Name: Modelli murini per larteriosclerosi Graft (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-05-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 37 s
Description: Scopri il modello murino di trapianto di vasi per studiare l'arteriosclerosi del graft. Questo protocollo consente di valutare l'impatto di modificazioni genetiche sulla patogenesi vascolare.

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Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni NIH R01 HL109420 a WM e AHA 9320033N a LY.

Topo allotrapianto e singenico modello di trapianto di innesto Tutti gli studi sugli animali sono stati approvati dalla cura degli animali istituzionale e comitati uso di Yale. Per il modello di allotrapianto, segmenti di aorta toracica da maschio, 4-5 settimane vecchia WT (C57BL/6J) o IFN-γR-KO sono stati interposti in aorta addominale del destinatario femminile, 8-12 settimane di età WT utilizzando un end-to -end microchirurgico tecnica anastomotica (vedi successivo per i dettagli). Per il modello innesto singenico, segmenti di aortae toracica da Male, la settimana 4-5 topi WT sono stati interposti nella aortae addominale del maschio, 8-12 settimane di età IFN-γR1-KO con una soluzione end-to-end microchirurgico tecnica anastomotica. Dopo 1 settimana dopo l&#39;intervento, gli animali sono stati inoculati iv con Ad5.CMV-topo IFN-γ o Ad5.CMV-LacZ (Qbiogene) a 1 x 10 9 PFU. Siero del mouse IFN-γ livelli sono stati misurati mediante test ELISA (eBioscience) a 1 e 5 settimane dopo la somministrazione di adenovirus. Taluni animali hanno ricevuto BrdU(Sigma-Aldrich) a 100 mg / kg sc per 2 settimane prima del sacrificio. End-to-end microchirurgica tecnica anastomotica (video verranno intraprese per questa parte): 1. Procedura donatore <ol><li> Anestetizzare i topi donatori con iniezioni intraperitoneali di ketamina (50 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg). </li><li> Dopo aver verificato l&#39;anestesia adeguata, mettere i topi donatori sotto il microscopio operatorio a X8-30 ingrandimento su un vassoio in posizione supina, e l&#39;uso di iodio Prep Pad e alcol Prep Pad per la preparazione della parete toracica. </li><li> Incidere la parete toracica anteriore attraverso le nervature e il diaframma per esporre il cuore. </li><li> Aprire l&#39;atrio destro, iniettare 10 ml di eparina (100 U / ml) di soluzione salina nel ventricolo sinistro per svuotare i topi utilizzando una siringa da 10 ml con un ago calibro 25. </li><li> Resecare cuore e polmoni per esporre l&#39;intera lunghezza dell&#39;aorta toracica. </li><li> Sezionare attentamente l&#39;aorta toracica per minimizzare il trauma diretto, while identificare, legare e sezionare i rami legname che utilizzano 11-0 sutura vicino l&#39;aorta. </li><li> Una volta che l&#39;aorta toracica è libera dal tessuto circostante, accise tutta aorta toracica per il trapianto. </li><li> Lavare l&#39;estremità del taglio dell&#39;aorta donatore con eparina (100 U / ml) di soluzione salina, e memorizzarlo nella stessa soluzione sul ghiaccio (fino a 6 ore) fino al trapianto. </li></ol> 2. Procedura destinatario <ol><li> Iniettare i topi riceventi con ip ketoprofene (5 mg / kg) per l&#39;analgesia, e thenanesthetize i topi con ketamina ip (50 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg). I topi riceventi sono profondamente anestetizzati entro 10 minuti per una durata di 60-90 min. Durante l&#39;intervento, il livello di anestesia viene valutata ogni 15 min da pizzicare la parete addominale anteriore o il piede con pinze. Se l&#39;animale reagisce agli stimoli nocivi in ​​qualsiasi momento durante l&#39;intervento, un&#39;ulteriore dose di chetamina e xilazina (1/4 o 1/3 della dose originale) sarà somministrato per sc o im </li><li> Dopo aver verificato l&#39;anestesia adeguata, radere il pelo nella parete addominale anteriore con un rasoio elettrico, pulire la pelle con Iodio Prep Pad e alcol Prep Pad, coprire gli occhi con pomata oftalmica. Durante la chirurgia, le seguenti tecniche asettiche saranno utilizzati per le operazioni di pulizia, compreso il tavolo operatorio con 10% di candeggina, indossando guanti sterili e utilizzando strumenti di microchirurgia sterilizzati (strumenti sterilizzati per l&#39;inizio dell&#39;operazione, vetro poi caldo bead-sterilizzato strumenti tra i più operazioni, ecc.) </li><li> Collocare i topi riceventi al microscopio operativo ad un ingrandimento di X8-30 su un vassoio in posizione supina. </li><li> Incidere la parete addominale sulla linea mediana da xifoidea al pube, e diffondere la parete addominale le superfici usando un micro-retrattore per esporre la cavità addominale. </li><li> Ritrarre l&#39;intestino superiormente e avvolgere con una garza inumidita con soluzione fisiologica. I topi riceventi soffrano il freddo da perdita di heaT attraverso intestino esternalizzati. È importante mantenere il calore animale. Tuttavia, il bordo del riscaldamento non viene usato durante la chirurgia come modesta ipotermia è utile per prevenire lesioni spinali durante l&#39;occlusione del flusso ematico aortico e vi è poco efficiente trasferimento di calore con il flusso di sangue assente alla metà inferiore del corpo topi. </li><li> Spostare gli organi riproduttivi inferiormente, avvolgere le zone addome di topi riceventi con garza salina-soluzione-inumidito, e usarlo per ritrarre il retto al lato destro dell&#39;addome. I tessuti esposti sono irrigati periodicamente con soluzione salina durante il trapianto. </li><li> Sezionare senza mezzi termini un segmento di aorta sottorenale tra il vaso renale prossimale e distale biforcazione aortica e separare dalla vena cava inferiore (IVC) con attenzione. </li><li> Identificare e legare tutti i piccoli rami provenienti da questo segmento di aorta addominale utilizzando 11-0 poliammide monofilamento sutura. </li><li> Cross-clamp il segmento isolato di unaaorta bdominal utilizzando due morsetti vascolari proximately 5 millimetri a parte, uno ad ogni estremità. </li><li> Transezione l&#39;aorta addominale tra il morsetto con taglienti micro-forbici per creare i siti anastomosi. </li><li> Resecare un piccolo segmento di aorta addominale (fino a 0,4 mm di lunghezza) da una estremità tagliata di transected destinatario aorta per accogliere il graft aortico donatore. </li><li> Lavare i segmenti aortici tra i morsetti utilizzando soluzione fisiologica con eparina per rimuovere il sangue residuo. I segmenti aortici tra morsetti e l&#39;innesto aortico donatore sono irrigati periodicamente con eparina (100 U / ml) di soluzione salina (fino a 40 ml / kg) durante anastomosi. </li><li> Transezione entrambi i lati del donatore aorta con taglienti micro-forbici per creare un innesto segmento di 2,5 mm di lunghezza per il trapianto. </li><li> Posizionare l&#39;innesto aortico donatore in posizione ortotopico, anastomose estremità prossimale e distale del donatore dell&#39;innesto a fine taglio prossimale e distale del destinatario dell&#39;aorta addominale, rispettivamente, con un fine-tmodello o-end utilizzando 11-0 poliammide monofilamento sutura. </li><li> Per le continue suture, posizionare i punti di sutura soggiorno a 3 e 9 posizioni in primo luogo. Tra due suture a ogni lato del graft, anastomose entrambi i bordi tagliati in 3-4 punti utilizzando le suture in esecuzione, e legare le suture in esecuzione per rimanere suture con un doppio nodo. Poiché i due strati di chiusura sono continui, il rischio di deiscenza è aumentato. L&#39;innesto aortico donatore