Name: Un romanzo ad alta risoluzione In vivo Tecnica di imaging per studiare la risposta dinamica di strutture intracraniche alla crescita del tumore e Terapeutica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-06-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 9 s
Description: Scopri una tecnica di imaging in vivo ad alta risoluzione per studiare la dinamica vascolare cerebrale e la neovascolarizzazione tumorale utilizzando topi chimerici fluorescenti e microscopia confocale a due fotoni.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Vorremmo ringraziare l&#39;Advanced Optical Microscopy Struttura al Princess Margaret Hospital, in particolare James Jonkman per la loro assistenza nella configurazione iniziale dei canali sul microscopio 2Photon. Gli autori desiderano ringraziare il Targeting spazio-temporale e l&#39;amplificazione della risposta (STTARR) programma di radiazioni e le sue agenzie di finanziamento affiliate. Ringraziamo il Dott. Peter Tonge, Dr.Iacovos Michael e Dr.Andras Nagy per l&#39;alimentazione dei plasmidi VEGFTrap e per le loro correzioni manoscritte e feedback. Il continuo supporto e discussione da parte del personale al BTRC è stato prezioso e vorremmo per commemorare Dr.Abhijit Guha per il suo contributo scientifico. Il lavoro è stato finanziato da CIHR e sovvenzioni NIH.

OGNI INTERVENTO animale è stato effettuato nell&#39;ambito di un cura degli animali e COMITATO uso approvato PROTOCOLLO E effettuata nel rispetto di tutte le linee guida, regolamenti e le agenzie di regolamentazione. Per la tabella di riferimento sulla risoluzione dei problemi 2. 1. Midollo Osseo Ricostituzione (opzionale) Figura 1 (30 min di preparazione, 5 min per il mouse) Tutto l&#39;intervento chirurgico dovrebbe essere eseguito utilizzando rigorosa tecnica asettica con materiale sterile autoclavato. Un topo donatore ricostituire tre topi ospitanti. <ol><li> Anestetizzare destinatario topi e posizione NODscid, con il piombo per schermare la testa, all&#39;interno del centro del GAMMACELL 40 &#39;exactor&#39; irradiatore. </li><li> Irradiare topi NODscid con 2,5 Gy di irradiazione corporea totale (TBI). </li></ol> PUNTO CRITICO: Ottimizzazione della TBI può essere necessaria a causa della variazione nella dose necessaria per sufficiente ospite immunitario cedeplezione ll in differenti ceppi di topi. Punto Pausa: topi host possono essere irradiati in anticipo, ma deve essere utilizzato entro 24 ore di irradiazione. <ol start="3"><li> Euthanize topi donatori secondo le linee guida del comitato per la cura degli animali istituzionali. Pulire gli arti posteriori e rimuovere la tibia e il femore da entrambi, stripping tutti i tessuti in eccesso dalle ossa (figure 1AI, 1aii). </li></ol> PUNTO CRITICO: ossa perone non sono vitali per l&#39;uso a causa di lumen molto stretti. <ol start="4"><li> Rimuovere piastre terminali da entrambe le estremità quattro ossa estratte e stanarli utilizzando un ago G 22 e 1 ml di PBS sterile fino a quando sono bianchi in apparenza (Figura 1aiii). Tabella di riferimento 2. </li><li> Mescolare il midollo estratto osseo (BM) sospensione e prendere 300 ml in tre aghi 27 G tubercolina. Estratto BM dovrebbe contenere circa 2 x 10 7 cellule eè sufficiente per 3 ospitanti topi ricostituzioni. Tabella di riferimento 2. </li><li> Iniettare la sospensione nella vena caudale laterale di tre topi NODscid precedentemente irradiate dalla fase 1.1 (Figura 1b). Tabella di riferimento 2. </li></ol> ATTENZIONE: Per controllare la sterilità del BM iniettato consigliamo placcando il restante BM e cultura per 24 ore per verificare la presenza di infezione. Prima causa di morte, a questo punto è l&#39;infezione nei topi appena ricostituiti. 2. Intracranica Finestra Generation - Figura 2 (30 min per il mouse) Tutto l&#39;intervento chirurgico dovrebbe essere eseguito utilizzando rigorosa tecnica asettica con materiale sterile in autoclave e sotto una lampada di calore per mantenere gli animali caldo (Figura 2A). <ol><li> Anestetizzare topi riceventi NODscid con IACUC approvato anestetico, Avertin iniezione IP a 0,5 mg / g e posizione, con il piombo per schermare la testa, all&#39;interno del centro delGAMMACELL 40 &#39;esattore&#39; irradiatore. Rimuovere i capelli dal cuoio capelluto. Inoltre applicare il gel lacrima per prevenire la disidratazione della cornea. </li><li> Prima con Betadine soluzione e poi pulita con alcool cuoio capelluto, quindi praticare un&#39;incisione dal punto medio delle orecchie a appena sopra gli occhi. Rimuovere cuoio capelluto 3 millimetri ai lati della prima incisione, esponendo il cranio e punti di riferimento della superficie del cranio (Figura 2BI). </li><li> Elevare il periostio iniettando lidocaina al 2%: soluzione epinefrina e sezionare lontano dalla superficie del cranio (Figura 2Bii). </li><li> Utilizzando 2,7 millimetri trapano trapano, indebolire un mm cerchio del cranio 2.7 sulla corteccia dell&#39;emisfero destro tra lambda e bregma. Non penetrano l&#39;osso con la fresa (Figura 2Biii). Tabella 2 Riferimento. </li></ol> PUNTO CRITICO: se punta passa attraverso il cranio, la superficie del cervello sarà danneggiato risultati influenzano con ulteriore TRAUMA. Inoltre si verificherà sanguinamento eccessivo impedendo una chiara finestra venga generato. <ol start="5"><li> Togliere il lembo osseo indebolito con pinzette dissezione e gancio dentale e forza