Name: Nanotopology delladesione cellulare su angolo di inclinazione variabile Microscopia Total Internal Reflection Fluorescence (VA-TIRFM) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-02T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 14 s
Description: Impara a misurare la nanotopologia dell'adesione cellulare con microscopia a fluorescenza TIRFM ad angolo variabile. Questo metodo consente di analizzare le differenze di adesione tra linee cellulari con precisione nanometrica.

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Gli autori ringraziano il Land Baden-Württemberg e l&#39;Unione-Europäischer Europäische Fonds für die Entwicklung regionale - per il finanziamento ZAFH PHOTON-n, il Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) per assegno di ricerca finanziamento n. 1792C08 così come il Baden-Württemberg-Stiftung GmbH per il finanziamento del progetto &quot;Aurami&quot;.

1. Semina ed incubazione di cellule <ol><li> Seme singole cellule, per es U373-MG o U-251-MG cellule di glioblastoma ad una densità tipica di 100 cellule / mm 2 su un vetrino e farle crescere per 4872 ore in terreno di coltura (per es RPMI 1640 integrato con 10% siero di vitello fetale e antibiotici) utilizzando un incubatore a 37 ° C e 5% di CO 2. </li><li> Incubare le cellule con un marcatore di membrana, per esempio 6-dodecanoile dimetilammino-2-naftalene (laurdan) applicata per 60 minuti ad una concentrazione di 8 mM (in mezzo di coltura) 4, o un marcatore citoplasma, ad esempio calceina acetomethlyester applicato per 40 min a concentrazione di 5 pM 3, o una membrana associata fotosensibilizzatore, ad esempio protoporfirina IX indotta upon 4 ore di incubazione con il suo precursore acido 5-aminolevulinico (5-ALA; 1 mM) 4,5. </li><li> Lavare le cellule con mezzo di coltura o tampone fosfato salino (PBS) prima di microscopia a fluorescenza. &lt;/ Li&gt; </ol> 2. VA-TIRFM <ol><li> Utilizzare un microscopio verticale, ad esempio Zeiss Axioplan, e sostituire il suo condensatore da un dispositivo di illuminazione, come descritto in rif. 3 con una emisferica o semicilindrica prisma di vetro accoppiato otticamente alla slitta oggetto (vedi Figura 1). </li><li> Utilizzano un fascio laser collimato parallelo che dopo l&#39;imaging dal prisma di vetro e altri componenti ottici (ad es specchio concavo) risultati anche in un fascio parallelo sulla superficie del campione (raggio pupilla telecentrico). Fare attenzione che il vettore campo elettrico è perpendicolare alla polarizzata piano di incidenza. </li><li> Utilizzare uno specchio orientabile situato all&#39;interno del condensatore che è ripreso nel piano campione e illumina il campione con un angolo di incidenza variabile (raggio oggetto). Lo specchio regolabile può essere azionato da un motore passo passo, dove ogni posizione corrisponde un angolo ben definito di incidenza, come determinato dalle misurazioni goniometriche 3 </sup&gt;. </li><li> Calibrare la posizione angolare dello specchio regolabile utilizzando l&#39;angolo critico Θ = 61,3 ° C per un bicchiere di acqua transizione come valore fisso. Θ c possono essere visualizzati al variare della Θ quando un colorante fluorescente (ad esempio, 1 mM flavina mononucleotide, FMN) è disciolto in acqua. La posizione dello specchio con Θ = Θ c è memorizzato nel programma di posizionamento specchio. </li><li> Impostare i parametri della telecamera (retro illuminato Andor Ixon EMCCD, DV887DC, ANDOR Tecnologia, Belfast, Regno Unito 6), tra cui la temperatura, il guadagno, il tempo di registrazione e la velocità di spostamento. </li><li> Utilizzare una lente obiettivo di ingrandimento adeguato e preferenzialmente moderata apertura numerica (per esempio 40 × / 0,75 o 63 × / 0,90 immersione in acqua) e localizzare la slitta oggetto nel microscopio. Usare olio di immersione per assicurarne il contatto con ottica del campione con il prisma di vetro. Registrare immagini di fluorescenza di campioni identici al variare dellaangolo di illuminazione (Θ ≥ Θ Θ c con c corrispondente a 64,5 ° per una cella di vetro interfaccia). Una gamma angolare di 66 ° -74 ° con passi di 0,5 ° o 1 ° è raccomandato. Utilizzare un adeguato passaggio lungo o filtro passa banda per il rilevamento di fluorescenza. </li></ol> 3. Analisi dei dati <ol><li> Leggere le immagini (ad esempio in formato ASCII) registrate a vari angoli Θ, nonché le impostazioni della fotocamera per discriminazione (sfondo), la lunghezza d&#39;onda di eccitazione e gli indici di rifrazione del vetro (n 1 = 1,52) e cellule (n 2 = 1,37) nel programma di valutazione (LabView, nanocellula). Per ogni set di parametri della profondità di penetrazione