Name: Imaging non invasivo di acuta Alloinnesto rigetto dopo trapianto renale Rat Utilizzo 18 F-FDG PET (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-04-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 17 min 13 s
Description: Scopri un metodo di imaging non invasivo per valutare il rigetto acuto del trapianto renale nel ratto utilizzando la PET con 18F-FDG. Questa tecnica consente di monitorare l'attività metabolica e migliorare la comprensione dei meccanismi di rigetto.

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Questo lavoro è stato sostenuto dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB 656, Münster, in Germania, i progetti C7 e C6) e il IZKF Münster (Core unità SMAP). Gli autori sono grati a Truc Van Le, Anne Kanzog, Ute Neugebauer, Wiebke Gottschlich e Priebe romana per un&#39;eccellente assistenza tecnica e di Daniel Burkert e Sven Fatum per la produzione di radiofarmaci.

1. Donor Recovery Organ <ol><li> Impostare il microscopio stereotassica, record di peso del 8-10 settimane di età ratto (donatore e ricevente di peso corporeo dovrebbe corrispondere). </li><li> Anestetizzare il topo donatore (Lewis Brown Norway F1, LBN F1) con ossigeno / inalazione isoflurano (isoflurano 4% / 2 L / min di ossigeno). Mantenere l&#39;anestesia abbassando isoflurano al 2-2,5%. </li><li> Posizionare il topo anestetizzato sul pad chirurgia. Fissare le estremità del ratto con del nastro adesivo sul tampone e applicare pomata oftalmica (Bepanthen, Bayer) agli occhi del ratto. </li><li> Shave e disinfettare l&#39;addome del ratto e di eseguire una incisione mediana ventrale dal pube fino al confine caudale del fegato. Esporre il rene sinistro e sue navi spostando attentamente l&#39;intestino per il lato destro. Posizionare un foglio sottile di garza sul rene sinistro e inumidire con soluzione salina isotonica riscaldata per prevenire l&#39;essiccamento. </li><li> Sezionare con cura il tessuto adiposo con Dumont angolati Pinze Tip (Dumont SS-45 Pinza Inox Medical, Belle Strumenti Scienza, Cat.No. 11.203-25) che avvolge l&#39;uretere sinistro. Evitare il contatto diretto con l&#39;uretere, invece, mobilitare con sufficiente tessuto adiposo circostante. </li><li> Separare la vena renale sinistra dall&#39;arteria renale utilizzando Dumont angolati pinzetta Tip. Rimuovere tutti i grassi e tessuto connettivo da entrambe le navi e cauterizzare i vasi surrenali e testicoli. </li><li> Sezionare aorta e vena cava inferiore (IVC) sopra e sotto l&#39;incrocio con l&#39;arteria renale sinistra e la vena, rispettivamente, e cauterizzare tutte le arterie in uscita. </li><li> Bloccare l&#39;aorta surrenale con un morsetto microchirurgico (micro Serrefines, Belle Strumenti Scienza, art 18055-04) sopra l&#39;arteria renale sinistra, il più vicino possibile al dell&#39;arteria mesenterica superiore. Legare l&#39;aorta sottorenale con seta chirurgico (5-0, Vömel, arte no. 14739) di circa 5 mm sotto l&#39;arteria renale sinistra. </li><li> Legare la IVC sottorenale con seta chirurgico (5-0, Vömel), e bloccare la surrenale IVCcon un morsetto microchirurgico (micro Serrefines, Fine strumenti per le scienze, art 18055-03). </li><li> Tagliare la vena renale il più vicino possibile alla IVC con le forbici sottili (Iris Forbici - ToughCut dritte 11,5 centimetri, Fine strumenti per le scienze, art 14058-11). </li><li> Perfusione Lentamente il rene in situ con 2 ml di soluzione di perfusione HTK ghiacciata (CUSTODIOL HTK, Dr. Franz Köhler Chemie) con l&#39;inserimento di una cannula (Microlance 3 27G ¾, BD, art 