intenzionale ma controllata (Figura 2Biii). </li><li> (Facoltativo) Se guardando patologia tumorale, iniettare linee cellulari tumorali scelti (con gene reporter fluorescente) al centro della finestra generato nel passo 2.5. <ol><li> Caricare 10 microlitri 30 G siringa Hamilton con la sospensione cellulare e ago di carico in un frame stereotassico. PUNTO CRITICO: numero di cellulare avrà bisogno di essere ottimizzato per le cellule tumorali in uso e la linea temporale della crescita necessaria. Per U87 culture usiamo 2 x 10 5 cellule in 10 microlitri per mouse. </li><li> Caricare il mouse sul telaio stereotassico digitale allineare l&#39;ago al punto della finestra generato centro. </li><li> Dell&#39;ago inferiore fino a che raggiunge la superficie corticale e reimpostare le coordinate digitale. </li><li> Bassoer l&#39;ago a 3,2 mm nel tessuto corticale e iniettare in profondità di 3 mm. </li><li> Ritrarre l&#39;ago lentamente poi togliere il mouse dal telaio. PUNTO CRITICO: Iniettare la soluzione per tutta la durata di 1 minuto e lasciare l&#39;ago in posizione dopo l&#39;iniezione per assicurare ridotto riflusso. PUNTO CRITICO: se si verifica emorragia minore irrigare con soluzione salina sterile per 1-5 minuti per fermare l&#39;emorragia superficiale. Procedere con i passi successivi. </li></ol></li><li> Inumidire superficie del cervello con una goccia di PBS sterile per mantenere il tessuto cerebrale irrigato. </li><li> Galleggiante da 3 mm coprioggetto sulla superficie del cervello per sigillare completamente intorno alla finestra mm 2.7 generato. Tabella di riferimento 2. </li><li> Secco cranio circostante osso quindi applicare Vetbond a tutta cranio esposto al tessuto del cuoio capelluto richiudere alle ossa del cranio e il vetrino in posizione. NON applicare un eccesso come vi saranno perdite sotto il vetro e diminuire il potenziale di imaging. </li><li> Mix fresco dentale polvere acrilica e la soluzione, circa il 30% (w / v), e applicare sopra la parte superiore del Vetbond. Per assicurare una buona tenuta si sovrappongono l&#39;acrilico leggermente sul bordo vetrino di vetro (Figura 2Biv). Tabella di riferimento 2. </li></ol> ATTENZIONE: Dental acrilico è estremamente pericolosa per cui si consiglia l&#39;uso di guanti e maschera durante tutta la procedura. PUNTO CRITICO: Dental acrilico deve rimanere flessibile durante lo stampaggio per assicurare una buona tenuta e ridurre l&#39;eccesso. Accumulo di acrilico su la finestra si offuscare le immagini. <ol start="11"><li> Consentire topi di recuperare in una gabbia calda. </li></ol> 3. Stereotassica radiazioni (Opzionale) - Figura 3 (25 min per il mouse) Variazioni esisteranno nei diversi irradiatori usato e come sarà richiesto tale ottimizzazione. Abbiamo usato un irradiatore design su misura. <ol><li> Anestetizzare topiutilizzando Isoflurane al 4% per l&#39;induzione seguita da 1,5-2% in tutta la procedura con 0,5-1 litri di O 2 un minuto, e posto sul dispositivo di immobilizzazione testa personalizzata all&#39;interno del irradiatore stereotassica (Figura 3Ai). </li><li> Ottenere un fascio conico 360 ° TAC con il tubo radiogeno esecuzione a 40 kVp e 0,05 mA attraverso un filtro di alluminio da 2 mm. Usare l&#39;immagine per guidare il movimento della scena, dirigendo la radiazione isocentro all&#39;emisfero destro assicurando che sia centrale nella direzione ventrale dorsale. </li><li> Inserire il collimatore emisferico da 8 mm x 11 mm di blocco. </li></ol> PUNTO CRITICO: Collimatori possono essere progettati per molte configurazioni diverse, e così può essere migliorata per includere ed escludere le diverse parti del cervello. 8 millimetri x 11 mm definisce una superficie emisferica del cervello. <ol start="4"><li> Ottenere singole immagini CT ortogonali sia dall&#39;alto (AP) e inferiore (PA) attraverso il collimatore per migliorare ulteriormente il posizionamento del cervello, anatstrutture ossee omical possono essere utilizzati per la riproducibilità. </li><li> La sostituzione del filtro alluminio per un trattamento di rame 0,93 mm filtra e amministrare la metà della dose di radiazione desiderato con il tubo radiogeno esecuzione a 225 kVp e 13 mA dalla parte superiore in senso AP. </li><li> Cavalletto ritornare nella posizione inferiore e amministrare la seconda metà della dose di radiazione di nuovo con il tubo radiogeno funziona a 225 kVp e 13 mA forma il fondo in una direzione PA. </li></ol> PUNTO CRITICO: è essenziale per irradiare sia dalla parte superiore e la parte inferiore per ridurre il gradiente RT attraverso il tessuto cerebrale, aiuta anche con l&#39;allineamento del isocentro al centro del cervello. 4 In vivo a due fotoni del laser di Microscopia -. Figura 3 (1-3 ore per sessione) Variazioni esisteranno nei diversi microscopi usati e come sarà richiesto tale ottimizzazione. Abbiamo usato un Carl Zeiss LSM510 META Laser Scanning Confocal microscopio. <ol><li> Anestetizzare topi con IACUC approvato anestetico, Avertin iniezione IP a 0,5 mg / g e pulito finestra usando spruzzo di alcol. </li><li><ol class="ualpha"><li> (Opzionale) Iniettare tagged vascolare colorante 5-10 minuti prima di imaging, nella vena della coda prima di imaging. Alexa647-destrano usato a 0,35 mcg / g o CD31-APC utilizzato a 0,2 mcg / g. Vedere la Tabella 2. </li><li> (Facoltativo) Iniettare fluoresceina attraverso la vena della coda alla dose di 7,7 mg / kg, 5 min prima di imaging, per delineare tumore. Tabella di riferimento 2. </li></ol></li><li> I canali di installazione sul microscopio confocale come determinato dal fluorocromo utilizzato nel topo chimerico generato. Tabella 1 mostra i canali descritti in questo modello. </li><li> Capovolgere il mouse sul palco microscopio mobile e stabilizzare la testa in posizione con la plastilina modellabile. (Figura 3Aii) Tabella di riferimento 2. