Name: A lungo termine, ad alta risoluzione confocale Lapse Imaging Tempo di Cotyledon Arabidopsis durante la germinazione (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 1 s
Description: Impara l'imaging confocale time-lapse ad alta risoluzione per studiare lo sviluppo epidermico in Arabidopsis durante la germinazione. Questo metodo consente di tracciare dinamicamente proteine fluorescenti e la differenziazione degli stomi.

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Ringraziamo Amanda Rychel per l&#39;assistenza allo sviluppo del time lapse protocollo e Lynn Pillitteri per la costruzione :: POLAR POLAR-eGFP. Siamo anche grati a ABRC per la prestazione del pm-rb costruire. Questo protocollo è stato sviluppato attraverso un sostegno da parte del PRESTO premio da Giappone Scienza e Tecnologia Agenzia. La ricerca sulle POLAR è stata sostenuta anche dalla University of Washington Libera Research Fund (RRF-4098) e la National Science Foundation (MCB-0855659). KMP è un NSF Graduate Research Fellow (DGE-0718124), ed è un KUT HHMI-GBMF investigatore.

1. Seed Sterilizzazione <ol><li> Preparare soluzione di sterilizzazione delle sementi: candeggina per uso domestico al 33%, 0.1% Triton X-100. </li><li> Semi place trasportano desiderato costrutto fluorescente reporter (s) e genotipo (s) in 1.7 ml e applicare 1 ml di soluzione di sterilizzazione. Incubare il nutator per 15 min. </li><li> In una cappa sterile, utilizzare una pipetta per rimuovere la soluzione di sterilizzazione da tubo, lasciando dietro di semi. Lavare con 1 ml di acqua sterile. Ripetere quattro volte. </li><li> Incubare a 4 ° C per due o più giorni. </li></ol> 2. Preparazione di Slide media Camera <ol><li> Mescolare 20 ml di soluzione 0,5% di Agar Bacto (non puro agarosio) in acqua in un pallone da 200 ml, e microonde fino a dissoluzione. Prestare attenzione durante l &#39;ebollizione della soluzione. </li><li> Raffreddare la soluzione a circa 60 ° C. </li><li> Raccogliere 1 ml di soluzione di agar con una pipetta e lentamente si applicano al vetro di copertura all&#39;interno della scatola di controllo (Lab-Tek II Chambered # 1.5 Sistema vetrino tedesco). Soluzione which è troppo caldo o applicato troppo velocemente, potrebbe fondersi colla o vetro crack. </li><li> Immediatamente aggiungere un secondo ml di soluzione di agar. Agar dovrebbe coprire completamente il fondo della camera di scorrimento. Questo supporto minimo è sufficiente a sostenere lo sviluppo di un impianto di cotiledone, che contiene sostanze nutritive immagazzinate, per quattro o cinque giorni, mantenendo l&#39;umidità e permettendo la diffusione del gas. </li><li> Diapositiva Cool di banco con camera coperto. Se il pallone è coperto ermeticamente, soluzione può essere salvata e riscaldato per un uso futuro. </li></ol> 3. Seed Dissection <ol><li> Rimuovere il tubo di sementi sterili da 4 ° C di stoccaggio. </li><li> Mettere un fazzoletto di carta sul palco di un microscopio da dissezione e bagnare con acqua. Regolare tessuto per creare una superficie liscia. Tessuto viene utilizzato per stabilizzare semi per dissezione. </li><li> Pipettare 20-30 semi dal tubo al tessuto, avendo cura di disporli in campo di applicazione dissezione di vista. </li><li> Utilizzando pinze taglienti (Roboz, # 5 punta biologia), Rimuovere con cautela il cappotto di seme dall&#39;interno piantina. Sia tegumenti esterni e interni devono essere rimossi. </li><li> Quando l&#39;imaging del cotiledone, è utile per rimuovere l&#39;ipocotilo e radichetta. Cotiledoni contengono sostanze nutrienti sufficienti per sviluppare per diversi giorni ai sensi del presente protocollo. Se intatta, l&#39;ipocotilo si raddrizzano e allungare notevolmente, spostando il cotiledone fuori del campo di vista time lapse. Utilizzare un bisturi per tagliare i cotiledoni liberi dell&#39;ipocotilo. </li><li> Tenere cotiledoni sezionati immersi in acqua, in un microtubo o simili. </li><li> Ripetere 3,4-3,6 finché il numero desiderato di cotiledoni è raggiunto. 