Name: Limpianto di trasmettitori Radiotelemetry Cedendo dati su ECG, frequenza cardiaca, temperatura corporea e attività di movimento libero topi di laboratorio (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-21T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Impara l'impianto di trasmettitori radiotelemetrici nei topi da laboratorio per monitorare ECG, frequenza cardiaca, temperatura corporea e attività locomotoria. Questa tecnica chirurgica consente misurazioni fisiologiche continue su animali liberi di muoversi.

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Gli autori desiderano ringraziare Charles River in Germania per la fornitura di CD-1 nei topi. Ringraziamo anche Robin Schneider e il personale del laboratorio centrale per il supporto biologico nel topo alloggi. Ringraziamo Nicholls Flora per un&#39;eccellente assistenza tecnica e il professor Kurt Burki generosamente per fornire servizi di ricerca e risorse.

<ol><li>Cesarovic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anesthesia+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).</li>
<li>Gross, V., Luft, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exercising+restraint+in+measuring+blood+pressure+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice.</a> Hypertension. 41, 879-881 (2003).</li>
<li>Kramer, K., Kinter, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+and+applications+of+radiotelemetry+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals.</a> Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).</li>
<li>Kramer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+telemetry+to+record+electrocardiogram+and+heart+rate+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).</li>
<li>Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+post-laparotomy+pain+in+laboratory+mice+by+telemetric+recording+of+heart+rate+and+heart+rate+variability%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Vet.+Res%22%5BJournal%5D)">Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability.</a> BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).</li>
<li>Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann,, Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+surgical+techniques+and+postoperative+care+improve+survival+rates+and+permit+accurate+telemetric+recording+in+exercising+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Vet.+Res%22%5BJournal%5D)">Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice.</a> BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).</li>
<li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).</li>
<li>Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physiological+and+behavioral+impact+of+sensory+contact+among+unfamiliar+adult+mice+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Anim.+Welf.+Sci%22%5BJournal%5D)">The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory.</a> J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).</li>
<li>Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Higher+heart+rate+of+laboratory+mice+housed+individually+vs+in+pairs%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs.</a> Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).</li>
<li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+the+contribution+of+beta3-containing+GABAA+receptors+to+volatile+and+intravenous+general+anesthetic+actions%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions.</a> BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).</li>
<li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+molecular+target+mediating+the+general+anesthetic+actions+of+pentobarbital%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital.</a> Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).</li>
<li>Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+pain+therapy+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Altex%22%5BJournal%5D)">Improvement of pain therapy in laboratory mice.</a> Altex. 24, 6-8 (2007).