dovrebbe essere di lunghezza adeguata per collegare all&#39;estremità di taglio prossimale e distale del destinatario della aorta addominale. </li><li> Per i punti staccati, costruire quattro anastomosi a 3 e 9 posizioni in entrambi i lati del trapianto in primo luogo, e anastomose entrambi i bordi tagliati in 3-4 punti di sutura tra due punti di sutura soggiornare in ogni lato del trapianto. </li><li> Rilasciare il morsetto distale per consentire il flusso retrogrado in trapianto, identificare le sedi di sanguinamento e fare punti aggiuntivi entro 3 minuti. </li><li> Dopo aver accertato l&#39;emostasi soddisfacente, allentare il morsetto prossimale. </li><li> Confermare la pervietà dell&#39;innesto dalla presenza di pulsazione vigorosa l&#39;innesto e il segmento adiacente prossimale dell&#39;aorta addominale nativa, in particolare nel segmento adiacente distale dell&#39;aorta addominale e mesenterica inferiore. Considerare trombosi in siti anastomotiche se la pulsazione diminuisce nel giro di pochi minuti dopo il ripristino del flusso sanguigno. </li><li> Restituire l&#39;intestino nella cavità addominale. </li><li> Suturare chiudere la parete addominale utilizzando 5-0 sutura in nylon strato muscolare e lo strato della pelle, rispettivamente. </li><li> Mettere i topi riceventi in una gabbia pulita sulla sommità di una piastra elettrica, e aspettare 1-2 ore per i topi a riprendere coscienza e recuperare da anestesia. È importante mantenere un&#39;adeguata animale calore durante il recupero. Tenere i topi in gabbia caldo e asciutto prima di scia animale dall&#39;anestesia. </li><li> Valutare la funzione motoria degli arti posteriori dopo il recupero topi, e di nuovo il secondo giorno. Un intervento chirurgico di trapianto di successo verrà confermato if nessuna disfunzione degli arti posteriori è osservata in topi riceventi il ​​secondo giorno. </li><li> Amministrare i topi riceventi con ketoprofene in acqua potabile (5 mg / kg / d = 27 ug / ml in acqua potabile) per 48 ore. Se alcuni topi riceventi soffrono di dolore non trattato dagli analgesici postoperatori come dimostra la perdita di mobilità, il mancato sposo, anormale ricompattato postura, ecc, saranno sacrificati. Gli animali saranno sacrificati a fine punti predefiniti dopo 1-60 giorni. </li></ol> Analisi Graft Innesti di arteria del trapianto sono stati acquistati a 4 settimane e innesti a modello dell&#39;innesto singenico erano sei settimane dopo l&#39;intervento (5 settimane dopo l&#39;infezione virale) e analizzati mediante tecniche istologiche standard per Elastica-van Gieson (EVG) colorazione ematossilina eosina (HE) colorazione e colorazione di immunofluorescenza. Foto sono state scattate con un sistema di microscopia di immunofluorescenza (Zeiss). Conteggio delle cellule di nuclei circondati da immunoistochimica positiva è stata eseguireed in alto ingrandimento e in media da 5 sezioni per ogni innesto. Le misurazioni dell&#39;area innesto del lume (entro l&#39;endotelio), intimale (tra la lamina elastica interna ed endotelio, IEL), media (tra il IEL e della lamina elastica esterna, EEL), spessore di parete (tra la lamina elastica esterna ed endotelio) e vaso intero (entro l&#39;anguilla) sono stati calcolati da 5 seriali sezioni, 150 micron a parte per ogni innesto, utilizzando l&#39;analisi computer-assistita e NIH Immagine 1.60 ( <a href="http://rsbweb.nih.gov/nih-image/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/nih-image</a> ). L&#39;analisi statistica Tutti i dati sono espressi come media ± SEM. Due code, t test appaiati e un due vie ANOVA = analisi sono state eseguite utilizzando il programma software Prism (GraphPad Software). Differenze con p &lt;0,05 sono stati considerati come statisticamente significativi.