d (Θ) e la trasmissione fattore T (Θ) sono calcolati automaticamente. </li><li> Selezionare le immagini utilizzate per la valutazione della cellula-substrato distanze Δ secondo l&#39;equazione 5 (marker di membrana) o equazione 4 (marcatore citoplasma), le immagini individuali con disomogeneailluminazione (e rivelatrice, g. strisce) possono essere esclusi. </li><li> Calcola le immagini di cellule-substrato topologia e selezionare un codice di colore appropriato per la visualizzazione. Durante profili di valutazione dei singoli pixel possono essere visualizzati, come illustrato nella Figura 2. Questi profili possono essere utilizzati come indicatore per la qualità della calzata. </li><li> Memorizzare il protocollo di valutazione. </li></ol> 4. Risultati rappresentativi Esperimenti rappresentativi sono eseguite con tecniche di ingegneria genetica cellule di glioblastoma U251-MG gentilmente fornite dal Prof. Jan Mollenhauer, Dipartimento di Oncologia Molecolare, University of South Denmark, Odense. In due subcloni di tali cellule U251 geni oncosoppressori TP53 o PTEN sono sovra-espressi utilizzando un Tet-On sistema inducibile di espressione, in modo tale che queste cellule presentano un potenziale oncogeno ridotta e può essere considerato meno maligna. Altamente maligni U251-MG cellule senza gene soppressore vengono utilizzati come controlli, e U251-Cellule di tipo MG selvatici in carica per un ulteriore confronto. Un diodo laser che emette una serie quasi continua di impulsi picosecondi (LDH400 con conducente PDL 800-B, Picoquant, Berlin, Germany, lunghezza d&#39;onda: 391 nm; impulso di energia: 12 pJ; tasso di ripetizione: 40 MHz) è utilizzato come una sorgente di eccitazione. Nella Figura 3 immagini TIRFM di U251-MG cellule di glioblastoma con un attivato TP53 gene soppressore del tumore e incubate con laurdan (8 uM, 60 min), sono raffigurati per gli angoli di incidenza di 66,0 °, 69,0 ° e 73,0 ° corrispondenti a profondità di penetrazione del campo elettromagnetico evanescente di circa 140 nm, 75 nm e 60 nm, rispettivamente. Con profondità decrescente fluorescenza penetrazione diminuisce di intensità (vedi tabelle) e proviene da altri siti superficiali delle cellule (ad esempio contatti focali sui bordi). Cell-substrato distanze (visualizzato in 3d figura da un codice colore che va 0-600 nm) fortemente variare nel corso del le celle comprese tra illy pochi nanometri (bianco-giallo) e 250-300 nm (rosso scuro), vale a dire i contatti focali e grandi cellule substrato distanze sono nelle immediate vicinanze. Lo stesso vale per U251-MG cellule di glioblastoma con un gene PTEN attivato soppressore (Figura 4d), ​​mentre la cellula-substrato distanze sono piuttosto costanti per U251-MG di controllo e cellule wild type con i valori tipici di 80-100 nm (giallo; Figura 4b ) e 150-200 nm (rosso-arancio; la figura 4a). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig1.jpg" /> Figura 1. Dispositivo di illuminazione per VA-TIRFM in un microscopio verticale. Uno specchio orientabile comandata da un motore passo permette una risoluzione angolare di ± 0,25 °. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig2.jpg" /> Figura 2. Profilo di valutazione per un pixel (schematica). Quando ln [I F / T (Θ)] viene tracciata in funzione di 1 / d (Θ), rappresenta la pendenza della cellula-substrato distanza Δ. Tale pendenza è comunemente determinata con una precisione di circa ± 10%. Un valore - derivante dalla illuminazione disomogenea - è stata segnata ed esclusi dalla valutazione. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig3.jpg" /> Figura 3 immagini TIRFM di U251-MG cellule di glioblastoma con attivata TP53 gene soppressore su incubazione con laurdan (8 uM, 60 min). Registrato a vari angoli di illuminazione (ac); cellula-substrato distanze nell&#39;intervallo 0-600 nm mostrato da un codice colore (d); lunghezza d&#39;onda di eccitazione: 391 nm, la rilevazione: ≥ 420 nm, dimensioni immagine: 210 micron. × 210 micron <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4133/4133fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per ingrandire la figura</a> . Figura 4 Cell-substrato distanze U251-MG cellule glioblatoma nell&#39;intervallo 0-600 nm indicati da un codice colore,. (A) di tipo selvatico (b) i controlli, (c) cellule con attivata gene soppressore TP53, (d) cellule con attivato PTEN gene soppressore; lunghezza d&#39;onda di eccitazione: 391 nm, la rilevazione: ≥ 420 nm, dimensioni immagine: 210 micron. × 210 micron <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4133/4133fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per ingrandire la figura</a> .

