Name: Valutare fenotipi neurodegenerative Drosophila Neuroni dopaminergici mediante saggi arrampicata e Whole Brain Immunostaining (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-04-24T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Impara a valutare la neurodegenerazione dei neuroni dopaminergici in Drosophila mediante saggi di arrampicata e immunostaining del cervello. Questo metodo permette di analizzare i cambiamenti comportamentali e il conteggio neuronale.

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Ringraziamo Leo Pallanck per gli stock mosca, Christine Sommers per l&#39;assistenza tecnica e Gerasimos P. Sykiotis per le discussioni utili. Questo lavoro è stato finanziato dal NIH formazione concessione T32CA009363 di MCB

1. Trasalimento indotta Negativo geotassi Assay <ol><li> Selezionare mosche del genotipo desiderato, separarli per sesso, in modo casuale raggrupparli in coorti di 20-30 animali e li lanciano in nuovi flaconi cibo ogni 2-3 giorni; test di ogni set di mosche (cioè coorti di pari età, una coorte / genotipo) almeno una volta alla settimana. </li><li> Trenta minuti prima della prova geotassi negativo, anestetizzare le mosche con la CO 2 e metterli in tubi di plastica trasparente pre-etichettati fatti con due fiale di cibo vuote (vedi Materiali Tavolo) unite alle loro aperture con nastro adesivo trasparente (Dimensioni camera: 19 cm x 2,85 cm). Nei nostri test Usiamo tipicamente 25 mosche / tubo. Nota. Il tempo di recupero dall&#39;anestesia può variare da pochi minuti a diverse ore (ad esempio O / N) e dovrebbe essere ottimizzato per i genotipi specifici testati. </li><li> Segna diverse altezze (1-20 cm) su un pezzo di carta assorbente e nastro di carta su un surfac verticalee, perpendicolare al banco. </li><li> Posizionare i tubi davanti alla carta: i tubi devono essere tutti allineati e il più vicino possibile alla carta per consentire la misurazione dell&#39;altezza precisa. </li><li> Posizionare la fotocamera digitale (vedi il &quot;Veicoli speciali&quot; Table) di fronte ai tubi, ad una distanza di 20-30 cm dalla carta, su un supporto (ad esempio una scatola di punta della pipetta), selezionare l&#39;opzione &quot;film&quot; e iniziare a registrazione, in questo momento si dovrebbe anche avviare un timer per tenere traccia del tempo tra prove consecutive. </li><li> Lasciare le mosche per raccogliere sul fondo della provetta toccando il tubo per alcuni secondi (es. 10 sec). Questo passaggio deve essere eseguito in modo coerente (cioè stessa durata, stessa forza, lo stesso operatore) durante l&#39;intero esperimento. </li><li> Movimenti record mosche con la fotocamera digitale per 10 sec. </li><li> Ripetere i passaggi 1,5-1,7 quattordici volte a intervalli di un minuto. </li><li> Analizzare i dati: <ol type="a"><li> Contare il numero di mosche che si trovano al di sopra della2 cm segno dopo 10 secondi con l&#39;ispezione visiva dei filmati registrati. Nota: Nelle nostre condizioni di saggio comportamento geotassi negativo delle mosche non durò oltre il primo 10 secondi dopo il sorprendente (cioè mosche hanno cominciato a muoversi in tutte le direzioni 10 sec dopo il sorprendente di loro). La distanza