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_content&quot;&gt; PUNTO CRITICO: La ICW deve essere perpendicolare al punto laser e come tale deve essere posizionato orizzontalmente per garantire l&#39;imaging è ottimale. <ol start="5"><li> Accendere il primo laser canale e utilizzare per posizionare al centro della ICW. </li><li> Usare lenti 5x e prendere una immagine dell&#39;intera finestra da utilizzare come mappa per ulteriori immagini a risoluzione superiore. </li><li> Imaging deve essere effettuata utilizzando 10X e lenti 20X &#39;lungo raggio&#39; per ottenere la migliore qualità di immagine. </li></ol> PUNTO CRITICO: I canali e gli obiettivi sul 2PLM deve essere impostato utilizzando cellule ingegnerizzate in vitro prima della rappresentazione di modelli murini per assicurarsi che evidenziano la corretta fluorocromo. <table border="1"><tbody><tr><td> Fluorocromo </td><td> CFP </td><td> GFP / fluoresceina / FITC </td><td> mCherry / RFP / DsRed </td><td> APC / Alexa647 </td><td> SHG autofluorescenza </td></tr><tr><td> Laser di eccitazione </td><td> 458 nm </td><td> 488 nm </td><td> 543 nm </td><td> 633 nm </td><td> Chameleon laser 820 nm </td></tr><tr><td> Collezione Filter </td><td> 480-520 nm </td><td> 500-550 nm </td><td> 565-615 nm </td><td> 650-710 nm </td><td> 390-465 nm </td></tr></tbody></table> Tabella 1. Guide di configurazione fluorocromo. Per l&#39;utente per vedere il laser di eccitazione e collezionista spettri di emissione utilizzati per ciascuno dei canali disponibili nel modello.

<ol><li>Kienast, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+imaging+reveals+the+single+steps+of+brain+metastasis+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Real-time imaging reveals the single steps of brain metastasis formation.</a> Nature Medicine. 16, 116-122 (2010).</li>
<li>Holtmaat, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term%2C+high-resolution+imaging+in+the+mouse+neocortex+through+a+chronic+cranial+window%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window.</a> Nat. Protoc. 4, 1128-1144 (2009).</li>
<li>Hansen-Algenstaedt, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+observation+reveals+time-course-dependent+characteristics+of+tumour+vascularisation%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Long-term observation reveals time-course-dependent characteristics of tumour vascularisation.</a> Eur. J. Cancer. 41, 1073-1085 (2005).</li>
<li>Kherlopian, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+imaging+techniques+for+systems+biology%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Systems+Biology%22%5BJournal%5D)">A review of imaging techniques for systems biology.</a> BMC Systems Biology. 2, 74(2008).</li>
<li>Kedrin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+imaging+of+metastatic+behavior+through+a+mammary+imaging+window%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Intravital imaging of metastatic behavior through a mammary imaging window.</a> Nature Methods. 5, 1019-1021 (2008).</li>
<li>Perentes, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+extracellular+matrix+remodeling+by+tumor-associated+fibroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of extracellular matrix remodeling by tumor-associated fibroblasts.</a> Nature Methods. 6, 143-145 (2009).</li>
<li>Brown, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+imaging+of+collagen+and+its+modulation+in+tumors+in+vivo+using+second-harmonic+generation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Dynamic imaging of collagen and its modulation in tumors in vivo using second-harmonic generation.</a> Nature Medicine. 9, 796-800 (2003).</li>
<li>Marker, D. F., Tremblay, M. -E., Lu, S. -M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Thin-skull+Window+Technique+for+Chronic+Two-photon+In+vivo+Imaging+of+Murine+Microglia+in+Models+of+Neuroinflammation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation.</a> J. Vis. Exp. (43), e2059(2010).</li>
<li>Drew, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nature Methods. 7, 981-984 (2010).</li>
<li>Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. -B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thinned-skull+cranial+window+technique+for+long-term+imaging+of+the+cortex+in+live+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice.</a> Nature Protocols. 5, 201-208 (2010).</li>
<li>Burrell, K., Hill, R. P., Zadeh, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+in-vivo+analysis+of+normal+brain+response+to+cranial+irradiation%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">High-resolution in-vivo analysis of normal brain response to cranial irradiation.</a> PLoS ONE. 7, e38366(2012).</li>
<li>Tate, M. C., Aghi, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biology+of+angiogenesis+and+invasion+in+glioma%5BTitle%5D)+AND+%22NURT%22%5BJournal%5D)">Biology of angiogenesis and invasion in glioma.</a> NURT. 6, 447-457 (2009).</li>