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</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Un metodo è descritto per cella di misura-substrato distanze con precisione nanometrica. Attualmente, i metodi di super-risoluzione microscopia, ad esempio sulla base di illuminazione strutturata 7 o 8-10 singoli rilevazione molecola nonché deplezione emissione stimolata (STED) microscopia 11 sono di notevole interesse. Nessuna di queste tecniche, tuttavia, consente una risoluzione assiale inferiore a 50 nm. Inoltre, irradianza piuttosto elevato di 50.100 W / cm 2 è n...

Quando un fascio di luce che si propaga attraverso un mezzo di indice di rifrazione n 1 incontra un&#39;interfaccia ad un secondo mezzo di rifrazione n 2 &lt;n 1, riflessione interna totale avviene a tutti gli angoli di incidenza Θ, che sono maggiore dell&#39;angolo critico Θ = c arcsin (n 2 / n 1). Nonostante sia totalmente riflesso del fascio di luce incidente evoca un campo evanescente elettromagnetico che penetra nel secondo mezzo e decade esponenzialmente con la distanza z perpendicolare dall&#39;interfaccia secondo I (z) = I 0 ez / d (Θ). I (z) corrisponde all&#39;intensità del campo elettromagnetico e d (Θ) alla profondità di penetrazione alla lunghezza d&#39;onda λ, come indicato da d (Θ) = (λ/4π) (n 1 2 sin 2 Θ - n 2 2) -1 / 2 Come riportato in letteratura 1,2, I 0 </sub&gt; corrisponde all&#39;intensità della luce incidente I e moltiplicato per il coefficiente di trasmissione T (Θ) e il rapporto n 2 / n 1. Se il vettore di campo elettrico di questo fascio di luce polarizzata è perpendicolare al piano di incidenza (cioè il piano attraversato dal incidente e il raggio riflesso), questo fattore di trasmissione è data dalla T (Θ) = 4 cos 2 Θ / [1 - (2 n / NL 1) 2] Per l&#39;intensità di fluorescenza rilevata in misurazioni TIRFM, assorbimento di luce deve essere integrati su tutti gli strati del campione e moltiplicato per il rendimento η quantica di fluorescenza del colorante rilevante e con l&#39;angolo solido di rilevamento Ω. Come riportato in precedenza 3, questa intensità può essere descritto da I F (Θ) = AT (Θ) OC (z) e-z / d (Θ) dz se tutti i fattori che sono indipendenti f<html> rom l&#39;angolo di incidenza e Θ coordinata z sono inclusi nella equazione sperimentale A. costante 3 può essere risolto analiticamente, se la concentrazione c (z) di fluorofori è considerato essere quasi costante - O affatto coordinate z ≥ Δ, ad esempio all&#39;interno del citoplasma delle cellule aventi una distanza Δ dall&#39;interfaccia. In questo caso, l&#39;integrale deve essere calcolata da z = Δ per z = ∞ conseguente I F = A c T (Θ) d (Θ) e-Δ / d (Θ) - O tra z = Δ - t / 2 e z = + Δ t / 2, ossia in un sottile strato di spessore t, ad esempio una membrana cellulare a una distanza Δ dall&#39;interfaccia. In questo caso, l&#39;intensità di fluorescenza può essere calcolato come I F = A c T (Θ) te-Δ / d (Θ), se t è piccolo in confronto con Δ. ent &quot;&gt; dalle equazioni (4) e (5) cellula-substrato distanze Δ può essere calcolato, se le immagini di fluorescenza I F sono registrati per angoli variabili Θ, e se ln (I F / T d) (Eq. 4) o ln (I F / T) (Eq. 5) viene valutato come una funzione di 1 / d per questi angoli. Per la membrana marcatore laurdan impiegate in questo documento (vedi sotto), la valutazione è stata eseguita