302200) in aorta sottorenale. Confermare che i cambiamenti di colore renali (ora oliva colorato). </li><li> Prima, transezione dell&#39;aorta surrenale, poi l&#39;aorta sottorenale e infine dell&#39;uretere più vicino possibile alla vescica urinaria. </li><li> Rimuovere il rene e il suo apporto vascolare con l&#39;uretere e conservare in soluzione di perfusione HTK sul ghiaccio. </li><li> Euthanize il topo donatore rimuovendo i morsetti vascolari e l&#39;escissione consecutivo di cuore in anestesia. </li></ol> 2. Destinatario Preparazione e trapiantozione <ol><li> Impostare il microscopio stereotassica, peso record di ratto. </li><li> Anestetizzare il ratto destinatario (Lewis) utilizzando isoflurano 4%. Mantenere l&#39;anestesia abbassando isoflurano al 2-2,5%. </li><li> Posizionare il topo anestetizzato sul pad chirurgia. Fissare le estremità del ratto con del nastro adesivo sul tampone e applicare pomata oftalmica per gli occhi il ratto `s. Monitorare e controllare la temperatura corporea interna utilizzando un sensore di temperatura rettale e un pad di riscaldamento. Durante la chirurgia controllare ripetitivamente temperatura, la respirazione e la frequenza cardiaca dell&#39;animale. </li><li> Shave e disinfettare l&#39;addome ed eseguire una incisione mediana ventrale dal pube fino al confine caudale del fegato. Utilizzare un bisturi forcutting la pelle al fine di minimizzare il trauma pelle. Esporre il rene sinistro e sue navi spostando l&#39;intestino per il lato destro. </li><li> Rimuovere con cautela la capsula renale utilizzando Dumont angolati pinzetta TIP e tamponi di cotone. </li><li> Occludere sinistra dell&#39;arteria renale, vena e uretere vicino renaleilo con due legature con filo chirurgico (Mersilene 4-0, Ethicon, cat. n. EH6732H). Asportare il maggior parte del rene, lasciando solo l&#39;ilo renale. Pulire la superficie di taglio con tamponi di cotone e di verificare la presenza di sanguinamento. Aggiungi un&#39;altra legatura, se necessario. </li><li> Sezionare con cura senza mezzi termini attraverso il tessuto connettivo che copre l&#39;aorta sottorenale e vena cava sul sito caudale con tamponi di cotone. </li><li> Separare ogni nervo visibile dalla aorta sottorenale e vena cava usando Dumont angolati pinzetta Tip. </li><li> Sezionare attentamente il foglio di tessuto connettivo tra l&#39;aorta sottorenale e vena cava, formando due aperture di 2-4 mm di lunghezza: Il primo sotto la ramificazione dei vasi testicolari, e la seconda sopra la ramificazione dei vasi iliaci comuni. Cauterizzare le arterie e le vene iliolumbar in mezzo. </li><li> Disegnare un unico filo chirurgico (Mersilene 0;. Ethicon, cat no.EH6665E) in ciascuna delle due aperture. Utilizzando questi fili tirare il sottorenaleaorta e vena cava delicatamente il lato destro dell&#39;animale per accedere ai vasi ramificazione sul sito dorsale. Cauterize qualsiasi di questi vasi tra le due aperture e rimuovere i fili chirurgici successivi. </li><li> Avanti, occludere l&#39;aorta e vena cava inferiore per l&#39;applicazione in senso orario di quattro morsetti di microchirurgia (Micro Serrefines, Belle Strumenti Scienza, art 18055-04) che cominciano in apertura superiore con l&#39;aorta e termina con la vena cava in apertura superiore (Micro Serrefines , Belle Strumenti Scienza, art 18055-03). </li><li> In seguito con attenzione perforare il finale superiore della parte isolata dell&#39;aorta con un ago (Microlance 3 27G ¾, BD, art 302200), inserire la lama inferiore di una forbice fine primavera (Spring Vännäs Forbici - 3 mm