<li>Aghi, M., Chiocca, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+bone+marrow-derived+cells+to+blood+vessels+in+ischemic+tissues+and+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">Contribution of bone marrow-derived cells to blood vessels in ischemic tissues and tumors.</a> Mol. Ther. 12, 994-1005 (2005).</li>
<li>Nussenbaum, F., Herman, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+angiogenesis%3A+insights+and+innovations%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Oncol%22%5BJournal%5D)">Tumor angiogenesis: insights and innovations.</a> J. Oncol. 2010, 132641(2010).</li>
<li>Zhang, H. -r <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incorporation+of+endothelial+progenitor+cells+into+the+neovasculature+of+malignant+glioma+xenograft%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neuroonco%22%5BJournal%5D)">Incorporation of endothelial progenitor cells into the neovasculature of malignant glioma xenograft.</a> J. Neuroonco. 93, 165-174 (2009).</li>
<li>Blouw, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hypoxic+response+of+tumors+is+dependent+on+their+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Cell%22%5BJournal%5D)">The hypoxic response of tumors is dependent on their microenvironment.</a> Cancer Cell. 4, 133-146 (2003).</li>
<li>Du, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIF1alpha+induces+the+recruitment+of+bone+marrow-derived+vascular+modulatory+cells+to+regulate+tumor+angiogenesis+and+invasion%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Cell%22%5BJournal%5D)">HIF1alpha induces the recruitment of bone marrow-derived vascular modulatory cells to regulate tumor angiogenesis and invasion.</a> Cancer Cell. 13, 206-220 (2008).</li>
<li>Rajantie, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+bone+marrow-derived+cells+recruited+during+angiogenesis+comprise+precursors+for+periendothelial+vascular+mural+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Adult bone marrow-derived cells recruited during angiogenesis comprise precursors for periendothelial vascular mural cells.</a> Blood. 104, 2084-2086 (2004).</li>
<li>Shin de Patil, V. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((marrow-derived+lin%28-%29c-kit%28%2B%29Sca-1%2B+stem+cells+do+not+contribute+to+vasculogenesis+in+Lewis+lung+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Neoplasia%22%5BJournal%5D)">marrow-derived lin(-)c-kit(+)Sca-1+ stem cells do not contribute to vasculogenesis in Lewis lung carcinoma.</a> Neoplasia. 7, 234-240 (2005).</li>
<li>Purhonen, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+marrow-derived+circulating+endothelial+precursors+do+not+contribute+to+vascular+endothelium+and+are+not+needed+for+tumor+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Bone marrow-derived circulating endothelial precursors do not contribute to vascular endothelium and are not needed for tumor growth.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 6620-6625 (2008).</li>
<li>Aghi, M., Cohen, K. S., Klein, R. J., Scadden, D. T., Chiocca, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+stromal-derived+factor-1+recruits+vascular+progenitors+to+mitotic+neovasculature%2C+where+microenvironment+influences+their+differentiated+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Tumor stromal-derived factor-1 recruits vascular progenitors to mitotic neovasculature, where microenvironment influences their differentiated phenotypes.</a> Cancer Research. 66, 9054-9064 (2006).</li>
<li>Burrell, K., Zadeh, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBurrell%2C+K+%22Molecular+Mechanisms+of+Tumor+Angiogenesis%22">Molecular Mechanisms of Tumor Angiogenesis</a>. , InTech. (2012).</li>
<li>Thorball, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FITC-dextran+tracers+in+microcirculatory+and+permeability+studies+using+combined+fluorescence+stereo+microscopy%2C+fluorescence+light+microscopy+and+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Histochemistry%22%5BJournal%5D)">FITC-dextran tracers in microcirculatory and permeability studies using combined fluorescence stereo microscopy, fluorescence light microscopy and electron microscopy.</a> Histochemistry. 71, 209-233 (1981).</li>
<li>Tolentino, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiography+of+fluoresceinated+anti-vascular+endothelial+growth+factor+antibody+and+dextrans+in+experimental+choroidal+neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Angiography of fluoresceinated anti-vascular endothelial growth factor antibody and dextrans in experimental choroidal neovascularization.</a> Arch. Ophthalmol. 118, 78-84 (2000).</li>
<li>Holash, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VEGF-Trap%3A+a+VEGF+blocker+with+potent+antitumor+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">VEGF-Trap: a VEGF blocker with potent antitumor effects.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 11393-11398 (2002).</li>
<li>Shinoda, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence-guided+resection+of+glioblastoma+multiforme+by+using+high-dose+fluorescein+sodium%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Fluorescence-guided resection of glioblastoma multiforme by using high-dose fluorescein sodium.</a> , 1-7 (2003).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