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Radiotelemetry è una valida alternativa ai metodi convenzionali di misura di parametri fisiologici nella ricerca biomedica. Alta qualità, sistemi di telemetria composta da impiantabili trasmettitori, ricevitori e acquisizione dati e analisi di hardware e software sono ora disponibili in commercio, anche per gli animali piccoli come topi. Telemetria rappresenta l&#39;unica tecnica attualmente disponibile per la raccolta dei dati da sfrenato, liberi di muoversi topi. Utilizzando questo metodo, è ora possibile raccogliere dati in modo continuo e / o per periodi più lunghi di tempo da animali che risiedono nel proprio ambiente familiare, riducendo così al minimo lo stress per gli animali e conseguenti artefatti sperimentali. La forma e la posizione dei cavi è stata ottimizzata al fine di ottenere segnali anche durante i movimenti veloci (ad esempio, lotta, corsa, lotta) o in una postura eretta 9. Così, misurazioni accurate possono essere ottenute durante gli esperimenti, ad esempio durante l&#39;anestesia, lo stressproduzione, durante l&#39;esecuzione su un tapis roulant, durante gli esperimenti comportamentali, durante gli esperimenti l&#39;infezione, e molte altre situazioni sperimentali. Tuttavia, al fine di ottenere dati affidabili, ripetibili e prive di artefatti, è fondamentale per escludere influenze ambientali, e attirare l&#39;attenzione in particolare l&#39;importanza di condizioni standardizzate. Si raccomanda che la stanza è isolata dal rumore elettronico e acustico, compresi gli ultrasuoni, a cui i topi sono particolarmente sensibili. Inoltre, non disturbi, come visitatori o non correlati procedure sperimentali, dovrebbe essere consentito lo svolgimento delle misurazioni. Per evitare interferenze influenze (in particolare in caso di misurazioni gabbia di casa), tutte le procedure necessarie allevamento dovrebbero essere completate in sala prima dell&#39;inizio di ogni misurazione. Inoltre, l&#39;alloggiamento di topi, in particolare se i maschi sono utilizzati in gruppi o singolarmente possono avere un impatto sulle misure e devono essere considerati quando si plaesperimenti nning 9. Inoltre, i topi devono essere sani e privi di agenti patogeni murini, dal momento che le infezioni latenti o manifesti, così come le malattie o menomazioni salute, possono avere una notevole influenza sui parametri fisiologici e del comportamento di attività. Di conseguenza, i topi dovrebbe recuperare completamente dopo l&#39;impianto e avere tempo sufficiente per adeguarsi a portare il trasmettitore prima di iniziare qualsiasi sperimentazione. La raccolta dei dati da radiotelemetry nei topi richiede preliminare impianto chirurgico dei trasmettitori telemetrici. Questo dovrebbe essere eseguita solo da personale qualificato con competenze chirurgiche al fine di minimizzare il trauma dei tessuti e il dolore conseguente e angoscia. Per sperimentatori tenendo competenze chirurgiche di base o anche avanzati (micro-), si raccomanda di eseguire le prime prove in cadaveri del mouse fresca utilizzando gli impianti di formazione (ad esempio, manichini, fornito dal produttore) per stabilire le procedure e prendere confidenza con le specifiche di questo tipodella chirurgia. Dopo tale formazione, più sperimentatori sarebbe in grado di impiantare questo tipo di trasmettitori con successo e avrebbe raggiunto una competenza utile dopo un paio di implantologia. Condizioni di asepsi deve essere mantenuta durante l&#39;intervento chirurgico per mantenere il carico microbiologico e il rischio di infezioni basso. Tuttavia, la sterilità completa non possono essere fornite a causa di alcuni particolari, le condizioni di sterilità conflittuali nei topi (ad esempio, effetto di raffreddamento del taglio dei capelli ampia e disinfezione, impraticabilità di bende per proteggere le ferite). Così, profilassi antinfettiva è somministrato durante l&#39;impianto. Bene su misura trattamento analgesico e un piano di monitoraggio ben definito così come un&#39;adeguata assistenza post-operatoria svolgono un ruolo cruciale nel buon esito dell&#39;esperimento. Nel complesso, l&#39;impianto chirurgico di un trasmettitore telemetrico nei topi sarà stressante per l&#39;animale. In particolare, se la modificazione genetica nelle specifichele linee del mouse IFIC influenza il fenotipo e danneggia condizione corporea degli animali &#39;, complicazioni nel peri-operatorio i tempi ei tassi di mortalità aumentati dopo l&#39;impianto potrebbe essere un rischio. Per evitare inutili sofferenze, gli individui espositrici recupero insoddisfacente o convalescenza prolungata devono essere rilasciate da l&#39;esperimento e si sono sacrificati prima di raggiungere un palcoscenico moribondo. A tal fine, una scheda dei dati (Tabella 1: stato di salute generale e la vigilanza foglio dati) facilitare il monitoraggio sistematico dei sintomi critici e fornendo consigli su endpoint umana è stata stabilita. Così, il recupero è documentato nello stile di una cartella clinica o di una rivista di laboratorio, che rende la conduzione di questa metodologia (cioè procedura di impianto e di recupero post-operatorio) trasparente alle autorità competenti e gli enti responsabili del benessere degli animali per la sperimentazione animale (ad esempio, IACUC).