secondo l&#39;Eq. 5. Come riportato in precedenza 3, l&#39;acquisizione delle immagini e la valutazione richiede - Distribuzione omogenea della luce di eccitazione sul campione, - Validità di un 2-strato del modello (con gli indici di rifrazione n 1 e n 2 per il substrato e il citoplasma, rispettivamente). Ciò vale, se la membrana plasmatica è molto sottile, e se il livello del mezzo extracellulare (tra la cella e il substrato) è piccolo rispetto alla lunghezza d&#39;onda della luce incidente. Inoltre, un&#39;apertura numerica moderata(Tipicamente A ≤ 0,90) della lente di obiettivo microscopio è vantaggioso per evitare deviazioni di luminosità dovuta alla anisotropia della radiazione nel campo vicino dell&#39;interfaccia dielettrico.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome </td><td> Azienda </td><td> Tipo </td><td> Commenti </td></tr><tr><td> Incubatrice </td><td> Nunc </td><td> Nunc Cellstar QM1300SVBA </td><td></td></tr><tr><td> A flusso laminare </td><td> Holten sicuro </td><td> S2010 1.2 IT GG 1LN </td><td></td></tr><tr><td> DMEM + 10% FCS + 1% di penicillina / streptomicina </td><td> Biochrom </td><td></td><td> Coltivazione media </td></tr><tr><td> Vetro oggetto diapositive </td><td> Marienfeld </td><td> Pure vetro bianco </td><td> Pulizia Procedura speciale utilizzato </td></tr><tr><td> 6-dodecanoile dimetilammino-2-naftalene (laurdan) </td><td> Molecular Probes </td><td></td><td> Marcatore fluorescente (soluzione stock: 2 mM in etanolo) </td></tr><tr><td> Microscopio </td><td> Carl Zeiss </td><td> Axioplan 1 </td&gt; <td></td></tr><tr><td> Diodo laser </td><td> PicoQuant </td><td> LDH 400 con autista PDL 800-B </td><td> Lunghezza d&#39;onda: 391 nm </td></tr><tr><td> Singola modalità del sistema di fibra </td><td> Punto di Origine </td><td> kineFlex </td><td> Usato con ottiche collimanti </td></tr><tr><td> EMCCD fotocamera </td><td> Andor </td><td> DV887DC </td><td> Fotocamera posteriore illuminato </td></tr></tbody></table>

nanotopology dell&#39;adesione cellulare su angolo di inclinazione variabile microscopia total internal reflection fluorescence (va-tirfm)

Nanotopology of Cell Adhesion upon Variable-Angle Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy (VA-TIRFM)

Topologia superficiale, ad esempio di cellule che crescono su un substrato, è determinata con precisione nanometrica Variable-Angle Microscopy Total Internal Reflection Fluorescence (VA-TIRFM). Cellule sono coltivate su vetrini trasparenti ed incubate con un marcatore fluorescente omogeneamente distribuiti nella loro membrana plasmatica. L&#39;illuminazione avviene mediante un raggio laser parallelo sotto angoli variabili di riflessione interna totale (TIR) ​​con differenti profondità di penetrazione del campo elettromagnetico evanescente. Registrazione di immagini di fluorescenza upon irradiazione a circa 10 diverse angolazioni permette di calcolare cellula-substrato distanze con una precisione di pochi nanometri. Differenze di adesione tra varie linee cellulari, cellule tumorali e cellule es meno maligne, sono così determinato. Inoltre, eventuali modifiche di adesione cellulare su di trattamento chimico o fotodinamica può essere esaminato. In confronto con altri metodi di super-risoluzione microscopia luce di esposizione rimanedanni molto piccola, e non di cellule viventi ci si aspetta.