I tre canali descritti in tutte le immagini finora sono intercambiabili per i tre marcatori di interesse di altri modelli e foglie ricercatori con una preziosa serie di strumenti per cercare una numerosi tipi di cellule e interazioni. È necessaria la pianificazione per garantire che tutti i marcatori e tipi di cellule hanno integrato con successo una fluorescenza molecola reporter in un canale distinto. Oltre ai normali tre canali usati qui abbiamo anche potuto integrare un canale PCP quarto (Figura 4A) e una base di collagene SHG canale 7 (Figura 4B). Ciò estende la possibilità di guardare interazioni cellulari in vivo e in aggiunta permette all&#39;utente di intraprendere popolazione miscelazione di studiare specifiche interazioni cellula-cellula, mantenendo due canali per altri marcatori. Per esempio, abbiamo preso in considerazione le cellule tumorali (RFP) e le cellule staminali del cancro (PCP) in un rapporto di 1:3 con un interesse per confrontare il loro intratuminterazioni orali (Figura 4A). Abbiamo osservato che sette giorni dopo l&#39;impianto della popolazione mista del rapporto è stata confermata ed entrambe le popolazioni cellulari potrebbe ancora essere visto. Il canale PCP fornisce problemi tecnici dovuti alla sovrapposizione con il canale GFP in entrambi gli spettri di eccitazione e di emissione e come tale richiede elaborazione post imaging per definire la vera PCP + cellule da quelle che sono effettivamente GFP +. Post-elaborazione di immagini può essere effettuata sui microscopi 2-fotoni costruiti nel software Zeiss LSM direttamente in base al quale, l&#39;immagine GFP viene sottratta dall&#39;immagine PCP conseguente le vere cellule PCP essere lasciati indietro (Figura 4A). La premessa per il rapporto di sottrazione dipende da immagini altrettanto brillanti ed è dovuto al laser CFP (458 nm) fluorescente sia CFP e di cellule GFP, mentre il laser GFP (488 nm) è troppo alto a fluorescenza delle cellule della PCP. Oltre al PCP siamo stati anche in grado di utilizzare le configurazioni precedentemente pubblicati per guardare il SHGlivelli e così raffigurare le fibre di collagene che compongono la membrana basale che circonda vascolare, (Figura 4B). Altro adattamento di questo modello ha sfruttato un piccolo irradiatore personalizzato costruito animale che ha la capacità di utilizzare radiazioni stereotassica guidata per irradiare le parti di tessuto piccolo come 2 mm di diametro. Di mira la finestra con irradiazione è possibile osservare la radiazione ha effetto sul tessuto sottostante. Abbiamo recentemente pubblicato uno studio guardando la radiazione effetto ha sul tessuto cerebrale normale rispetto al reclutamento di BMDCs alla vascolarizzazione, guardando in particolare al loro ruolo nei cambiamenti del tessuto post-radiazioni. Abbiamo scoperto che il reclutamento dei BMDCs era tempo e dose dipendente in tessuto normale 11. E &#39;fattibile per studiare i meccanismi di fornitura e integrazione di terapie che forniscono il farmaco viene etichettato con un marcatore fluorescente. Durantela nostra ricerca siamo stati in grado di monitorare la produzione di VEGFTrap, un farmaco anti-angiogenico che blocca tutte le segnalazioni VEGF nella zona di produzione 25. Modificando geneticamente le cellule tumorali per esprimere il gene VEGFtrap accoppiato con un IRES per EGFP (Figura 4CI) e l&#39;utilizzo di RFP &#39;donatore&#39; BM siamo riusciti a immagine della EGFP: produzione VEGFtrap, interazione BMDC e vascolare contemporaneamente (Figura 4Cii). Ciò ha dimostrato la versatilità del modello e canali disponibili. E &#39;anche possibile esaminare la cinetica del farmaco a causa della promessa di risoluzione di una singola cellula. Fluoresceina (GFP +) viene utilizzato per delineare i tumori in chirurgia per assicurare resezione massimali si ottengono 26. Iniettando per via endovenosa, mentre l&#39;imaging è possibile dimostrare che la delimitazione NON avviene attraverso l&#39;assorbimento attivo della fluoresceina nelle cellule tumorali stesse, ma invece attraverso la raccolta del farmaco nella zona stromale con time, visto dalla mancanza di co-localizzazione 10 min dopo l&#39;iniezione della fluoresceina (Figura 4D). Complessiva nostra strategia combina nuove tecniche e attuale per realizzare una piattaforma sperimentale unico, che è vantaggioso per lo studio di interazioni dinamiche cellulari. Questa strategia ha dimostrato di essere un metodo prezioso per l&#39;esame di alta risoluzione evoluzione dinamica singole cellule BMDC, tumorale e normale vascolarizzazione cerebrale in risposta alla terapia, intracranially. Intravitale di imaging in grado di fornire una migliore comprensione dei regolatori molecolari di BMDC reclutamento, la migrazione e la differenziazione in intracranica vascolare del tumore al cervello, così come molti altri processi dinamici adattabili ad altri campi di ricerca. Putativi fattori inibenti che regolano BMDC in combinazione con altre strategie terapeutiche possono aiutare l&#39;identificazione della tempistica precisa delle terapie combinatorie. Inoltre, questa strategia può essere adattato a molti futuri progetti che utilizza non solo nel vivo intravitale coloranti colorazione, ma anche piccoli inibitori molecolari e nanoparticelle che vengono etichettati con colori fluorescenti che consente ai ricercatori di tracciare la distribuzione e modelli migratori di terapie più mirate e guardare longitudinalmente alla loro cinetica.