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swab. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

l&#39;impianto di trasmettitori radiotelemetry cedendo dati su ecg, frequenza cardiaca, temperatura corporea e attività di movimento libero topi di laboratorio

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Il topo di laboratorio è la specie animale di scelta per la maggior parte della ricerca biomedica, sia nel mondo accademico e l&#39;industria farmaceutica. I topi sono di dimensioni gestibili e relativamente facile da casa. Questi fattori, insieme con la disponibilità di un patrimonio di mutanti spontaneo e indotto sperimentalmente, fanno topi di laboratorio ideale per una vasta gamma di aree di ricerca. Nella ricerca cardiovascolare, farmacologiche e tossicologiche, la misurazione accurata dei parametri relativi al sistema circolatorio degli animali da laboratorio è spesso richiesto. Determinazione della frequenza cardiaca, variabilità della frequenza cardiaca, e la durata del PQ e gli intervalli QT sono basate su elettrocardiogramma (ECG) registrazioni. Tuttavia, ottenere affidabile tracciati ECG, nonché i dati fisiologici come la temperatura corporea nei topi possono essere difficili utilizzando tecniche di misura convenzionali, che richiedono il collegamento di sensori e cavi ad una trattenuta, legati, o anche unaesthetized animali. I dati ottenuti in questo modo devono essere interpretati con cautela, in quanto è ben noto che il contenimento e l&#39;anestesia può avere una grande influenza sui parametri fisiologici artefatta 1, 2. Radiotelemetry permette di dati da raccogliere da animali coscienti e untethered. Le misure possono essere condotte anche in animali di muoversi liberamente, e senza richiedere l&#39;investigatore di essere in prossimità dell&#39;animale. Così, fonti note di artefatti sono evitati, e misure accurate ed affidabili sono assicurate. Questa metodologia riduce anche la variabilità interanimal, riducendo così il numero di animali utilizzati, rendendo questa tecnologia il metodo più umano di monitoraggio dei parametri fisiologici in animali da laboratorio 3, 4. Progressi costanti nella tecnologia di acquisizione dati e la miniaturizzazione degli impianti significa che è ora possibile registrare i parametri fisiologici e attività locomotoria in modo continuo e in tempo reale su più periods come ore, giorni o addirittura settimane 3, 5. Qui, descriviamo una tecnica chirurgica per l&#39;impianto di un trasmettitore di telemetria disponibili in commercio utilizzati per misure in continuo della temperatura corporea, l&#39;attività locomotoria e biopotenziale (cioè onelead ECG), da cui la frequenza cardiaca, variabilità della frequenza cardiaca, e PQ e gli intervalli QT può essere fondata nel freeroaming, topi untethered. Siamo presenti anche pre-operatoria procedure e protocolli per la post-operatorio di terapia intensiva e terapia del dolore che migliorare il recupero, il benessere e la sopravvivenza in topi impiantati 5, 6.

Una tecnica chirurgica per l&#39;impianto di trasmettitori telemetrici disponibili in commercio utilizzati per la misura continua della biopotenziale (un ECG), frequenza cardiaca, temperatura corporea e l&#39;attività locomotoria nei topi liberamente in movimento è mostrato. Raccomandazioni e protocolli per il post-operatorio e del dolore, migliorare il recupero, il benessere e il tasso di sopravvivenza sono presentati.

L&#39;impianto di trasmettitori Radiotelemetry Cedendo dati su ECG, frequenza cardiaca, temperatura corporea e attività di movimento libero topi di laboratorio

Il topo da laboratorio è la specie animale d'elezione per la maggior parte della ricerca biomedica, sia in ambito accademico che nell'industria farmaceutica. I topi sono...

