrici e accettori.

Posiziona la camera su un tavolino per microscopio a fluorescenza e perfondila con ACSF ossigenato.

Consenti alla sezione di adattarsi alle condizioni memorizzate nel buffer.

Utilizzando la luce di trasmissione, focalizza la fetta e identifica l'area di interesse.

Passa alla modalità di fluorescenza ed eccita la proteina fluorescente del donatore per avviare l'emissione di fluorescenza.

Dopo il legame con l'ATP, il sensore subisce cambiamenti conformazionali, consentendo il trasferimento di energia basato sulla fluorescenza dal donatore all'accettore, che emette fluorescenza a una lunghezza d'onda maggiore.

Usa uno specchio dicroico e filtri passa-banda per isolare e separare le emissioni del donatore e dell'accettore.

Seleziona una regione senza fluorescenza per la sottrazione dello sfondo. Quindi, identifica le cellule bersaglio e registra la loro fluorescenza nel tempo.

Calcola il rapporto FRET per monitorare i livelli di ATP intracellulare in tempo reale.

Preparare l'ACSF sperimentale e ottenere un pH di 7,4 facendolo gorgogliare con il 95% di ossigeno e il 5% di anidride carbonica attraverso un tubo inserito collegato all'alimentazione del carbogono per almeno 30 minuti. Mantieni la soluzione salina a bolle durante l'intero esperimento. Quindi, accendere la sorgente luminosa fluorescente del monocromatore.

Trasferire la coltura organotipica della fetta nella camera sperimentale. Posizionare una griglia sopra la coltura di fette organotipiche con il telaio rivolto verso il basso, senza toccare la coltura, e i fili verso l'alto, toccando la membrana. Posizionare la camera sul tavolino del microscopio e collegarla al sistema di perfusione.

Accendere la pompa peristaltica a una portata compresa tra 1,5 e 2,5 millilitri al minuto. Assicurarsi che non vi siano perdite nel sistema di perfusione. Utilizzando la luce di trasmissione, mettere a fuoco la fetta coltivata e identificare l'area in cui devono essere eseguiti gli esperimenti.

Prima di iniziare gli esperimenti di imaging, attendere almeno 15 minuti per consentire alle fette di adattarsi alle condizioni saline. Quindi, accendere la fotocamera e il software di imaging. Eccitare la proteina fluorescente del donatore a 435 nanometri. Impostare il tempo di esposizione tra 40 e 90 millisecondi.

Quindi, inserire lo specchio dicroico e i filtri nell'unità divisore di raggio. Suddividere l'emissione di fluorescenza a 500 nanometri con uno splitter di immagini di emissione e utilizzare filtri passa-banda a 482 più o meno 16 e 542 più o meno 13,5 nanometri per isolare ulteriormente la fluorescenza del donatore e dell'accettore.

Selezionare una regione di interesse apparentemente priva di fluorescenza cellulare per la sottrazione di fondo. Cerchia le singole strutture di tessuto etichettato nell'immagine sullo schermo per creare ROI. Impostare la frequenza di acquisizione dell'immagine nel tempo di registrazione complessivo. Per esperimenti di durata superiore a 30 minuti, si raccomanda una frequenza di acquisizione compresa tra 0,2 e 0,5 Hertz per prevenire la fototossicità. Successivamente, avviare la registrazione.

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Ultimo aggiornamento: 29 agosto 2026