Una migliore comprensione dei cambiamenti strutturali e biologiche che sorgono nel cervello in risposta a varie patologie, ed interventi terapeutici è critico per migliorare le strategie di trattamento. Tuttavia, una delle sfide attuali in studio di questi cambiamenti strutturali e biologiche, in particolare per quanto riguarda le patologie intracraniche, è l&#39;inaccessibilità del tessuto e l&#39;incapacità di studiare l&#39;evoluzione temporale e progressione dinamica dei cambiamenti in un ambiente in vivo. La generazione della tecnologia &quot;finestra&quot; ha già avuto successo in esame i cambiamenti dei tessuti molli attraverso lo sviluppo del tumore 5-7. Sviluppo di modelli ICW dimostra di essere più tecnicamente difficile, a causa della necessità di rimuovere l&#39;osso cranio senza danneggiare il istigare infezione del tessuto cerebrale sottostante. Precedenti lavori hanno tentato di assottigliare il cranio per visualizzare le 8-10 tessuto tuttavia, per la produzione di alta risoluzione chiara imè richiesta piena età rimozione dell&#39;osso cranio 11. Ripetere a lungo termine di imaging (30 giorni +) solo recentemente è divenuta un&#39;opzione fattibile attraverso l&#39;imaging 1,11, precedentemente tempi più brevi sono stati studiati 5. Negli ultimi dieci anni un importante obiettivo è stato quello di chiarire l&#39;origine di neo-vascolarizzazione seguenti stimoli patologici, in particolare in risposta alla formazione del tumore e la progressione, per fornire nuovi bersagli terapeutici per il trattamento dei tumori. Molte controversie rimane attorno alla fonte di nuova vascolarizzazione nel cervello durante lo sviluppo del tumore o radiazioni seguente. Tradizionalmente vascolarizzazione è stata considerata avvenire attraverso l&#39;angiogenesi, un processo mediante il quale i nuovi vasi formano dalla germinazione dei vasi pre-esistenti 12. Studi più recenti tuttavia, suggeriscono che il processo embrionale precedenti ipotesi di vasculogenesi può giocare un ruolo più rilevante nella formazione di vascolarizzazione patologica. Vasculogenesis comporta l&#39;assunzione delle controparti angioblast adulte dal midollo osseo, che a loro volta sono poi direttamente coinvolta nella formazione di nuovi vasi endotelio 12-14. Accumulando evidenza indica che le cellule precursori endoteliali sono mobilitate dal midollo osseo di avviare ex novo la formazione dei vasi in risposta a mediatori oncogeni 15-17. Tuttavia, questi studi forniscono prove contraddittorie per il contributo diretto di queste cellule derivate del midollo osseo (BMDCs) a vaso endotelio con contributo percentuale variabile con il tipo di stimolo patologico e la risposta al trattamento 18-21. Pertanto, stabilire metodi sperimentali riproducibili che consentono ad alta risoluzione di immagini intravitale per ripetute studio a lungo termine del processo di integrazione BMDC in vasi tumorali e in risposta alla terapia è inestimabile. Tecniche istologiche standard non riescono a fornire le infor dinamicamazioni necessaria per determinare la sopravvivenza a lungo termine, differenziazione e integrazione delle cellule che danno origine a neovascolarizzazione e quindi non possono dimostrare definitivamente i meccanismi di interazione cellulare. Abbiamo dimostrato utilizzando il nostro approccio sperimentale che c&#39;è un grado variabile di assunzione BMDC seguendo sia radiazioni ionizzanti intracranica e la crescita tumorale, un reclutamento che è tuttavia patologia luogo specifico e non un invasione di tutto il tessuto intracranico 11,22. Abbiamo dimostrato che l&#39;assunzione segue un modello sensibile tempo dimostrato dalla rappresentazione ripetuta di un singolo animale 11,22. Allo stesso modo, imaging in vivo può anche fornire informazioni preziose in mimetismo delle cellule tumorali per cui le cellule tumorali fluorescente tag possono essere esposte e monitorati con un intra-CD31 anticorpi vitali per le cellule endoteliali per evidenziare la possibilità di transdifferenziazione delle cellule tumorali di formare direttamente il proprio endotelio. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; La versatilità del modello è esaltata dalla capacità di immagine 4 canali fluorescenti, fornendo un numero esauriente di combinazioni per lo studio di variare processo cellulare e biologici. Siamo in grado di intravitally immagine CFP (azzurro), GFP (verde), Cherry / RFP (rossa), e Alexa647/APC (rosso lontano), contemporaneamente in un singolo campo più volte nel corso del tempo. Ricercatori possono modificare le cellule geneticamente per esprimere fluorocromi per ciascuno dei canali e coloranti acquisto e anticorpi per evidenziare cambiamenti strutturali di particolare interesse. Ad oggi coloranti e anticorpi comunemente utilizzati negli studi includono CD31 e destrano cui entrambi evidenziare il microcircolo e le sue variazioni di tessuto 1,11,23,24, sebbene abbiamo utilizzato il canale rosso lontano per questo scopo entrambi sono disponibili per l&#39;uso in altri canali citati. Allo stesso modo, altri coloranti compresi Sytox Arancione, che metterà in evidenza le aree di apoptosi, e marcatori come quelli della società Visen, sono stati specifically progettato per l&#39;uso in vivo. Ulteriormente ai quattro canali fluorescenti comunemente utilizzati citate, una generazione di seconda armonica (SHG) canale può essere aggiunto e ottimizzato per le fibre di collagene immagine endogene del modello 7, visualizzando la membrana basale vascolare circostante. Per dimostrare la capacità di adattamento del nostro modello, così come le interazioni cellula-cellula menzionati sopra, abbiamo potuto studiare interazioni farmaco-cellula. Abbiamo esaminato gli inibitori della droga come AMD3100, un inibitore SDF-1, e il suo ruolo nelle reti coinvolte nel reclutamento BMDC 11 segnalazione. Allo stesso modo abbiamo geneticamente fuori U87 glioma cellule xenotrapianti di esprimere VEGFTrap, un inibitore VEGF 25, in combinato disposto con un IRES ad una molecola di GFP. Utilizzando RFP + BM siamo in grado di studiare il ruolo di VEGF ha sul reclutamento di BMDCs alla vascolarizzazione. Più di recente abbiamo utilizzato il modello per studiare la cinetica dei farmaci guardando il mechanism dietro il tumore-delineando farmaco fluoresceina 26, a livello cellulare. Attraverso l&#39;uso di una misura costruito in casa piccoli animali irradiatore siamo stati in grado di integrare stereotassica radiazioni somministrata per valutare la risposta del tumore e sia BMDCs al trattamento. Attraverso l&#39;uso dei nostri nuovi intravitale ricercatori metodo di imaging sarà ottenere informazioni sui monocellulari tempo reale i cambiamenti che si verificano in varie patologie e dei sistemi, favorendo la delucidazione di molte caratteristiche funzionali e biologiche dei cambiamenti del tessuto.