minima è salito da mosche di controllo (cioè 1 settimana fa mosche che esprimono il conducente THGal4, vedi legenda della Figura 1) in questa finestra di tempo era 2 cm. Così, abbiamo usato il segno di due centimetri come riferimento per analizzare le attività di arrampicata di mosche di diverse età e genotipi 10 secondi dopo l&#39;inizio del comportamento. Questi parametri possono richiedere la regolazione per tenere conto di differenze di comportamento delle mosche testati (dovuto ad esempio a diversi background genetici o condizioni di laboratorio). Si noti che nelle nostre condizioni di analisi, tutti i genotipi testati eseguita peggio o in modo simile alle mosche del genotipo di controllo. </li><li> Prendere la media dei risultati del quindiciprove. </li><li> Media espressa come percentuale del numero totale di mosche nel tubo (=% dell&#39;attività climbing), il numero di ripetizioni (N) è data dal numero di coorti indipendenti testate per ciascun genotipo </li><li> Valutare la significatività statistica tra i diversi genotipi nel tempo. Questo può essere realizzato con il test t di Student (confrontando le due genotipi) o un 2 vie ANOVA seguita dal test di Bonferroni post-hoc (quando si eseguono confronti multipli) usando software commerciali quali GraphPad (GraphPad Software, Inc.La Jolla, CA, USA). </li></ol></li></ol> Nota Eseguiamo tutti i nostri saggi allo stesso tempo del giorno, a RT e alle stesse condizioni di luce. Mantenere le mosche in una luce / buio dell&#39;ambiente ciclo di 12 ore si consiglia di controllare l&#39;effetto dei ritmi circadiani sul comportamento motorio delle mosche. 2. Tirosina idrossilasi immunofluorescenzaSaggio dei Monti intero cervello Soluzioni e tamponi Soluzione fissativa: 4% paraformaldeide (PFA) in tampone fosfato (PBS) Lavaggio buffer: 0.1% Triton X-100 in PBS Tampone bloccante: 0.1 M Tris-HCl, pH 7,5, 0,15 M NaCl, 0,1% Triton X-100 e 0,5% di BSA Supporti di montaggio: Mowiol-DABCO (vedi protocollo descritto in Harlow E, Lane D., Anticorpi-Un manuale di laboratorio, Cold Spring Harbor Laboratories Press, Cold Spring Harbor, NY, USA, 10:418 (1988)) Procedura <ol><li> Mettere mosche in un piatto dissezione riempito con 70% EtOH per circa 1 minuto per eliminare la cera cuticola. </li><li> Trasferimento vola a un altro piatto dissezione pieno di ghiaccio-freddo PBS. </li><li> Sezionare il cervello: <ol type="a"><li> Posizionare la mosca con l&#39;up lato ventrale (opzionale: ali Rimuovere e gambe). </li><li> Tirare la testa dal corpo: utilizzare un set di pinze permantenere il corpo ed un altro per trattenere la cuticola sotto l&#39;occhio per evitare di danneggiare il cervello </li><li> Rimuovere la proboscide. </li><li> Trattenere la cuticola testa su lati opposti della fessura lasciata aperta dopo aver rimosso la proboscide e tirare in direzioni opposte fino a quando il cervello viene rimosso dalla capsula testa. </li><li> Rimuovere tutta la cuticola dal cervello. </li><li> Rimuovere tutto il tessuto tracheale piena d&#39;aria, per evitare che il cervello da variabile durante le seguenti fasi di incubazione. </li></ol></li><li> Tagliare alcuni millimetri largo della punta di una punta di pipetta P-200 ed