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</ol>

Non abbiamo nulla da rivelare.

I protocolli descritti si concentrano su modelli murini GA. Le procedure possono essere applicate ad altri modelli di trapianto innesto. Questi modelli includono xenotrapianto umanizzato (cioè segmenti di arterie coronariche umane interposti nella aortae infra-renale di topi immunodeficienti), e il rigetto acuto del mouse modello GA (cioè una aorta mouse da un ceppo genetico in un altro ceppo ricevente genetica). I nostri modelli murini descritti sono più per chiudere le lesioni GA umani. Il primo mode...

Arteriosclerois Graft (GA), chiamati anche vasculopatia allotrapianto, è una lesione patologica che si sviluppa nel corso di mesi o anni di organi trapiantati caratterizzate da diffusa, stenosi circonferenziale dell&#39;intero albero vascolare dell&#39;innesto 7. Fasi precoci possono causare stenosi eccentriche e focale che sono più evidenti nelle arterie, quindi più da vicino assomiglia stenosi visto in aterosclerosi convenzionale. La perdita lume dei vasi dell&#39;innesto risultati espansione intimale causa di infiltrazioni di cellule T e macrofagi ospite e soprattutto per l&#39;accumulo di matrice extracellulare e di muscolo liscio-come cellule originati da trapianto, host o entrambi 5, 13, 19, che è insufficientemente compensata da esterno nave rimodellamento. In allotrapianti cardiaci, le lesioni clinicamente più significative sono quelle nelle arterie coronarie e epicardiche intramiocardica. In definitiva, GA delle arterie coronarie provoca insufficienza cardiaca ischemica. GA è la principale causa di ritardo gr cardiacoperdita di poppa. Le stenosi di GA fermano le linee di sutura, che implica fortemente la risposta dell&#39;ospite a alloantigeni innesto nella sua patogenesi e che ci porta a classificare GA come una forma di rigetto cronico 3. Tuttavia, altre forme di lesione arteriosa può aumentare il rischio di GA, sia attraverso aumentando il carico netto di lesioni o intensificando e / o modulare la risposta allo immune. La cella (CE) rivestimento endoteliale delle arterie innesto viene conservata in GA umano e le regioni più superficiali del intimale adiacente al rivestimento CE è il sito più pesantemente infiltrati da host-derived IFN-γ-producono cellule T e macrofagi 11; nella alcuni pazienti GA è associato con lo sviluppo di alloanticorpi donatore-specifici che si legano a innesto EC 16 ma i vasi mostrano poca prova della necrosi fibrinoide che è caratteristica di rigetto acuto anticorpo-mediata 11. Il componente più critico di GA patogenesi è laproliferazione di cellule muscolari lisce-simili all&#39;interno del intima, se questo processo può essere arrestato, GA è improbabile a progredire. Precedente lavoro del nostro gruppo aveva dimostrato che intimas di segmenti di arterie coronariche umane interposti nella aortae infra-renale di topi immunodeficienti espandono in risposta a cellule T umane allogeniche adoptively trasferiti al donatore arteria e che questo processo potrebbe essere inibito neutralizzando umana IFN- γ 18. Inoltre esogeno IFN-γ umano potrebbe causare intimale (e mediale) cellule muscolari lisce (VSMC) proliferazione vascolare in questi innesti arteriosi in assenza di cellule umane T 15, 17. (E &#39;importante notare che uomo e topo IFN-γ non attraversare specie, escludendo gli effetti indiretti sulla ospite del mouse in questo sistema sperimentale). Questi modelli di topo umanizzato hanno il vantaggio di ricapitolare cellule T umano / interazioni delle cellule vascolari e il intimale Le lesioni sono in gran parte costituiti da cellule umane (cioè graft-derivato),Come è stato osservato in campioni clinici, ma non ricapitolare appieno la situazione clinica perché ignorano il ruolo dei macrofagi ospitanti e forse altri tipi di cellule coinvolte nelle lesioni trapianti clinici. Un modello convenzionale topo di questo processo potrebbe teoricamente risolvere questo problema, integrando le limitazioni del modello umanizzato coinvolgendo un sistema completo immunitario ospite e fornendo l&#39;ulteriore vantaggio di permettere la potenza di approcci genetici topo da applicare a GA. I due modelli di mouse più diffusi riguardano il trapianto di cuore eterotopico e arteria trapianto ortotopico 1. Le lesioni che si sviluppano nelle arterie dei trapianti di cuore eterotopico sono in gran parte costituiti da cellule ospiti, probabilmente di origine midollare, mentre le cellule intimale delle arterie a innesti cardiaci umani sono prevalentemente di origine innesto 5, 13, 19. Questa è una distinzione importante, che ha portato a sviluppare modelli alternativi del mouse. Interposizione diuna aorta topo da un ceppo in un altro ceppo ricevente mouse è ancora più limitata come modello per rigetto cronico nell&#39;uomo perché la risposta cellulo-mediata rigetto acuto in questo modello di topo elimina completamente tutte le cellule vascolari derivate dal donatore dal trapianto entro due-tre 19 settimane. Di conseguenza, le successive variazioni visti nel segmento del vaso interposto sono solo una risposta di cellule ospiti che hanno ripopolato il decellularized nave patibolo, creando una situazione estremamente artefatta di scarsa rilevanza come modello per i cambiamenti di vasi di innesto che si verificano nella clinica. Abbiamo recentemente sviluppato due nuovi modelli di mouse per aggirare questi problemi 21. Il primo modello prevede l&#39;interposizione di un segmento del vaso da un topo maschio in una femmina destinatario dello stesso ceppo inbred (C57BL/6J). Il secondo modello prevede l&#39;interposizione di un segmento di arteria da un tipo donatore C57BL/6J topo selvatico in un topo ospite dello stesso ceppo e genere che manca della receptor per IFN-γ (IFN-γR-KO), seguito da somministrazione di IFN-γ del mouse (distribuito mediante infezione del fegato del topo con un vettore adenovirale. Qui, descriviamo protocolli dettagliati ed i vantaggi dei nostri modelli murini GA.