15-20 dissezioni di successo si raccomanda prima del montaggio. </li></ol> 4. Cotiledoni di montaggio nella diapositiva Camera <ol><li> Utilizzando un piccolo (18 mm 2) coprioggetto, tagliare i media agar e sollevare l&#39;intero livello fino dalla base in vetro della diapositiva Camera. </li><li> Pipettare sezionato cotiledoni con un minimo di acqua in possesso ditubo nella scatola di controllo, sotto lo strato di agar sollevato. </li><li> Abbassare delicatamente l&#39;agar sui cotiledoni. Se l&#39;acqua in eccesso è presente, distaccandosi con un fazzoletto di carta, facendo attenzione a non disturbare i cotiledoni. I campioni non dovrebbero più muoversi facilmente quando montaggio è completo. </li><li> Posizionare il coperchio sul vetrino della camera e slide passaggio alla fase microscopio. </li></ol> 5. Time Lapse Imaging <ol><li> Impostare invertito microscopio confocale per l&#39;immagine del fluoroforo desiderata (s). LSM700 parametri utilizzati: per la GFP, eccitazione a 488 nm e la raccolta con un filtro passa-banda a 440-530 nm, per la richiesta di offerta, eccitazione a 555 nm e la raccolta con un filtro passa-banda a 570-610 nm. </li><li> Controllare i campioni montati per danni. Programmare le posizioni dei intatte, montato correttamente cotiledoni nel software microscopio. Nello Zen 2009: Focus su un cotiledone con obiettivo 20x e spostare obiettivo al centro della scatola di controllo. In modalità di acquisizione, cambiare lo zoom a 0,5 e taglia &lt;/ Em&gt; di 48x48 pixel. Seleziona la casella Posizioni e panoramica immagine Scan ... pulsante sotto Posizioni, quindi aumentare il numero di piastrelle orizzontale e verticale a 30-35. Quando la scansione è completata, fare clic sul pulsante Posizioni nella scheda Dimensioni e mirino posto in ogni cotiledone ad osservare. </li><li> Impostare serie z che comprende l&#39;epidermide cotiledone di tutti Zen samples.In 2009: Fare clic sulla casella di controllo Z-Stack. Selezionare ogni posizione sotto Lista Posizione e fare clic sul pulsante Sposta. Concentrarsi sul piano superiore dell&#39;epidermide cotiledone e fare clic sul pulsante Prima Set in Z-Stack. Fuoco per la posizione più bassa in cui epidermide è utilmente visibile e fare clic sul pulsante Ultimo set. Fare clic sul pulsante accanto a ottimale, che mostra il miglior z-spessore di strato, per impostare. Controllare ogni cotiledone per confermare che le impostazioni comprendono tutti i campioni, i parametri z non può essere impostata per indivposizioni residuali in Zen 2009. </li><li> Impostare serie temporali a risoluzione desiderata e la lunghezza. Intervalli di 15-30 minuti per tre giorni sono efficaci per la dinamica della proteina nella divisione delle cellule dell&#39;epidermide. Questo intervallo può essere cambiata come necessario. Nello Zen 2009: Fare clic sulla casella di controllo di serie storica. In Time Series, impostare Cicli per il numero di immagini desiderate usando il cursore o digitando nel campo di testo. Imposta intervallo a 30 e utilizzare il menu a discesa per selezionare min. </li><li> Inizia xyzt multi-posizione di scansione. Si noti che il numero di posizioni deve essere limitato dalle specifiche di scansione, se il tempo di scansione totale è maggiore dell&#39;intervallo desiderato, i punti di tempo non sarà corretta. Un massimo di sei posizioni simultanee sono possibili quando l&#39;imaging GFP e RFP a 59 z-fette in un intervallo di 30 minuti con il nostro sistema. Nello Zen 2009: Grandezza Passare alla risoluzione desiderata e fare clic su Avvia esperimento. </li></ol> 6. Video Editing <ol><li> Dal file confocale di dati, fare una intensità massima z-proiezione di ogni tempo / posizione di combinazione e di esportazione di file di immagine in un formato lossless come TIFF. I nomi dei file devono essere in una serie per la posizione (ad esempio, POLAR-GFP_pos1_0001, POLAR-GFP_pos1_0002, ecc, non POLAR-GFP_0001_pos1) per il software per combinarli in un film. Nello Zen 2009: Copia Usa: Sottoinsieme nella scheda di elaborazione per dividere le posizioni in file separati, quindi di proiezione massima intensità. Infine, l&#39;esportazione in formato TIFF (File: Export, Full finestra immagine risoluzione - serie). </li><li> Utilizzare FIJI 7,8 per allineare le immagini successive eseguendo la macro bUnwarpJ 9 (Plugins: Registrazione: bUnwarpJ). Modifica della modalità di registrazione su Mono. Tutte le Opzioni avanzate è possibile utilizzare i valori predefiniti. Per le lunghe sequenze time lapse, scaricare e installare la macro &quot;Affine + Coerentemente registrazione elastica Immagine 2D&quot;, che si applicherà bUnwarpJ ad una serie di immagini automaticamente, e aperto yi nostri dati utilizzando File: Import: Image Sequence di usarlo. Deselezionare MOPS estrazione punti di riferimento e di esecuzione. </li><li> Utilizzare FIJI / ImageJ o Quicktime Pro per aprire la sequenza di immagini allineate e salvare nel formato video desiderato (AVI è una buona scelta). </li></ol>