Lamelle, raffinata Scienza Strumenti, cat.no 15.000-00) attraverso l&#39;apertura puntura ed eseguire una breve incisione longitudinale. Lavare l&#39;aorta isolata con ghiacciata soluzione di perfusione HTK per rimuovere il sangue residuo. </li><li> Allo stesso modo, con attenzione perforareil finale inferiore della parte isolata della vena cava con un ago, inserire la lama inferiore di una multa forbice molla attraverso l&#39;apertura puntura ed eseguire una incisione longitudinale che termina poco sotto l&#39;incisione aortica. Ancora una volta, lavare il vaso per rimuovere il sangue residuo. </li><li> Rimuovere il trapianto di rene dalla soluzione di storage. E posizionarla sotto la precedente posizione del rene sinistro, e assicurarsi che sia orientata correttamente. </li><li> Controllare l&#39;orientamento della arteria renale innesti e garantire che non ci sono colpi di scena. Quindi posizionare un foglio sottile di garza sopra l&#39;innesto ed inumidire con soluzione di perfusione HTK ghiacciata per raffreddarlo, e per prevenire l&#39;essiccamento. </li><li> Fissare l&#39;apertura della parte surrenale del pezzo aortica in cui l&#39;arteria renale dell&#39;innesto si apre con filo chirurgico (Ethilon 9-0, Ethicon, cat n 2809G..) - Prima al superiore, quindi all&#39;estremità inferiore di l&#39;incisione aortica. Chiudere l&#39;incisione in senso orario con una sutura continua con filo chirurgico(Ethilon 9-0), Dumont angolati pinzetta punta ed un porta aghi Castroviejo curvo (Belle Strumenti Scienza, cat. N. 12061-01). Successivamente, coprire la prima sutura con tessuto connettivo attraverso una seconda sutura continua antiorario. Ora, solo la parte inferiore del pezzo aortica dell&#39;innesto rimane da chiudere. Regolarmente raffreddare l&#39;innesto con ghiacciata soluzione di perfusione HTK. </li><li> Profumato l&#39;innesto con 1 ml di ghiacciata soluzione di perfusione HTK attraverso un ago smussato inserito nell&#39;estremità aperta del pezzo aortica innesti convalidare la tenuta e l&#39;integrità della sutura, così come la rimozione di sangue rimanente nel trapianto. Successivamente, legare l&#39;estremità aperta del pezzo aortica con seta chirurgica (5-0, Vömel). </li><li> Controllare l&#39;orientamento della vena renale innesti e garantire che non ci sono colpi di scena. </li><li> Fissare l&#39;apertura della vena dell&#39;innesto con filo chirurgico (Ethilon 9-0) - prima la tomaia, poi all&#39;estremità inferiore della incisione alla vena cava. Chiudere l&#39;incisionein senso orario con una sutura continua con filo chirurgico (Ethilon 9-0), Dumont angolati pinzetta punta ed un porta ago curvo Castroviejo. Regolarmente raffreddare l&#39;innesto con ghiacciata soluzione di perfusione HTK. </li><li> Antiorario rimuovere le fascette di microchirurgia, a cominciare dalla vena cava superiore morsetto. Dopo aver rimosso l&#39;ultimo morsetto aortica, stop attentamente emorragia finalmente mite con tamponi di cotone. Dopo pochi secondi l&#39;innesto diventa roseo-tinta, e contrazioni uretric dovrebbe apparire. </li><li> Per l&#39;inserimento del innesti dell&#39;uretere in vescica `s il destinatario rimuovere con attenzione una piccola zona della muscolatura nella parte superiore della vescica utilizzando un Vannas Primavera Forbice (Studente Vannas Primavera Scissor Diritto, fine Strumenti di scienze, Cat.No. 91.500-09 ). Quindi, rimuovere il tessuto circostante (per lo più grasso) da dell&#39;uretere innesto utilizzando Dumont angolati pinzetta Tip. Pertanto, afferrare con attenzione la punta dell&#39;uretere