<table><tbody><tr><td>C57BL/6J (H-2b)</td><td>Jackson Laboratories (Bar Harbor, ME)</td><td>000664</td><td>Donatore (5 settimane) Ricevente (8-12 settimane)</td></tr><tr><td>Ketamina cloridrato per iniezione </td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td>Soluzione di conservazione (50 mg/ml) Soluzione di lavoro (5 mg/ml)</td></tr><tr><td> Soluzione sterile di xilazina</td><td>Lloyd Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td>Soluzione di conservazione(100 mg/ml) Soluzione di lavoro(1 mg/ml)</td></tr><tr><td>Ketoprofene</td><td>Fort Dodge Animal Health</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td>Soluzione di conservazione(100 mg/ml) Soluzione di lavoro-orale (0,027 mg/ml)</td></tr><tr><td>Eparina Sagent Sodium</td><td>Pharmaceticals</td><td>NDC 25021-400</td><td>Soluzione di conservazione(1000 U/ml) Soluzione di lavoro(100 U/ml)</td></tr><tr><td>Soluzione salina (sterile 0,9% Cloruro di sodio)</td><td>CareFusion</td><td>AL4109</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro di sodio 0,9% Iniezione</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td>Per preparare l'anestetico </td></tr><tr><td>Unguento oftalmico Petrolato </td><td>Dechra Prodotti veterinari</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Tamponi di preparazione allo iodio </td><td>Triad Disposables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Tamponi per la preparazione dell'alcol</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Leica</td><td>MZ95</td><td></td></tr><tr><td>Micro forbici</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>RS-5693</td><td></td></tr><tr><td>Forbici a molla</td><td>FST</td><td>15009-08</td><td>Per sezionare l'aorta del donatore o del ricevente </td></tr><tr><td>Forbici extra strette</td><td>FST</td><td>14088-10</td><td></td></tr><tr><td>Porta ago/pinza</td><td>MICRINS</td><td>MI1542</td><td>Per tenere l'ago</td></tr><tr><td>Pinze fini</td><td>FST</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Pinze</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Forcipe modello standard</td><td>FST</td><td>11000-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinze</td><td>FST</td><td>13011-12</td><td></td></tr><tr><td>LANCASTER Eye Speculum</td><td>Zepf Medical Instruments</td><td>42-1209-07</td><td></td></tr><tr><td>Micro Clip vascolare</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>RS-6472</td><td></td></tr><tr><td>Micro Clip Applicazione Pinze con Blocco Roboz</td><td>Surgical Instrument Co.</td><td>RS-5440</td><td></td></tr><tr><td>Sutura monofilamento in poliammide nera</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>Sutura Cat #T4A10Q07</td><td>10-0, ago = 70 micron</td></tr><tr><td>Sutura in nylon monofilamento nero</td><td>Syneture (Covidien)</td><td>SN-1956</td><td>6-0 sutura</td></tr><tr><td>non tessuta Songes</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Siringa da 1 ml</td><td>BD</td><td>REF 309659</td><td></td></tr><tr><td>Siringa da 3 ml</td><td>BD</td><td>REF 309657</td><td></td></tr><tr><td>Siringa da 10 ml</td><td>BD</td><td>REF 309604</td><td></td></tr><tr><td>18G 1 1/2, Ago ipodermico</td><td>BD</td><td>REF 305196</td><td></td></tr><tr><td>25G 7/8, Ago ipodermico</td><td>BD</td><td>REF 305124</td><td></td></tr><tr><td>27G 1/2, Ago ipodermico</td><td>BD</td><td>REF 305109</td><td></td></tr><tr><td>30G 1/2, ago ipodermico</td><td>BD</td><td>REF 305106</td><td></td></tr><tr><td>Hearting Pad</td><td>Sunbeam</td><td>Z-1228-001</td><td></td></tr><tr><td>Trimmer</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Tabella 2. Reagenti e attrezzature specifiche.</td></tr></tbody></table>