L'obiettivo generale di questa procedura è impiantare un trasmettitore di telemetria utilizzato per misurazioni continue della temperatura corporea centrale, delle attività locomotorie e dei potenziali biologici, dai quali possono essere determinati la frequenza cardiaca, la variabilità della frequenza cardiaca e gli intervalli PQ e QT in topi liberi di muoversi e non vincolati. Ciò viene realizzato preparando innanzitutto il topo per l'implantazione alcuni giorni prima dell'intervento chirurgico. Successivamente, si preparano l'ambiente operatorio, gli strumenti e il trasmettitore telemetrico.Successivamente, il trasmettitore telemetrico viene impiantato chirurgicamente nel topo. Infine, viene praticata la cura postoperatoria all'animale per garantirne il recupero e la sopravvivenza. In definitiva, i risultati mostrano l'impatto di svariati esperimenti biomedici e modificazioni genetiche sulla frequenza cardiaca a breve e lungo termine, sulla variabilità della frequenza cardiaca, sugli intervalli PQ e QT, sulla temperatura corporea centrale e sull'attività locomotoria, nonché sul ritmo circadiano di questi parametri, grazie a misurazioni telemetriche effettuate su topi liberi di muoversi.Il principale vantaggio della telemetria rispetto ai metodi esistenti, come le misurazioni effettuate su animali immobilizzati, connessi tramite cavo o addirittura anestetizzati, è che dati precisi possono essere ottenuti in periodi brevi o addirittura a lungo termine su topi non immobilizzati e in libera movimentazione. Nel giorno dell'implantazione, il trasmettitore telemetrico viene preparato sotto una cappa a flusso laminare su un banco disinfettato in condizioni asettiche, utilizzando strumenti autoclavati e materiali sterilizzati. Per iniziare, rimuovere i trasmettitori dal loro imballaggio sterile e, con l'aiuto di forbici, accorciare i fili fino a una lunghezza adeguata alle dimensioni del topo. Per la maggior parte dei topi adulti, l'elettrodo rosso può essere accorciato a circa 42 millimetri e l'elettrodo bianco o incolore a una lunghezza di circa 55 millimetri.Rimuovere circa 20 millimetri di guaina isolante dalla parte distale dell'elettrodo rosso e 10 millimetri dall'elettrodo bianco o incolore. Formare le estremità distali di ciascun elettrodo a forma di anello fissandone i capi con suture di seta sottile. Posizionare il trasmettitore in soluzione salina sterile tiepida, pronta per l'innesto, il giorno precedente l'innesto.Preparare il topo anestetizzandolo in una camera in plexiglas con il 8% di isoflurano. Quando ha perso il riflesso di scrittura, applicare un cono nasale con il 3-4% di isoflurano. Tagliare e rasare i peli sulla regione anteriore del collo e sull'addome.Lasciare che l'animale si risvegli e riportarlo nella sua gabbia il giorno successivo, dopo aver somministrato analgesia e anestetizzato il topo; trasferirlo quindi su una superficie riscaldata nel settore chirurgico. Applicare un unguento sugli occhi del topo e mantenere l'anestesia utilizzando una maschera nasale con il 3-4% di sevoflurano. Per ulteriori dettagli, consultare il protocollo scritto.Disinfettare la cute precedentemente rasata della regione anteriore del collo e di quella addominale del topo. Successivamente, praticare un'incisione cutanea lunga da 1 a 1,5 centimetri, partendo dal torace inferiore lungo la linea mediana dell'addome. Eseguire una piccola incisione in direzione longitudinale nella regione anteriore del collo e posizionare sottocutaneamente il filo negativo del trasmettitore, portandolo dal torace fino al collo.Preparare la cute e il tessuto sottostante per creare lo spazio necessario al fissaggio del cappio metallico dell'elettrodo. Fissare il cappio metallico tra i muscoli situati a destra della trachea utilizzando due suture sottili in seta. Quindi chiudere la ferita al collo in strati con sei suture in Vicryl zero.Aprire la parete addominale alla linea alba e posizionare il trasmettitore telemetrico nella cavità addominale. Suturare con punti di seta l'anello del filo dell'elettrodo positivo al processo xifode in modo che si trovi tra il fegato e il diaframma nella regione addominale superiore sinistra. Per prevenire infezioni e fornire liquidi, iniettare nella cavità addominale una miscela di sulfadina e trimetoprim e soluzione salina, quindi chiudere la cute addominale e somministrare sottocute un analgesico per il trattamento del