e delicatamente separare il circostante grasso, tessuto connettivo e vasi incorporati froM essa tirando in senso opposto. Fissare la punta uretric al termine di un filo chirurgico (Prolene 6-0, Ethicon, cat. No. 8697H) e perforare la parte superiore della vescica con l&#39;ago inserito precedentemente preparato. Tirare l&#39;uretere attraverso la vescica e uscirne alla base attraverso una seconda perforazione. </li><li> Fissare la precedenza dagli ureteri separato tessuto nella parte superiore della vescica con filo chirurgico (Ethilon 9-0). Tagliare la punta del uretere con il filo chirurgico annesso e tirare l&#39;uretere nella vescica spingendo delicatamente dal basso. Successivamente, chiudere la seconda puntura vescicale con filo chirurgico (Ethilon 9-0). </li><li> Chiudere la parete addominale e la pelle da due suture continue ma separate utilizzando filo di sutura chirurgico (Mersilene 0). Disinfettare la ferita con Pividon Iodio e amministrare buprenorfina (0,1 mg per kg / BW / bid) sc per tre giorni dopo l&#39;intervento chirurgico per controllare il dolore delle ferite. </li></ol> 3. Imaging Allograft Rifiuto<ol><li> Anestetizzare ratto non a digiuno con isoflurano 2-2,5%. </li><li> 30 MBq FDG (30 MBq FDG in 0,1 ml 0,9% NaCl) sono somministrati iv tramite cateterizzazione una vena della coda laterale utilizzando un catetere G 24 (Braun, Introcan, 4.252.500-01). In seguito, spurgare il catetere con 0,9 ml di soluzione di NaCl allo 0,9%. </li><li> Lasciare il topo in un dispositivo di immobilizzazione senza anestesia fino all&#39;inizio della scansione e idratare l&#39;animale da iniezione endovenosa di 1 ml di soluzione di NaCl allo 0,9% ogni ora. </li><li> Rat ri-anestetizzare con isoflurano 2% subito prima che la ricerca inizi. </li><li> Mettere ratto anestetizzato in una ad alta risoluzione da camera-based multi-filo animale PET fotocamera quadHIDAC (Oxford Positron Systems Ltd, Oxford, UK). La risoluzione spaziale della PET scanner è di 1,0 mm ed è costante su tutta FOV (diametro, 165 mm; lunghezza assiale di 280 mm). Monitoraggio e controllo della temperatura corporea durante la scansione utilizzando un sensore di temperatura rettale e l&#39;anestesia controllo con un ossimetro di impulso. </li><li> Avviare acquisizione dinamica di 60 min partenza 180 min dopo la FDG-iniezione per ridurre l&#39;accumulo di tracciante nei reni causati dalla escrezione renale di FDG. </li><li> Applicare 5 MBq di 18 F-fluoro iv ed eseguire un&#39;altra scansione PET immediatamente dopo l&#39;iniezione 18 F-fluoro per 60 min senza spostare la posizione del ratto nello scanner per l&#39;identificazione di parenchima renale e per il calcolo del 18 F-spazio 5. Ricostruire le immagini da entrambe le scansioni. Tracciare manualmente un volume di interesse (VOI) sulle immagini ricostruite 2 min dopo l&#39;iniezione di 18 F-fluoruro (perfusione-fase) intorno corteccia renale e trasferire il VOI alle immagini FDG. Escludere attentamente la pelvi renale da VOI. Ricostruire le immagini da entrambe le scansioni e tracciare manualmente un volume di interesse (VOI) intorno corteccia renale. Dati list-mode sono stati ricostruiti in immagini con una dimensione voxel di 0,4 × 0,4 × 0,4 millimetri 3. Escludere attentamente la pelvi renale da VOI. </li><li> Calcola FDG per il rapporto of conteggi totali e il volume e calcolare la percentuale della dose iniettata (% ID). Abbiamo usato MATLAB (versione R2011b, MathWorks, Natick, MA, USA) e di imaging tomografico (TIM) Versione 2.8 per l&#39;analisi delle immagini. </li></ol>