<table><tr><tbody><td colspan="4">Reagent</td></tr><tr><td>NODSCID topi</td><td>Jackson Lab</td><td>001303</td><td>8 settimane</td></tr><tr><td>B5/EGFP Topi</td><td>Jackson Lab</td><td>003516</td><td></td></tr><tr><td>ACTB/DsRED topi Jackson</td><td>Lab</td><td>005441</td><td></td></tr><tr><td>Tear Gel</td><td>Novartis</td><td>T296/2</td><td></td></tr><tr><td>2% Lidocaina-Epinefrina</td><td>Bimeda MTC</td><td>25SP</td><td>Uso pulito</td></tr><tr><td>Vetbond</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td></td></tr><tr><td>Kit acrilico autopolimerizzante</td><td>Bosworth</td><td>166260</td><td>Utilizzare ~30% (p/v)</td></tr><tr><td>10K MW Dextran-Alexa647</td><td>Invitrogen</td><td>D22914</td><td>Utilizzare @ 0,6 mg/kg in soluzione salina</td></tr><tr><td>CD31-APC</td><td>BDPharmingen</td><td>551262</td><td>Utilizzare @ 0,3 mg/kg in soluzione salina</td></tr><tr><td>AK-fluor (Fluoresceina) 10%</td><td>AKORN inc.</td><td>NDC 17478-253-10</td><td>Utilizzare @ 7,7 mg/kg in</td></tr><tr><td>soluzione salina di betadina</td><td>Prodotti Purdue</td><td>NDC 67618-150</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>Pinzette fini</td><td>VWR</td><td>82027-402</td><td></td></tr><tr><td>Forbici per dissezione fine</td><td>VWR</td><td>25870-002</td><td></td></tr><tr><td>22G Ago</td><td>BD</td><td>305156</td><td></td></tr><tr><td>27G Siringa TB da 0,5 ml</td><td>BD</td><td>305620</td><td></td></tr><tr><td>Micro-trapano portatile</td><td>Strumenti per scienze fini</td><td>18000-17</td><td></td></tr><tr><td>Punta da trapano in trephine da 2,7 mm</td><td>Strumenti per scienze fini</td><td>18004-27</td><td></td></tr><tr><td>10 &#956; l 30G Siringa Hamilton</td><td>Sigma Aldrich</td><td>20909-U</td><td></td></tr><tr><td>Vetrino coprioggetti in vetro 3 mm</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0720 CS-3R</td><td></td></tr><tr><td>Occhiali a fluorescenza</td><td>BLS</td><td>FHS/T01</td><td>Telaio di base</td></tr><tr><td>Telaio stereotassico</td><td>stoelting</td><td>51950</td><td></td></tr><tr><td>Mouse retrattile per iniezione endovenosa</td><td>Brain Tree</td><td>Lifescience MTI</td><td></td></tr></tbody></table>

un romanzo ad alta risoluzione<em&gt; in vivo</em&gt; tecnica di imaging per studiare la risposta dinamica di strutture intracraniche alla crescita del tumore e terapeutica

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

Abbiamo integrato con successo precedentemente stabilito intracranica finestra (ICW) tecnologia 1-4 con intravital 2-fotone microscopia confocale di sviluppare un nuovo piattaforma che permette una visualizzazione diretta lungo termine della struttura del tessuto cambiamenti intracranially. Imaging ad una risoluzione di singola cellula in un modo in tempo reale fornisce informazioni dinamiche supplementari oltre i limiti previsti dalle analisi istologiche standard di end-point, che guarda unicamente a &#39;snapshot&#39; sezioni di tessuto. La creazione di questa tecnica di imaging intravitale in fluorescenti topi chimerici, siamo in grado di immagine quattro canali fluorescenti simultaneamente. Incorporando cellule fluorescente, come GFP + midollo osseo, è possibile monitorare il destino di queste cellule che studiano loro migrazione lungo termine, l&#39;integrazione e la differenziazione all&#39;interno del tessuto. Ulteriore integrazione di una cella giornalista secondario, come ad esempio una linea tumorale mCherry glioma, consente caratzazione di interazione fra cellule. I cambiamenti strutturali nel microambiente del tessuto possono essere evidenziati attraverso l&#39;aggiunta di coloranti intra-vitali e gli anticorpi, per esempio anticorpi CD31 con tag e molecole destrano. Inoltre, si descrive la combinazione del nostro modello di imaging ICW con un animale di piccole micro-irradiatore che prevede l&#39;irradiazione stereotassica, la creazione di una piattaforma attraverso la quale i cambiamenti del tessuto dinamici che si verificano in seguito alla somministrazione di radiazioni ionizzanti possono essere valutati. Attuali limiti del nostro modello includono penetranza del microscopio, che è limitata ad una profondità di fino a 900 micron dalla superficie sub corticale, limitando l&#39;imaging all&#39;asse dorsale del cervello. La presenza del cranio dell&#39;osso rende la ICW una procedura tecnica più impegnativo, rispetto ai modelli a camera più consolidate e utilizzate attualmente utilizzati per studiare tessuto mammario e cuscinetti adiposi 5-7. Inoltre, la ICW providi molte sfide durante l&#39;ottimizzazione della formazione immagine.