equilibrare con una soluzione 0,1% Triton X-100/PBS </li><li> Usando la punta P-200 pipetta preparati, trasferire il cervello per una provetta Eppendorf da 0,5 ml riempita con 0,5 ml di 4% PFA / PBS e mantenere in ghiaccio fino alla dissezione è completa. </li><li> Fissare il cervello a temperatura ambiente per 20 min: applicare una rotazione dolce mettendo le provette Eppendorf su una griglia e l&#39;immissione del rack su un nutator. </li><li> Togliere il fissativoutilizzando un P-1000 micro pipette, aggiungere 0,5 ml di 0,1% X-100/PBS Triton, mescolare per inversione e lasciare incubare per 1 min; ripetere questa fase di lavaggio una volta. </li><li> Rimuovere il tampone dal secondo lavaggio, aggiungere 0,5 ml di 0,1% X-100/PBS Triton e lasciare incubare a temperatura ambiente per 20 min; ripetere questo passaggio due volte. </li><li> Rimuovere il tampone di lavaggio e lasciare che i cervelli incubate in tampone di bloccaggio (0.1 M Tris-HCl, pH 7,5, 0,15 M NaCl, 0,1% Triton X-100 e 0,5% BSA) per 1 ora a RT. </li><li> Incubare il cervello con una diluizione 1:100 di anticorpi anti-TH (vedi la &quot;Tabella di reagenti specifici&quot;) in soluzione di bloccaggio, per due giorni, a 4 ° C, con rotazione delicata (vedi punto 2.6.). </li><li> Ripetere le fasi di lavaggio 2.7. e 2.8 .. </li><li> Equilibrare il cervello con una diluizione 1:200 di soluzione di blocco antibodyin secondario, per due giorni, a 4 ° C, con lieve rotazione. </li><li> Ripetere le fasi di lavaggio 2.7. e 2.8 .. </li><li> Preparare i vetrini di montaggio come illustrato nella Figura 2A: <ol type="a"><li> Agg 2 x 25 gocce microlitri di supporti di montaggio per un vetro di copertura (24 x 60 mm, n. 1.5). </li><li> Posto due bicchieri di copertura (dimensioni 18 x 18 mm, n. 2) sul supporto di montaggio lasciando un vuoto al centro della diapositiva e lasciare asciugare. </li></ol> Nota. Controllare il supporto del campione sul palco del microscopio confocale. È possibile effettuare il vetro di copertura delle stesse dimensioni di un x 75 mm diapositiva 25 ed accompagnato da una x 22 mm 1.5 vetro di copertura da 22 a una delle estremità (usare smalto e nastro). </li><li> Rimuovere il tampone di lavaggio, aggiungere 50 ml di mezzi di montaggio e consentono il cervello per equilibrare con esso pipettando su e giù. </li><li> Utilizzando un taglio P-200 punta di pipetta (vedi passo 2.4) trasferire i cervelli alla slitta nello spazio tra i due coprioggetto e coprire con coprioggetto no. 1.5 (vedere la Figura 2A; orientare i cervelli sul vetrino vedi 7). Nota: i campioni sono montate tra due vetri di copertura per permettere la visualizzazione sia del anteriore e posterior lato del cervello. </li><li> Riempire l&#39;intero spazio tra i vetri di copertura con mezzi di montaggio; pipetta da un angolo per rimuovere tutta l&#39;aria, lasciare asciugare e sigillare con smalto. </li><li> Per valutare il numero di neuroni dopaminergici in uno specifico cluster acquisire una serie di sezioni ottiche lungo l&#39;asse z con un 1,0 micron step-size utilizzando un microscopio confocale (per l&#39;identificazione di cluster anatomica dopaminergici nel cervello adulto Drosophila vedi 7). </li></ol>