<ol><li>Wu, O., Levy, A. R., Briggs, A., Lewis, G., Jardine, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+rejection+and+chronic+nephropathy%3A+a+systematic+review+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Acute rejection and chronic nephropathy: a systematic review of the literature.</a> Transplantation. 87, 1330-1339 (2009).</li>
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</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

L&#39;imaging FDG-PET è una nuova opzione per la diagnosi di rigetto acuto. A causa della sua natura non invasiva e specifici, FDG-PET è vantaggi rispetto alla diagnostica classica da Core ago biopsia. In contrasto con la dimensione del campione limitata di una biopsia, analisi FDG-PET tutta innesto. Inoltre, si può applicare a pazienti in terapia anticoagulante, e si può effettuare misure di PET ripetutamente ad esempio per monitorare l&#39;efficienza di trattamento 4. Inoltre, abbiamo già dimostrat...

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Attrezzatura&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Pinza per ago di Mathieu - 14 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>12010-14</td><td></td></tr><tr><td>Pinza microchirurgica Castroviejo - 9 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>12061-01</td><td></td></tr><tr><td>Forbici chirurgiche - Appuntite_Ottime</td><td>Fine Science Tools</td><td>14001-12</td><td></td></tr><tr><td>Forbici ad iris - ToughCut dritte 11,5 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-11</td><td></td></tr><tr><td>Forbici a molla Vannas per studenti</td><td>Fine Science Tools</td><td>91500-09</td><td></td></tr><tr><td>Forbici a molla Vannas - Lame da 3 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Pinze per tessuti da studente - 1x2 denti 12 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>91121-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinze Dumont SS-45 - Inox Medical</td><td>Fine Science Tools</td><td>11203-25</td><td></td></tr><tr><td>Applicatore di clip micro-Serrefine con blocco</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Serrefine 6 mm x 1 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-03</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Serrefine 4 mm x 0,75 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Reagente&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Isoflurano (&lt;em&gt;ad es.&lt;/em&gt; Forene 100% v/v)</td><td>Abott</td><td></td><td></td></tr><tr><td>antiseptico cutaneo (&lt;em&gt;ad es.&lt;/em&gt; Octeniderm)</td><td>Sch&amp;#252;lke</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iodopovidone (&lt;em&gt;ad es.&lt;/em&gt; Betaisodona)</td><td>Mundipharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>unguento oftalmico (&lt;em&gt;ad es.&lt;/em&gt; Bepanthen)</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina (&lt;em&gt;ad es.&lt;/em&gt; Temgesic)</td><td>RB Pharmaceuticals</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Soluzione di perfusione HTK (&lt;em&gt;ad es.&lt;/em&gt; CUSTODIOL HTK)</td><td>Dr. Franz K&amp;#246;hler Chemie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Filo chirurgico Mersilene 0</td><td>Ethicon</td><td>EH6665E</td><td></td></tr><tr><td>Filo chirurgico Mersilene 4-0</td><td>Ethicon</td><td>EH6732H</td><td></td></tr><tr><td>Filo chirurgico Prolene 6-0</td><td>Ethicon</td><td>8697H</td><td></td></tr><tr><td>Filo chirurgico Ethilon 9-0</td><td>Ethicon</td><td>2809G</td><td></td></tr><tr><td>Filo di seta chirurgica 5-0</td><td>V&amp;#246;mel</td><td>14739</td><td></td></tr><tr><td>Canula (&lt;em&gt;ad es.&lt;/em&gt; Microlance 3, 27G &amp;#190;)</td><td>BD</td><td>302200</td><td></td></tr></tbody></table>

imaging non invasivo di acuta alloinnesto rigetto dopo trapianto renale rat utilizzo<sup&gt; 18</sup&gt; f-fdg pet