<ol><li>Sulston, J. E., Schierenberg, E., White, J. G., Thomson, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Embryonic+Cell+Lineage+of+the+Nematode+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The Embryonic Cell Lineage of the Nematode Caenorhabditis elegans.</a> Developmental Biology. 100, 64(1983).</li>
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<li>Campilho, A., Garcia, B., Toorn, H. V., Wijk, H. V., Campilho, A., Scheres, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-Lapse+Analysis+of+Stem-cell+Divisions+in+the+Arabidopsis+thaliana+Root+Meristem%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Journal%22%5BJournal%5D)">Time-Lapse Analysis of Stem-cell Divisions in the Arabidopsis thaliana Root Meristem.</a> Plant Journal. 48, 619(2006).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Questo time-lapse tecnica confocale per studi longitudinali di espressione della proteina fluorescente tag e localizzazione in singole cellule dell&#39;epidermide cotiledone Arabidopsis, che nel caso delle proteine ​​che cambiano dinamicamente POLARI e gli altri è fondamentale per una corretta comprensione della loro funzione. Precedentemente, sostenuta immagini time lapse è stato utilizzato per esaminare infezione fungina Arabidopsis radice 11 e crescita meristema 5,12, ma aggiun...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reagente </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti </td></tr><tr><td> Bacto Agar </td><td> BD </td><td> 214010 </td><td></td></tr><tr><td> One-camera di scorrimento </td><td> Nunc (Thermo Scientific) </td><td> 155360 </td><td> O due-camera (155379) </td></tr><tr><td> Microscopio a scansione laser confocale </td><td> Zeiss </td><td> LSM700 </td><td> Zen 2009 software </td></tr><tr><td> 20x lente dell&#39;obiettivo </td><td> Zeiss </td><td> 420650-9901 </td><td> NA 0.8, Plan-Apochromat </td></tr><tr><td> Dissezione microscopio </td><td> Benz (Nazionale) </td><td> 431TBL </td><td> Si illumina dal basso </td></tr><tr><td> # 5 pinze, biologia punta </td><td> Roboz strumento chirurgico </td><td> RS-4978 </td><td> Punte molto sottilisono critiche </td></tr></tbody></table>

a lungo termine, ad alta risoluzione confocale lapse imaging tempo di<em&gt; cotyledon arabidopsis</emepidermide&gt; durante la germinazione