<ol><li>Bayersdorfer, F., Voigt, A., Schneuwly,, Botella, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dopamine-dependent+neurodegeneration+in+Drosophila+models+of+familial+and+sporadic+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol.+Dis%22%5BJournal%5D)">Dopamine-dependent neurodegeneration in Drosophila models of familial and sporadic Parkinson's disease.</a> Neurobiol. Dis. 40, 113-119 (2010).</li>
<li>Feany, M. B., Bender, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Drosophila+model+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A Drosophila model of Parkinson's disease.</a> Nature. 404, 394-398 (2000).</li>
<li>Friggi-Grelin, F., Coulom, H., Meller, M., Gomez, D., Hirsh, J., Birman, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+gene+expression+in+Drosophila+dopaminergic+cells+using+regulatory+sequences+from+tyrosine+hydroxylase%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Targeted gene expression in Drosophila dopaminergic cells using regulatory sequences from tyrosine hydroxylase.</a> J. Neurobiol. 54, 618-627 (2003).</li>
<li>Gargano, J. W., Martin, I., Bandari, P., Grotewiel, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+iterative+negative+geotaxis+%28RING%29%3A+a+new+method+for+assessing+age-related+locomotor+decline+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Gerontol%22%5BJournal%5D)">Rapid iterative negative geotaxis (RING): a new method for assessing age-related locomotor decline in Drosophila.</a> Exp. Gerontol. 40, 386-395 (2005).</li>
<li>Hirth, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+melanogaster+in+the+study+of+human+neurodegeneration%5BTitle%5D)+AND+%22CNS+Neurol.+Disord.+Drug+Targets%22%5BJournal%5D)">Drosophila melanogaster in the study of human neurodegeneration.</a> CNS Neurol. Disord. Drug Targets. 9, 504-523 (2010).</li>
<li>Lundell, M., Hirsh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+and+spacial+development+of+serotonin+and+dopamine+neurons+in+the+Drosophila+CNS%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Temporal and spacial development of serotonin and dopamine neurons in the Drosophila CNS.</a> Dev. Biol. 165, 385-396 (1994).</li>
<li>Mao, Z., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eight+different+types+of+dopaminergic+neurons+innervate+the+Drosophila+mushroom+body+neuropil%3A+anatomical+and+physiological+heterogeneity%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Eight different types of dopaminergic neurons innervate the Drosophila mushroom body neuropil: anatomical and physiological heterogeneity.</a> Front Neural Circuits. 3, 5(2009).</li>
<li>Mizuno, H., Fujikake, N., Wada, K., Nagai, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alpha-Synuclein+Transgenic+Drosophila+As+a+Model+of+Parkinson%27s+Disease+and+Related+Synucleinopathies%5BTitle%5D)+AND+%22Parkinsons+Dis%22%5BJournal%5D)">Alpha-Synuclein Transgenic Drosophila As a Model of Parkinson's Disease and Related Synucleinopathies.</a> Parkinsons Dis. 2011, 212706(2011).</li>
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<li>Trinh, K., Moore, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+the+phase+II+detoxification+pathway+suppresses+neuron+loss+in+Drosophila+models+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Induction of the phase II detoxification pathway suppresses neuron loss in Drosophila models of Parkinson's disease.</a> J. Neurosci. 28, 465-472 (2008).</li>
<li>White, K. E., Humphrey, D. M., Hirth, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dopaminergic+system+in+the+aging+brain+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The dopaminergic system in the aging brain of Drosophila.</a> Front Neurosci. 4, 205(2010).</li>
<li>Whitworth, A. J., Wes, P. D., Pallanck, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+models+pioneer+a+new+approach+to+drug+discovery+for+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Discov.+Today%22%5BJournal%5D)">Drosophila models pioneer a new approach to drug discovery for Parkinson's disease.</a> Drug Discov. Today. 11, 119-126 (2006).</li>
<li>Wu, J. S., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+protocol+for+dissecting+Drosophila+melanogaster+brains+for+live+imaging+or+immunostaining%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">A protocol for dissecting Drosophila melanogaster brains for live imaging or immunostaining.</a> Nat. Protoc. 1, 2110-2115 (2006).</li>
<li>Barone, M. C., Sykiotis, G. P., Bohmann, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+activation+of+Nrf2+signaling+is+sufficient+to+ameliorate+neurodegenerative+phenotypes+in+a+Drosophila+model+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Dis.+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Genetic activation of Nrf2 signaling is sufficient to ameliorate neurodegenerative phenotypes in a Drosophila model of Parkinson's disease.</a> Dis. Model Mech. 4 (5), 701-707 (2011).</li>
</ol>