dolore.Somministrare 0,1 milligrammi per chilogrammo di bup, ine e lasciare l'animale riprendersi sulla superficie calda del banco di lavoro per due ore. Gli animali vengono monitorati attentamente e ricevono supporto durante il recupero per quattro-dieci giorni successivi all'intervento chirurgico, come indicato nel protocollo scritto. Dieci giorni dopo l'intervento chirurgico, restituire gli animali alla colonia di topi per almeno quattro settimane di interazione sociale normale.Per avviare la raccolta dei dati, toccare l'animale con un magnete. Questo attiverà il trasmettitore. Una matrice di scambio dati raccoglie e invia segnali al computer per un periodo di tempo specifico a intervalli regolari oppure in modo continuo, salvando i dati sull'hard disk del computer poiché la portata e la qualità del segnale emesso dipendono fortemente dalla composizione dei materiali della gabbia e delle attrezzature circostanti.Posizionare la piastra ricevente il più vicino possibile all'animale, ad esempio sotto la gabbia dell'animale. Utilizzare il software Data Quest per coordinare il rilevamento, la raccolta, l'analisi e la rappresentazione grafica dei segnali provenienti da uno o più animali. Verificare che la configurazione del sistema di registrazione e trasmissione dei dati sia corretta effettuando misurazioni in tempo reale in modalità di campionamento continuo.Dopo aver raccolto e archiviato i dati, crearne un elenco di grafici e analizzarli per una varietà di parametri differenti, come la frequenza cardiaca, la variabilità della frequenza cardiaca, la temperatura corporea e l'attività locomotoria, utilizzando il programma di analisi. Qui vengono mostrate una stampa grezza delle curve ECG a un derivazione da un topo cosciente e dello stesso animale sotto anestesia inalatoria con sevoflurano. La frequenza cardiaca viene calcolata automaticamente dal sistema di telemetria. La sequenza di tre secondi registrata sotto anestesia indica una frequenza cardiaca di 440 battiti al minuto.La curva registrata nel topo cosciente mostra una frequenza cardiaca di 660 battiti al minuto, che rientra nell'intervallo previsto per la frequenza cardiaca. Durante attività fisiche moderate, come la pulizia del pelo o l'alimentazione, la frequenza cardiaca, la temperatura corporea centrale e l'attività locomotoria sono state misurate su tre topi con diverse condizioni corporee mentre erano alloggiati singolarmente nelle loro gabbie abitative senza alcun disturbo. La frequenza cardiaca è stata registrata per 30 secondi ogni cinque minuti.La temperatura corporea centrale è stata campionata per 10 secondi ogni cinque minuti, e l'attività locomotoria è stata registrata in modo continuo e memorizzata a intervalli di cinque minuti. Il topo sano mostra un chiaro ritmo circadiano con aumenti normali dei valori fisiologici e del comportamento dell'attività locomotoria durante la fase scura. Al contrario, dopo un intervento chirurgico maggiore, la frequenza cardiaca aumenta, in particolare durante la fase di luce, e l'attività locomotoria è depressa.Il terzo topo soffriva di una malattia tumorale cronica. Il suo ritmo circadiano della frequenza cardiaca e della temperatura corporea centrale appare appiattito e l'attività locomotoria è ridotta. In questo esperimento, 16 topi sono stati sottoposti a 50 minuti di isoflurano o sevoflurano come anestesia, e l'impatto a lungo termine degli anestetici sulla frequenza cardiaca, sulla temperatura corporea centrale e sull'attività locomotoria è stato confrontato. I valori medi dei dati telemetrici per ciascun animale sono stati calcolati separatamente per le fasi notturne e diurne.I valori normali sono stati calcolati come medie dei tre giorni precedenti l'anestesia. I valori delta rappresentano il confronto tra i valori registrati in condizioni di buio e luce rispetto ai valori normali. Una volta acquisita padronanza, l'intervento chirurgico può essere eseguito in 35-45 minuti; durante il tentativo di questa procedura, è fondamentale mantenere un'anestesia adeguata, somministrare analgesici efficaci, prevenire infezioni e fornire idratazione.Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come impiantare questo trasmettitore telemetrico e di come ottenere misurazioni affidabili di valori fisiologici come la frequenza cardiaca o la temperatura corporea in topi di laboratorio.

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