Topologia di adesione cellulare su un substrato viene misurata con precisione nanometrica variabile-angolo microscopia a fluorescenza di riflessione interna totale (VA-TIRFM).

Nanotopology dell&#39;adesione cellulare su angolo di inclinazione variabile Microscopia Total Internal Reflection Fluorescence (VA-TIRFM)

La topologia superficiale, ad esempio di cellule cresciute su un substrato, viene determinata con precisione nanometrica mediante la fluorescenza a riflessione totale interna ad angolo variabile...

L'obiettivo generale di questa procedura è misurare la topologia dell'adesione cellulare su un substrato con precisione nanometrica. Ciò viene ottenuto coltivando innanzitutto le cellule su vetrini trasparenti e incubandole con un marcatore fluorescente. Successivamente, la posizione angolare dello specchio regolabile del microscopio viene calibrata e la posizione è memorizzata nel programma di posizionamento dello specchio.Il passo successivo consiste nell'acquisire le immagini di fluorescenza irradiando a circa 10 angoli diversi. L'ultima fase prevede il calcolo delle distanze tra la cellula e il substrato con una precisione di pochi nanometri. Infine, i risultati sulla topologia dell'adesione cellulare al substrato vengono utilizzati per evidenziare le differenze di adesione tra diverse linee cellulari, ad esempio cellule tumorali e cellule meno maligne.Il principale vantaggio di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti come la microscopia confocale è che la risoluzione effettiva è nell'ordine di pochi nanometri. Sebbene questo metodo possa fornire informazioni sulle membrane cellulari, può essere applicato anche ad altri sistemi, come vescicole piccole o nanomateriali.La dimostrazione dell'esperimento sarà effettuata dalla nostra ricercatrice Petra, che preparerà i campioni cellulari, e dal nostro ingegnere, Michael Wagner, che eseguirà l'esperimento. Per preparare le cellule per la microscopia a fluorescenza con riflessione interna totale ad angolo variabile, seminare singole cellule a una densità di 100 cellule per millimetro quadrato su un vetrino in mezzo di coltura integrato con 10% di siero fetale bovino e antibiotici. Coltivare le cellule per 72 ore in un incubatore a 37 °C e 5% di anidride carbonica.Successivamente, applicare alle cellule il marcatore fluorescente della membrana, sei D, decano due, dimetilammino naftalene o lorano, a una concentrazione di otto micromolari nel mezzo di coltura, e incubare per 60 minuti prima della microscopia a fluorescenza. Lavare le cellule con PBS, pipettando la soluzione tampone sulla lametta per rimuovere il mezzo; in seguito, asciugare la soluzione tampone dal retro della lametta. Si utilizza un microscopio eretto, come un Zeiss Axio plan, dotato di una camera a illuminazione posteriore e/o E-M-C-C-D per angoli variabili.Sostituire nel T-I-R-F-M il condensatore con un dispositivo di illuminazione personalizzato dotato di un prisma di vetro emicilindrico, accoppiato otticamente al vetrino del campione. Il fascio laser incide attraverso una fibra monomodale collimata, che, dopo essere stato focalizzato dal prisma di vetro e da ulteriori componenti ottici, genera nuovamente un fascio parallelo sulla superficie del campione. Prestare attenzione affinché il vettore del campo elettrico sia polarizzato perpendicolarmente al piano di incidenza.Questa posizione viene segnata sul coupler di uscita della fibra. Utilizzare uno specchio regolabile posizionato all'interno del condensatore, che viene proiettato nel piano del campione e illumina il campione con un angolo variabile di incidenza o di raggi oggetto. Lo specchio regolabile può essere azionato da un motore passo-passo, controllato mediante software.Ogni posizione corrisponde a un angolo d'incidenza ben definito, determinato da misurazioni geometriche. Per calibrare la posizione angolare dello specchio regolabile, utilizzare un colorante fluorescente come il nucleotide di flavina ad una concentrazione di un millimolare, disciolto in acqua. Per visualizzare l'angolo critico al variare dell'angolo d'incidenza, utilizzare l'angolo critico di 61,3 gradi per una transizione vetro-acqua come valore fisso; la posizione angolare dello specchio in