Sottolineamo che non abbiamo interessi finanziari concorrenti.

I saggi qui descritti forniscono un approccio utile per studiare il ruolo di specifici geni, vie di segnalazione o piccoli composti nella manutenzione di neuroni DA nell&#39;invecchiamento e in diversi contesti genetici malattie collegate (recensione in 5). Il comportamento trasalimento indotta geotassi negativo di Drosophila è stato ampiamente utilizzato come funzionale read-out per la funzionalità dei neuroni DA in diversi contesti genetici, in particolare in presenza d...

La specificità dei saggi descritti qui si basa sull&#39;utilizzo di una linea di volo GAL4 che sfrutta le sequenze regolatorie del gene della tirosina idrossilasi raggiungere espressione specifica in neuroni dopaminergici 3. Tirosina idrossilasi catalizza la prima e fattore limitante nella sintesi della dopamina. Immunoreattività TH Nell&#39;adulto mosca sovrappone cervello con quello della dopamina, rendendo TH un buon candidato per identificare neuroni DA in vivo (vedi per esempio 6). Inoltre, il modello di espressione di THGal4 è più specifico di quella di altri GAL4 linee come DdcGal4, che contiene sequenze regolatrici dal gene della dopa decarbossilasi e pilota l&#39;espressione transgenica non solo nei neuroni DA, ma anche nei neuroni serotoninergici e sottoinsiemi di cellule gliali 3 . Feany e Bender (2000) in primo luogo osservato che l&#39;espressione di pan-neuronale del gene PD-linked α-sinucleina umana accelera la perdita progressiva di startle indotta comportamento geotassi negativo in Drosophila. abbiamo osservato risultati simili utilizzando la specifica linea di DA-neurone THGal4 per guidare il expressionof un α-sinucleina transgene 10 e utilizzato questa funzionalità read-out per studiare il ruolo neuroprotettivo del percorso Nrf2 in questo Drosophila modello di PD 14. Il dosaggio specifico qui descritto è adattato da 2 e 3. Il cervello Drosophila contiene più di 100 neuroni DA, disposte in almeno cinque diversi cluster (PPL1, PPL2, PAL, PPM1 / 2, PPM3) che può essere visualizzato in supporti interi cerebrali mediante microscopia confocale (vedi per esempio 11 e 7). E &#39;ancora controverso se il numero di neuroni DA nel Drosophila cervello diminuisce con l&#39;età 9, 11, tuttavia, neurodegenerazione età-dipendente si osserva in linea in cui sono stati mutati geni PD-linked / overexpressed per modellare malattie umane5. L&#39;espressione di α-sinucleina umana in DA neuroni ha un tale effetto e, quindi, è stata usata come modello per PD. Qui si descrive un saggio di neuroni DA contano in tutto il cervello monta utilizzando TH come marker delle cellule. Questo test è stato adattato da 13 e 10.

<table><tbody><tr><td>Anticorpo anti-tirosina idrossilasi del coniglio</td><td>Millipore</td><td>AB152</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo anti coniglio IgG marcato TRITC del asino</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>711-026-152</td><td></td></tr><tr><td>Mowiol</td><td>Calbiochem</td><td>475904</td><td></td></tr><tr><td>DABCO</td><td>Sigma</td><td>D2522</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Attrezzatura</td></tr><tr><td>Fiammi polistirene</td><td>VWR</td><td>89092-734</td><td>28,5 x 95 mm</td></tr><tr><td>Fotocamera digitale</td><td>Canon</td><td>PowerShot A3100IS (modello)</td><td>12,1 Megapixel 4X Zoom Ottico</td></tr><tr><td>Vetrini di copertura in vetro n. 1,5</td><td>VWR</td><td>48366 205 48393 252</td><td>Dimensioni: 18 x 18 mm, 24 x 60 mm</td></tr><tr><td>Vetrini di copertura in vetro n. 2</td><td>VWR</td><td>48368-040</td><td>Dimensioni: 18 x 18 mm</td></tr><tr><td>Piatti per dissezione</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>70543-01</td><td>Dimensioni: 30 mm O.D.</td></tr><tr><td>Pinzette Dumostar n. 5</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>72705-01</td><td></td></tr><tr><td>Stereomicroscopio</td><td>Carl Zeiss</td><td>Stemi 2000 (modello)</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio confocale</td><td>Leica</td><td>SP2 o SP5 (modello)</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Tabella dei materiali.</td></tr></tbody></table>

valutare fenotipi neurodegenerative<em&gt; drosophila</em&gt; neuroni dopaminergici mediante saggi arrampicata e whole brain immunostaining