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

Il numero di pazienti con malattia renale allo stadio terminale, e il numero di riceventi trapianto allogenico di rene aumenta continuamente. Gli episodi di rigetto acuto cellulare (AR) sono un fattore prognostico negativo per la sopravvivenza del trapianto a lungo termine, e la sua diagnosi tempestiva è fondamentale per la funzionalità dell&#39;organo trapiantato 1. Allo stato attuale, AR può essere definitivamente diagnosticata solo mediante biopsia core-ago, che, come un metodo invasivo, scopre significativo rischio di lesioni o addirittura la perdita dell&#39;innesto. Inoltre, le biopsie non sono fattibili in pazienti che assumono farmaci anticoagulanti e il sito di campionamento limitato di questa tecnica può portare a risultati falsi negativi se l&#39;AR è focale o irregolare. Di conseguenza, questo ha dato luogo a una continua ricerca di nuovi metodi di rilevazione AR, che spesso deve essere fatto in animali, compreso l&#39;uso di vari modelli di trapianto. Dall&#39;inizio degli anni &#39;60 il trapianto renale ratto è un metodo sperimentale consolidata per l&#39;esazione e l&#39;analisi di AR 2. Noi qui presenti oltre piccola tomografia a emissione di positroni animali (PET) con 18 F-fluorodeossiglucosio (FDG) per valutare AR in un ratto uninephrectomized renale modello di trapianto allogenico e proporre innesto di imaging FDG-PET come una nuova opzione per un non-invasiva, specifica e la diagnosi precoce di AR anche per la situazione umana 3. Inoltre, questo metodo può essere applicato per il follow-up per migliorare il monitoraggio del rigetto del trapianto 4.

Istologia Durante AR leucociti, cioè soprattutto linfociti T sono reclutati nel trapianto, mentre la gravità del rigetto viene riflessa dal grado di infiammazione. Nel periodico-Acid-Schiff (PAS) colorazione raffigurato qui (figura 1), il trapianto renale mostra significativi segni istologici di AR, ovvero glomerulite, tubulitis, endothelialitis e infiltrazione innesto (figura 1, ATX Pod4) (POD = giorno post-operatorio) mentre segnali di rigetto sono a...

Siamo qui presentiamo un modello di trapianto di rene di ratto per valutare in modo non invasivo rigetto acuto utilizzando la tomografia ad emissione di positroni con 18F-fluorodeossiglucosio.

Imaging non invasivo di acuta Alloinnesto rigetto dopo trapianto renale Rat Utilizzo<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

Il numero di pazienti con malattia renale allo stadio terminale e il numero di riceventi di allotrapianto di rene sono in continuo aumento. Gli episodi di rigetto cellulare acuto...

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Questo articolo descrive l'imaging multimodale di tessuti cancerosi con diagnostica per immagini PET e TC utilizzando un radiotracciante 18F-FDG. Il tessuto canceroso con elevata attività glicolitica assorbe più 18F-FDG.

Scansione PET/TC basata su FDG: un metodo per l'utilizzo del radiotracciante per l'imaging non invasivo del metabolismo tumorale

Il danno cerebrale derivante dall'ischemia cerebrale può essere esaminato in modo non invasivo e studiato nei ratti utilizzando la tomografia a emissione di positroni preclinica accoppiata con la sonda radioattiva iniettabile, 18F-fluorodesossiglucosio. Inoltre, l'uso di moderni strumenti software che includono modelli cerebrali VOI (Volume of Interest) aumenta notevolmente le informazioni quantitative raccolte da questi studi.

Imaging non invasiva e analisi di ischemia cerebrale in ratti Living Utilizzando Positron Emission Tomography con<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG

Qui, presentiamo un protocollo per studiare l'immunologia del rigetto. Il modello chirurgico presentato riporta un breve tempo operatorio e una tecnica concisa. A seconda della combinazione di ceppo donatore-ricevente, il rene trapiantato può sviluppare rigetto cellulare acuto o danno cronico da allotrapianto, definito da fibrosi interstiziale e atrofia tubulare.