modelli murini per l&#39;arteriosclerosi graft

Mouse Models for Graft Arteriosclerosis

Arteriosclerois Graft (GA), chiamati anche vasculopatia allotrapianto, è una lesione patologica che si sviluppa nel corso di mesi o anni di organi trapiantati caratterizzate da diffusa, stenosi circonferenziale dell&#39;intero albero vascolare del trapianto. Il componente più critico di GA patogenesi è la proliferazione di cellule muscolari lisce-simili all&#39;interno dell&#39;intima. Quando un segmento di arteria coronaria umana è interposto nel aortae infra-renale di topi immunodeficienti, le intimas potrebbero essere espandono in risposta a cellule T umane adoptively trasferiti al donatore allogenico un&#39;arteria o esogena umana IFN-γ in assenza di cellule T umane. Interposizione di una aorta topo da un ceppo in un altro ceppo ricevente topo è limitato come modello per rigetto cronico nell&#39;uomo perché la risposta cellulo-mediata rigetto acuto in questo modello di topo elimina completamente tutte derivate dal donatore cellule vascolari del trapianto entro due-tre settimane. Abbiamo recentemente sviluppato due nuovi mOuse modelli per aggirare questi problemi. Il primo modello prevede l&#39;interposizione di un segmento del vaso da un topo maschio in una femmina destinatario dello stesso ceppo inbred (C57BL/6J). Rigetto in questo caso è diretto solo contro antigeni di istocompatibilità minori codificate dal cromosoma Y (presente nel maschio, ma non la femmina) e la risposta di rifiuto che ne deriva è sufficientemente indolente di conservare le cellule muscolari lisce derivate dal donatore per diverse settimane. Il secondo modello prevede l&#39;interposizione di un segmento di arteria da un tipo donatore C57BL/6J topo selvatico in un topo ospite dello stesso ceppo e genere che manca il recettore per IFN-γ seguita da somministrazione di topo IFN-γ (distribuito mediante infezione del mouse fegato con un vettore adenovirale. Non c&#39;è rigetto in questo caso come donatore e topi riceventi sono dello stesso ceppo e genere ma donatori cellule muscolari lisce proliferano in risposta alla citochina mentre ospitanti cellule derivate, privo recettore perquesta citochina, non rispondono. Con backcrossing ulteriori cambiamenti genetici nella nave cedente, entrambi i modelli possono essere utilizzati per valutare l&#39;effetto di geni specifici sulla progressione GA. Qui, descriviamo protocolli dettagliati per i nostri modelli di mouse GA.