corrispondenza della quale l'angolo d'incidenza uguaglia l'angolo critico viene memorizzata nel programma di posizionamento dello specchio.Utilizzando il software della telecamera, impostare i parametri della telecamera E-M-C-C-D, inclusi guadagno della temperatura, tempo di registrazione e velocità di spostamento. Utilizzare olio di immersione per garantire il contatto ottico del campione. Con un prisma di vetro, selezionare un obiettivo con l'ingrandimento appropriato per le cellule e un'apertura numerica moderata.Per visualizzare l'oggetto al microscopio, utilizzare un filtro passa-alto o passa-banda appropriato per la rilevazione della fluorescenza. Registrare immagini di fluorescenza di campioni identici al variare dell'angolo di illuminazione. Gli angoli di incidenza devono essere uguali o maggiori dell'angolo critico.Con l'angolo critico corrispondente a 64,5 gradi per un'interfaccia vetro-cella, si raccomanda un intervallo angolare compreso tra 66 e 74 gradi con incrementi di 0,5 gradi o un grado. Per iniziare l'analisi dei dati, utilizzare il programma LabVIEW per leggere le immagini registrate a diversi angoli, nonché le impostazioni della fotocamera, la lunghezza d'onda di eccitazione e gli indici di rifrazione. Per il vetro, pari a 1,52, e per le cellule, pari a 1,37, le impostazioni vengono importate per una corretta valutazione dei dati.Per ogni serie di parametri, la profondità di penetrazione e il fattore di trasmissione vengono calcolati automaticamente per il successo della procedura. È fondamentale che le immagini vengano registrate e selezionate con attenzione per l'analisi. Selezionare le immagini utilizzate per la valutazione delle distanze tra cellule e substrato in base all'equazione.Per un marcatore di membrana, singole immagini con illuminazione omogenea, come mostrato in questo esempio, possono essere escluse. Calcolare le immagini della topologia del substrato cellulare e selezionare un codice colore appropriato per la visualizzazione durante la valutazione. I profili dei singoli pixel possono essere visualizzati come raffigurato in questa figura.Questi profili possono essere utilizzati come indicatore della qualità dell'adattamento. Infine, salvare il protocollo di valutazione. Questa figura mostra immagini di riflessione totale interna di cellule di glioblastoma U2 51 mg con un gene soppressore tumorale TP 53 attivato.Dopo l'incubazione con luan registrata a diversi angoli di incidenza, 66 gradi corrispondenti a una profondità di penetrazione del campo elettromagnetico evanescente di circa 140 nanometri, 69 gradi, corrispondenti a una profondità di penetrazione di 75 nanometri, e 73 gradi corrispondenti a una profondità di penetrazione di 60 nanometri con penetrazione decrescente. L'intensità della fluorescenza diminuisce con la profondità e proviene da siti più superficiali delle cellule, come i contatti focali sui loro margini. Le distanze tra cellula e substrato sono rappresentate nel Pannello D mediante un codice a colori che varia da zero a 600 nanometri, come mostrato qui.Le distanze tra cellula e substrato variano notevolmente all'interno delle cellule, passando da soli pochi nanometri, rappresentati dal bianco al giallo, a 250-300 nanometri, rappresentati dal rosso scuro. Ciò indica che i contatti focali e le maggiori distanze tra cellula e substrato si trovano in prossimità immediata. Una variazione simile nelle distanze tra cellula e substrato è stata calcolata per le cellule di glioblastoma U2 51 mg con un gene soppressore tumorale P 10 attivato.Al contrario, le distanze tra le cellule e il substrato sono piuttosto costanti per le cellule di controllo U2 51 mg, rappresentate in giallo, e per le cellule di tipo selvaggio, rappresentate in arancione fino al rosso, dopo lo sviluppo. Questa tecnica ha aperto la strada ai ricercatori nel campo della topologia substrato-cellulare per esplorare le cellule tumorali e i cambiamenti morfologici indotti dalla terapia laser. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come visualizzare superfici con una risoluzione effettiva nell'ordine del nanometro a basse esposizioni luminose, ben tollerabili per organismi viventi.

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