Mouse trapianto renale: Modelli di Allograft Rifiuto

La cicloaddizione di Diels-Alder per la domanda di elettroni inversi bioortogonali è stata sfruttata per creare una strategia di imaging PET premirata efficace e modulare per il cancro. In questo protocollo, le fasi di questa metodologia sono descritte nel contesto di un sistema modello che impiega l'anticorpo mirato al cancro del colon-retto huA33 e un radioligando marcato con 64Cu.

Sfruttando la domanda Bioorthogonal Inverse Electron Diels-Alder cicloaddizione per Pretargeted PET Imaging

L'integrina di3 α βvè un tipo di proteina di adesione che è altamente espresso sulle cellule endoteliali attivate che subiscono l'angiogenesi. Quindi, valutando l'integrità dell'integrina è di grande interesse in oncologia. Qui, presentiamo un metodo per preparare 68Ga-etichetta radiopeptides e un metodo per valutarne l'efficacia biologica.

Preparare un 68Ga-etichettato arginina glicina aspartato (RGD)-peptide per l'angiogenesi

Lo scopo di questo manoscritto e protocollo è quello di spiegare e dimostrare in dettaglio la procedura chirurgica del trapianto di rene ortotopico nei ratti. Questo metodo è semplificato per ottenere la corretta perfusione del rene donatore e abbreviare il tempo di riperfusione utilizzando la tecnica di anastomosi del polsino venoso e ureterale.

Trapianto di rene ortotopico ratto: un nuovo approccio chirurgico semplificato

Il modello di trapianto renale ortotopico di ratto contribuisce a studiare il meccanismo di rigetto dell'allotrapianto renale. Il modello attuale aumenta la sopravvivenza dei riceventi senza interferenze con l'afflusso di sangue e il reflusso venoso della parte inferiore del corpo utilizzando un'anastomosi end-to-end dell'impianto renale e un metodo "tunnel" end-to-side di anastomosi uretere-vescica.

Un modello di trapianto renale ortotopico di ratto per il rigetto dell'allotrapianto renale

Qui, presentiamo un protocollo per creare xenotrapianti di carcinoma epatocellulare ortotopico con e senza legatura dell'arteria epatica ed eseguire la tomografia ad emissione di positroni (PET) non invasiva dell'ipossia tumorale utilizzando [18 F]Fluoromisonidazolo ([18 F]FMISO) e [18 F]Fluorodesossiglucosio ([18F]FDG).

Imaging PET/RM non invasivo in un modello murino ortotopico di carcinoma epatocellulare

Qui, presentiamo un protocollo sperimentale di imaging per la quantificazione della funzione cardiaca e della morfologia utilizzando la tomografia ad emissione di positroni ad alta risoluzione / tomografia computerizzata per piccoli animali. Vengono considerati sia i topi che i ratti, discutendo i diversi requisiti degli agenti di contrasto della tomografia computerizzata per le due specie.

Tomografia cardiaca ad emissione di positroni ad alta risoluzione/tomografia computerizzata per piccoli animali

Qui, presentiamo un protocollo per utilizzare l'imaging PET/CT [68Ga]-NOTAFAP-2286 per mostrare un'elevata sensibilità nel rilevare e localizzare con precisione le lesioni tendinee.

PET/CT con [68Ga]-NOTA-FAP-2286 per l'imaging di lesioni tendinee in modelli di lesioni del tendine d'Achille di ratto

Scopri un metodo di imaging non invasivo per valutare il rigetto acuto del trapianto renale nel ratto utilizzando la PET con 18F-FDG. Questa tecnica consente di monitorare l'attività metabolica e migliorare la comprensione dei meccanismi di rigetto.

Imaging non invasivo di acuta Alloinnesto rigetto dopo trapianto renale Rat Utilizzo

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