Assessing Neurodegenerative Phenotypes in Drosophila Dopaminergic Neurons by Climbing Assays and Whole Brain Immunostaining

Drosophila melanogaster è un modello valido organismo per studiare invecchiamento e processi degenerativi patologici nel sistema nervoso. I vantaggi del volo come un sistema sperimentale comprendono la sua trattabilità genetica, vita breve e la possibilità di osservare ed analizzare quantitativamente comportamenti complessi. L&#39;espressione dei geni delle malattie legate a specifiche popolazioni neuronali del cervello Drosophila, può essere usato per modellare le malattie neurodegenerative come il Parkinson e l&#39;Alzheimer 5. Dopaminergici (DA) i neuroni sono tra le popolazioni più vulnerabili neuronali nel cervello umano di invecchiamento. Nella malattia di Parkinson (PD), il disturbo più comune movimento neurodegenerativa, la perdita accelerata di DA neuroni porta ad un declino progressivo e irreversibile nella funzione locomotoria. Oltre all&#39;età e l&#39;esposizione a tossine ambientali, perdita di neuroni DA è esacerbata da mutazioni specifiche nella codificao regioni promotrici di diversi geni. L&#39;identificazione di tali alleli PD-associati fornisce la base sperimentale per l&#39;utilizzo di Drosophila come modello per studiare neurodegenerazione dei neuroni DA in vivo. Ad esempio, l&#39;espressione del gene umano α-sinucleina PD-linked in Drosophila neuroni DA ricapitola alcune caratteristiche della malattia umana, come ad esempio la perdita progressiva di neuroni DA e declino della funzione locomotoria 2. Di conseguenza, questo modello è stato utilizzato con successo per identificare potenziali target terapeutici nel PD 8. Qui descriviamo due saggi che sono stati comunemente usati per studiare neurodegenerazione età-dipendente dei neuroni DA in Drosophila: un saggio di scalata in base alla risposta di trasalimento indotta geotassi negativo e tirosina idrossilasi immunoistochimica di tutto il cervello adulto monta per monitorare il numero di neuroni DA in età diverse. In entrambi i casi, l&#39;espressione in vivo di UAS transgenes specificamente in neuroni DA possono essere ottenuti utilizzando una tirosina idrossilasi (TH) promotore-GAL4 driver di linea 3, 10.

Abbiamo utilizzato i saggi descritti qui per studiare il ruolo della sollecitazione protettiva Nrf2 percorso in un modello di Drosophila PD 14. Questo modello si basa sull&#39;espressione del gene α-sinucleina umana in neuroni DA utilizzando un TH GAL4 pilotaggio 2, 10. La figura 1 mostra un risultato rappresentativo di un geotassi negativi trasalimento indotte (climbing) del saggio in mosche maschio che esprimono diversi transgeni sotto il con...

Qui descriviamo due saggi che sono stati stabiliti per studiare neurodegenerazione età-dipendente di dopaminergici (DA) neuroni in<em&gt; Drosophila</em&gt;: L&#39;arrampicata / saggio geotassi negativo trasalimento indotta che consente di studiare gli effetti funzionali di neuroni DA degenerazione e l&#39;immunoistochimica della tirosina idrossilasi, che viene utilizzato per identificare e contare i neuroni DA in monta tutto il cervello.