Topo modello allotrapianto arteriosclerosi (GA): In questo modello, un donatore maschio aorta viene trapiantato nel ricevente femmina modo che l&#39;host induce risposte allo-mediate da cellule T alloreattive contro un antigene Y minore (il maschio-specifico minore di istocompatibilità HY) espressi sul l&#39;innesto 12, ed a sua volta prodotta da cellule T γ-IFN azionamenti VSMC proliferazione 20 come osservato in altri modelli di trapianto allogenico 2, 6, 8-10, 14. Un ...

Descriviamo i protocolli per i nostri arteriosclerois innesto del mouse (GA) modelli che comportano l&#39;interposizione di un segmento di vaso del mouse in un destinatario dello stesso ceppo inbred. Con backcrossing ulteriori cambiamenti genetici nella nave cedente, il modello è in grado di valutare l&#39;effetto di geni specifici in GA.

Modelli murini per l&#39;arteriosclerosi Graft

Graft arteriosclerois (GA),  also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over  months to years in transplanted organs ...

L'obiettivo generale del seguente esperimento è trapiantare un vaso donatore nell'aorta addominale di un ricevente. Il primo passo consiste nel dissezionare l'aorta toracica dal topo donatore. Successivamente vengono creati siti anastomotici nell'aorta addominale del topo ricevente.Il vaso donatore viene quindi impiantato nell'aorta addominale del ricevente. In definitiva, il successo del trapianto può essere valutato attraverso la funzione motoria integra dell'arto posteriore del topo ricevente. Pertanto, questo modello ci aiuterà a comprendere la patogenesi della sclerosi arteriosa del graft.È anche una procedura tecnica complessa, che richiede molta pratica e una perfetta preparazione del paziente. La procedura sarà dimostrata dal dottor Chen con l'assistenza di Louanne. Per iniziare, verificare la corretta profondità dell'anestesia nel topo donatore.Dopo aver anestetizzato il topo, posizionarlo in posizione supina su un vassoio sotto un microscopio operatorio. Pulire il torace con ripetute strofinature di iodio e alcol, esporre il cuore e lavarlo con soluzione salina, quindi rimuovere il cuore e i polmoni per esporre l'intera lunghezza dell'aorta toracica. Una volta visualizzat

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Descriviamo una tecnica in cui viene trapiantato una sezione dell'aorta addominale di un topo ortotopicamente a appena sotto le arterie renali di un destinatario allogenici o singenici. Questa tecnica può essere utile in studi in cui si considera il trapianto di grandi arterie di dimensioni uniformi vantaggiosa.

Aortica trapianto ortotopico in Mouse per lo studio della malattia vascolare

Dimostriamo un nuovo modello murino legatura arteriosa nei muscoli spinotrapezius, tra cui un passo-passo la procedura e la descrizione della strumentazione necessaria. Descriviamo l'intervento chirurgico e di misurare i risultati pertinenti relativi al rimodellamento della rete vascolare e la vasodilatazione funzionale usando la microscopia confocale e intravitale.

Modello murino Spinotrapezius per valutare l&#39;impatto della legatura arteriolare sulla funzione microvascolare e rimodellamento

L'analisi ex vivo delle lesioni arteriose da modelli animali di malattie cardiovascolari si basa classicamente su tecniche istologiche e immunoistochimiche. Questi forniscono misurazioni bidimensionali in lesioni tridimensionali. Questo manoscritto descrive la generazione di lesioni arteriose per l'analisi quantitativa in 3 dimensioni utilizzando la tomografia a proiezione ottica.