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imaging nella dinamica in vivo del comportamento cellulare durante una sequenza di sviluppo può essere una potente tecnica per capire la meccanica del patterning tessuto. Durante lo sviluppo degli animali, la proliferazione cellulare e gli eventi chiave di patterning avvenire molto rapidamente. Per esempio, in Caenorhabditis elegans tutte le divisioni cellulari necessarie per il piano di corpo larvale vengono completate entro sei ore dopo la fecondazione, con sette cicli mitotici 1; le mitosi sedici o più di embriogenesi Drosophila si verificano in meno di 24 ore 2. In contrasto, le divisioni cellulari durante lo sviluppo della pianta sono lenti, tipicamente dell&#39;ordine di un giorno 3,4,5. Questo impone una sfida unica e la necessità di lungo termine di imaging in tempo reale per documentare comportamenti dinamici di divisione cellulare e di eventi di differenziazione durante l&#39;organogenesi pianta. Epidermide Arabidopsis è un sistema eccellente modello per la segnalazione inquirenti, il destino della cellula, e lo sviluppo delle piante. Nel cotiledone, questo tessuto è composto da aria e ad acqua cellule resistenti pavimentazione intervallati da stomi uniformemente distribuito, valvole che si aprono e chiudono per controllare lo scambio di gas e la perdita di acqua. Spaziatura corretta di questi stomi è fondamentale per la loro funzione, e il loro sviluppo segue una sequenza di divisione asimmetrica e gradini di differenziazione cellulare per produrre l&#39;epidermide organizzata (Fig. 1). Questo protocollo permette l&#39;osservazione di cellule e proteine ​​nell&#39;epidermide più giorni di sviluppo. Questo lasso di tempo permette una precisa documentazione di cellule staminali divisioni e differenziazione delle cellule epidermiche, tra cui stomi e le cellule epidermiche pavimentazione. Proteine ​​fluorescenti possono essere fusi a proteine ​​di interesse per valutare la dinamica durante la divisione cellulare e processi di differenziazione. Questa tecnica permette di comprendere la localizzazione di una nuova proteina, POLAR 6, durante la fase di proliferazione di cellule di lignaggio stomatica-in the cotiledone epidermide Arabidopsis, in cui è espresso in cellule precedenti eventi divisione asimmetrica e si muove a una caratteristica zona della corteccia cella poco prima della divisione si verifica. Le immagini possono essere registrate e video razionalizzato facilmente realizzato utilizzando il software di pubblico dominio per visualizzare la localizzazione dinamica delle proteine ​​e tipi di cellule che cambiano nel corso del tempo.

<html> Una serie di punti temporali informativi raccolti con questo metodo è illustrato nella figura 3. Le membrane cellulari sono etichettati con RFP (pm-rb) e GFP è fusa alla proteina POLAR sotto il suo promotore nativo (POLAR :: POLAR-GFP) 6 A 30 minuti scala di tempo, vediamo divisioni cellulari con i cambiamenti nella localizzazione delle proteine precedute. Divisioni cellulari asimmetriche nella forma lignaggio degli stomi delle cellule staminali-come precursori chiamati stomi m...

Descriviamo un protocollo mediante diapositive da camera e media per immobilizzare cotiledoni di impianto per l&#39;imaging confocale dell&#39;epidermide più giorni di sviluppo, documentazione differenziazione stomatica. Proteine ​​fluoroforo-tag possono essere monitorati in modo dinamico attraverso l&#39;espressione e la localizzazione subcellulare, aumentare la comprensione dei ruoli possibili durante la divisione cellulare e la differenziazione delle cellule-tipo.

A lungo termine, ad alta risoluzione confocale Lapse Imaging Tempo di<em&gt; Cotyledon Arabidopsis</emEpidermide&gt; durante la germinazione

L'imaging in vivo delle dinamiche del comportamento cellulare durante una sequenza di sviluppo può essere una tecnica potente per comprendere la meccanica del tessuto...

L'obiettivo del seguente esperimento è visualizzare i primi eventi dello sviluppo epidermico dopo la germinazione del seme a livello cellulare. Questo risultato si ottiene innanzitutto rimuovendo il tegumento per permettere una chiara visione del kosin come secondo passaggio. I kosin vengono quindi montati sotto uno strato di agar che li immobilizza e ne sostiene lo sviluppo; successivamente viene effettuata un'acquisizione temporale ripetuta per diversi giorni al fine di osservare in vivo la crescita e la divisione delle cellule epidermiche.Sono stati ottenuti risultati che mostrano un'espressione genica dinamica e il localizzazione delle proteine basata sulla fluorescenza visibile. Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come immagini fisse della colorazione con Gus o fusioni GFP, è che consente di osservare il movimento dinamico delle proteine durante la divisione cellulare e la differenziazione. I semi di Arabidopsis per questo esperimento vengono sterilizzati in una soluzione di sterilizzazione costituita da candeggina al 33% e Triton X-100 allo 0,1%: posizionare i semi portatori dei costrutti reporter fluorescenti e dei genotipi desiderati in u

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