Valutare fenotipi neurodegenerative<em&gt; Drosophila</em&gt; Neuroni dopaminergici mediante saggi arrampicata e Whole Brain Immunostaining

Drosophila melanogaster is a valuable model organism to study aging and pathological degenerative processes in the nervous system. The advantages of the ...

L'obiettivo generale di questa procedura è valutare la neurodegenerazione dei neuroni dopaminergici nella drosophila transgenica. Questo viene realizzato esprimendo prima i transgeni desiderati sotto il controllo del promotore della tirosina idrossilasi tramite il sistema GAL quattro UAS. Il secondo passo della procedura consiste nel raccogliere i moscerini del genotipo desiderato, separarli per genere e invecchiarli.Il terzo passo è testare l'attività di arrampicata dei moscerini mediante asse geo negativa mentre invecchiano. L'ultimo passo consiste nel contare il numero di neuroni dopaminergici dai cervelli dissezionati raccolti a diverse età. In definitiva, i risultati mostreranno cambiamenti nel comportamento locomotore dell'animale e nella dimensione della loro popolazione di neuroni dopaminergici.Le implicazioni di questo approccio si estendono alla terapia di malattie neurodegenerative come il morbo di Parkinson. Questo approccio può aiutare a identificare geni neuroprotettivi e interventi farmacologici Per impostare l'analisi, selezionare moscerini di età corrispondente dei genotipi desiderati. Separarli per genere e raggrupparli casualmente in coorti di 20-30 animali.Ogni coorte rappresenta un campione statistico. Mantenere le coorti su un ciclo luce-oscurità di 12 ore per controllare gli effetti dei ritmi circadiani sul comportamento locomotore, e a una temperatura che può essere replicata nella stanza di prova. Cambiare i contenitori delle coorti ogni due o tre giorni e testarli settimanalmente a un orario costante.30 minuti prima del test, anestetizzare ogni coorte con anidride carbonica e trasferirli in un tubo di plastica etichettato fatto di fiale di cibo vuote unite con nastro adesivo. I moscerini dovrebbero svegliarsi dopo cinque-dieci minuti, ma il recupero completo dall'anestesia varia con l'età e il genotipo e deve essere ottimizzato. Ora. Creare una scala di altezza per vedere dietro i tubi di prova.Segnare distanze tra uno e 20 centimetri su un pezzo di carta bianca. Quindi fissare la scala in posizione. Ora allineare i tubi da testare contro la scala a circa 20-30 centimetri di distanza.Posizionare una fotocamera digitale con una vista quadrata dei tubi. Assicurarsi che le etichette sui tubi e la scala siano chiaramente visibili. Una volta posizionata, avviare la registrazione e avviare un timer digitale.Ora toccare un tubo per alcuni secondi. Tutti i moscerini dovrebbero raccogliersi sul fondo del tubo. Assicurarsi di eseguire questo passaggio in modo coerente con la stessa durata e la stessa forza per tutto il corso dell'esperimento.Dopo un minuto, ripetere il knockdown nuovamente per il secondo di 15 prove consecutive. Quando tutte le 15 prove sono completate, riportare i moscerini in fiale fresche ispezionando visivamente i video. Per ciascuna delle 15 prove eseguite per coorte, contare il numero di moscerini sopra il segno dei due centimetri.Dopo che sono trascorsi 10 secondi, il segno dei due centimetri viene determinato empiricamente, è la distanza che tutti i controlli attraversano dopo 10 secondi in molte delle età testate. Prendere il punteggio medio delle 15 prove ed esprimerlo come percentuale dei membri della coorte che hanno attraversato il segno. Il numero di ripetizioni statistiche è uguale al numero di coorti testate per ogni gruppo, non alle 15 prove.Valutare la significatività statistica tra diversi genotipi utilizzando un test T di Student, anova o altri metodi di analisi