Generazione e quantificazione 3-Dimensional di arteriosa lesioni nei topi mediante tomografia ottica di proiezione

Modelli animali hanno dimostrato di essere strumenti preziosi nella definizione di accoglienza e patogeni meccanismi specifici che contribuiscono allo sviluppo di infiammazione cronica. Qui si descrive un modello murino di infezione orale con il patogeno umano Porphyromonas gingivalis e le metodologie di dettaglio per valutare la progressione di infiammazione nei siti locali e sistemiche.

Un modello di topo per patogeni indotta infiammazione cronica a siti locali e sistemici

Descriviamo un protocollo per l'innesto di interposizione aortica nei topi. L'obiettivo del protocollo è quello di fornire un modello con cui studiare i processi patologici e le strategie terapeutiche rilevanti per le reazioni alloimmuni nelle arterie e le conseguenti modificazioni arteriose che contribuiscono al fallimento del trapianto d'organo.

Modello murino della alloimmune indotta Rifiuto vascolare e trapianto Arteriosclerosi

Vi presentiamo un modello aortico trapianto ortotopico utilizzando la tecnica di manica in topi. È un metodo molto rapido anastomosi, che possa essere impiegato negli studi della malattia vascolare.

Utilizzando la tecnica di manica in un modello murino di trapianto aortico - un Video didattico

I modelli Murine di aterosclerosi sono strumenti utili per studiare le vie patogene a livello molecolare, ma richiedono una quantificazione standardizzata dello sviluppo delle lesioni. Questo protocollo descrive un metodo ottimizzato per determinare le dimensioni della lesione nei vasi arteriosi principali, tra cui la radice aortica, l'arco aortico e l'arteria brachiocefalica.

Quantificazione dell'aterosclerosi nei topi

Questo articolo dimostra un approccio chirurgico efficiente per stabilire l'ischemia acuta nei topi con una piccola incisione. Questo approccio può essere applicato dalla maggior parte dei gruppi di ricerca senza aggiornamenti di laboratorio.

Un modello chirurgico modificato di ischemia dell'arto posteriore in ApoE-/- Topi utilizzando un'incisione in miniatura

Dimostriamo l'induzione chimica della dilatazione dei grandi vasi sanguigni nei topi come modello per lo studio della disfunzione cerebrovascolare, che può essere utilizzato per la demenza vascolare e la modellazione del morbo di Alzheimer. Dimostriamo anche la visualizzazione del sistema vascolare iniettando un composto di gomma siliconica e fornendo una chiara guida visiva per misurare i cambiamenti nelle dimensioni dei vasi sanguigni.

Un approccio visivo per indurre la dolicoectasia nei topi per modellare la disfunzione cerebrovascolare mediata da grandi vasi

Il metodo dell'ago della stenosi bilaterale asimmetrica dell'arteria carotide comune è proposto per creare un modello murino per il deterioramento cognitivo vascolare e la demenza. Si traduce in risultati a lungo termine rispetto ai modelli precedentemente stabiliti ed è compatibile con la risonanza magnetica dal vivo. La rappresentazione visiva che dimostra la procedura fornisce una guida per padroneggiare l'intervento chirurgico.

Un modello murino per il deterioramento cognitivo vascolare e la demenza basato sulla stenosi dell'arteria carotide comune bilaterale asimmetrica guidata da ago

Qui, viene presentato un protocollo per l'impianto di un innesto vascolare di ingegneria tissutale nell'arteria carotide di topo utilizzando la tecnica della cuffia, fornendo un modello animale adatto per studiare i meccanismi di rigenerazione del tessuto vascolare.

Impianto di innesto vascolare di ingegneria tissutale nell'arteria carotide di topo tramite tecnica della cuffia

Scopri il modello murino di trapianto di vasi per studiare l'arteriosclerosi del graft. Questo protocollo consente di valutare l'impatto di modificazioni genetiche sulla patogenesi vascolare.

Modelli murini per l'arteriosclerosi Graft

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