appropriati. Mettere i moscerini in una ciotola di dissezione con etanolo al 70% per circa un minuto. Per rimuovere la cera cuticolare.Quindi trasferire i moscerini in un'altra ciotola di dissezione piena di PBS ghiacciato e procedere con la dissezione del cervello. Posizionare il moscerino con il lato ventrale verso l'alto e, opzionalmente, rimuovere le ali e le zampe. Usare un paio di pinze per tenere il corpo e un altro per tenere la cuticola sotto l'occhio.Quindi tirare la testa dal corpo. Poi, rimuovere la proboscide tirandola dalla testa. Quindi afferrare la cuticola della testa sui bordi opposti del nuovo foro e tirare in direzioni opposte fino a quando il cervello viene rimosso dal capsula cefalica.Ora rimuovere delicatamente la restante cuticola dalla superficie del cervello. Quindi rimuovere tutto il tessuto tracheale pieno d'aria. Questo impedirà al cervello di galleggiare durante i successivi passaggi di incubazione.Preparare una pipetta di manipolazione del cervello da una punta P 200. Tagliare alcuni millimetri ed equilibrarla con Triton X 0,1% 100 in PBS. Trasferire i cervelli in un tubo da mezzo millilitro completamente riempito con PFA 4% in PBS.Fissare i cervelli a temperatura ambiente per 20 minuti con una rotazione delicata. Dopo 20 minuti, utilizzare una pipetta P 1000 per sostituire il fissativo con mezzo millilitro di tampone di lavaggio con Triton X 0,1% 100 in PBS. Mescolare per inversione e lasciare incubare i cervelli per un minuto prima di sostituire il tampone di lavaggio.Dopo un minuto, sostituire il tampone di lavaggio una seconda volta e incubare i cervelli a temperatura ambiente per 20 minuti. Quindi sostituire il tampone di lavaggio per la terza volta e incubare i cervelli per altri 20 minuti. Ora, rimuovere il tampone di lavaggio e lasciare incubare i cervelli in mezzo millilitro di tampone di blocco per un'ora a temperatura ambiente.Dopo un'ora, aggiungere una diluizione da uno a 100 di anticorpo antit nella soluzione di blocco. Lasciare incubare per due giorni a quattro gradi Celsius con rotazione delicata. Per rimuovere il blocco, ripetere i lavaggi utilizzati per rimuovere il fissativo.Quindi equilibrare i cervelli con mezzo millilitro di una diluizione da uno a 200 di anticorpo secondario nella soluzione di blocco per due giorni a quattro gradi Celsius con rotazione delicata. Pochi giorni dopo, rimuovere l'anticorpo secondario utilizzando lo stesso procedimento di lavaggio. Per preparare le diapositive di montaggio, aggiungere 2 gocce da 25 microlitri di mezzo di montaggio su un vetrino.Posizionare due vetrini sul mezzo di montaggio con un'intercapedine al centro. Lasciare asciugare le diapositive. Se la larghezza della diapositiva di montaggio non si adatta al palco del microscopio confocale, utilizzare lo smalto per unghie per attaccare un vetrino da 22 per 22 millimetri alla diapositiva in modo che si adatti correttamente.Ora sostituire la soluzione in cui si trovano i cervelli con 50 microlitri di mezzo di montaggio. Equilibrare i cervelli con il mezzo di montaggio pipettando con una punta P 200 tagliata. Quindi utilizzare una punta P 200 tagliata per trasferire i cervelli nella trincea.Nella diapositiva di montaggio, orientare i cervelli per visualizzare il loro lato anteriore o posteriore. Quindi coprirli con un vetrino numero 1,5 e da un angolo, riempire lo spazio tra i vetrini con mezzo di montaggio per rimuovere tutta l'aria. Lasciare asciugare le diapositive e poi sigillarle con lo smalto prima dell'esame.L'alfa-sinucleina umana è stata espressa nei neuroni DA utilizzando il driver TH GAL quattro nell'analisi di arrampicata. I maschi che esprimono questo transgene hanno mostrato un declino accelerato rispetto ai control

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