La fase opzionale di ricostituire la BM di topi NODscid dovrebbe risultare in un assorbimento 80% del fluorescente &#39;donatore&#39; BM nel 100% dei &#39;Host&#39; topi il NODscid, tuttavia l&#39;ottimizzazione della TBI sarà tenuto a migliorare la ricostituzione in altri non ceppi-immunocompromsed. Se i topi sono senza successo ricostituiti si ammalano e muoiono rapidamente seguendo la procedura, i topi indeboliti possono richiedere cibo supplementare e le fonti d&#39;acqua. La ICW una volta finito dovrebbe assomigliare a quello visto in Figura 2Biv. E &#39;ideale per avere una cresta di acrilico che circonda il vetrino di vetro come questo dà forza per il join con il cranio. Finestre perfetti sono riproducibili e permettono di immagini ripetute fino a 8 settimane dopo la loro generazione (Figura 2C). Immagini prodotte attraverso queste finestre ottimali sarà come quelli visti in Figura 3Bi. Imperfezioni nella generazione finestra produrranno immagini di poveriqualità per esempio, bolle d&#39;aria sotto la finestra impedirà interi campi di vista sta eseguendo l&#39;acquisizione, aree appare scuro come l&#39;aria impedisce al laser imaging (Figura 3Bii). Con eccesso di colla e acrilico su coprioggetto ci sarà un elevato livello di sfondo fluorescenza e le zone del campo viene cancellato come si vede in Figura 3Biii, allo stesso modo in caso di imbrattamento sulla finestra piccoli punti di fluorescenza di fondo saranno visibili nel campo (Figura 3Biv). Successo di ICW dell&#39;imaging è predeterminato dalla integrità della tecnica chirurgica, tuttavia, anche ICWS ottimali possono incontrare problemi durante la sessione di imaging. Come tale, una portata e del grado di chiarezza esiste nelle immagini generate come visto in Figura 3. L&#39;immagine di qualità pubblicazione ritratta in figura 3C si verifica quando tutto è ottimale. Anche se non è possibile per tutti i topi, è fattibile aspettarsi 80% dell&#39;immagines generati a guardare come questo. Uno dei maggiori difetti nella configurazione attuale microscopia è l&#39;uso di laser invertiti. I topi devono essere posizionati sulla schiena e questo si traduce in stress eccessivo e il disagio che può portare a respiro affannoso durante l&#39;imaging. Questo produce un immagine &#39;foderato&#39; come la respirazione interferisce con la media che si verifica durante l&#39;imaging, per cui, ogni riga di pixel è ripreso quattro volte e la media dei quattro è visualizzato nell&#39;immagine finale. Qualsiasi movimento durante il calcolo della media, come quella causata da respiro affannoso, creerà un manufatto che appare come una linea sull&#39;immagine, come visto in Figura 3D. I topi che non sono sufficientemente anestetizzato durante l&#39;imaging possono riscontrare questo problema anche. L&#39;effetto &#39;foderato&#39; può essere diminuito limitando l&#39;immagine media su on, tuttavia questo a sua volta riduce la qualità dell&#39;immagine, e non può eliminare il problema. In alternativa, i topi possono essere riposizionati o nuovi tentativi quando la respirazione si è normalizzata. L&#39;uso oF AN 2PLM verticale sarebbero negare questo problema come topi potevano essere ripreso &#39;in posizione prona&#39;. Un ulteriore problema con l&#39;imaging su un 2PLM invertita include la limitata accessibilità per il posizionamento della ICW una volta che il mouse si trova sul microscopio, e questo porta a immagini &#39;segmentate&#39; come quelli visti in Figura 3E. Qui il laser e coprioggetto non sono ortogonali tra loro e come tale la rappresentazione si verifica in un angolo. Ciò provoca la generazione di una immagine &#39;segmentata&#39; dove i lati del campo di vista non vengono esposte. Il problema si risolve facilmente con il riposizionamento del mouse per assicurare il vetrino è completamente orizzontale, una volta sulla testa di montare come si vede nella figura 3Aii. Il modello qui presentato è stato specificamente utilizzato per esaminare il ruolo di BMDCs nella vascolarizzazione del tessuto tumorale e dimostra la capacità di utilizzare tre diversi canali contemporaneamente (Cherry, GFP, Far-rosso - Alexa647 e APC) making della PCP e SHG ridondante per questa particolare storia. Siamo stati in grado di topi immagine longitudinalmente per un massimo di otto settimane, studiando il reclutamento e l&#39;integrazione delle cellule midollari nel sistema vascolare a livello di singola cellula, senza effetti negativi causati dalla finestra. Questo modello dimostra la facilità di raccolta delle informazioni dinamiche sulla fonte e la formazione del sistema vascolare e l&#39;interazione di diversi tipi di cellule di interesse, precedentemente persi con l&#39;analisi istologica punto finale. <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td> Passo </td><td> Problema </td><td> Ragionamento </td><td> Soluzione </td></tr><tr><td> 1.4 </td><td> Bone frantumi </td><td> Utensili consumati </td><td> Raccogliere midollo osseo formare un topo fresco con forbici affilate o lama fresca bisturi, frammenti ossei possono inibire l&#39;iniezione TV </td></tr><tr><td> 1.5 </td><td> Bassa estrazione (bassa viscosity) </td><td> Piastre laterali osso tagliato troppo distalmente; poveri metodo di raccolta </td><td> Le ossa dovrebbero essere tagliati come prossimalmente possibile e raccolti con l&#39;osso all&#39;interno del tubo di raccolta per evitare alzatina Ora dovrebbe essere speso per estrarre il massimo BM e con cura Se Piscina necessario più di un topo in 1 ml </td></tr><tr><td></td><td> Alta Estrazione (alta viscosità) </td><td> Tampone a bassa raccolta </td><td> Diluire la soluzione con il più 0,1% di BSA, diviso per tre topi riceventi fino a 500 microlitri per massimo del mouse </td></tr><tr><td> 1.6 </td><td> Bad iniezione endovenosa </td><td> Povero vasodilatazione e visibilità nave </td><td> Migliora la dilatazione con lampada di calore. Posto del mouse in coda vena immobilizzazione con costruito in fonte di luce per facilitare l&#39;accesso </td></tr><tr><td> 1 </td><td> I topi malati </td><td> Infezione </td><td> Sacrifica topi secondo le regole dell&#39;istituzione. Assicurarsi vengono pulite le code prima dell&#39;iniezione e controllare la sterilitàdi estratto BM nella cultura </td></tr><tr><td></td><td> I topi muoiono </td><td> Povero BM captazione </td><td> Verificare% di fluorescenza assorbimento BM di topo morto. Ottimizzare TBI per ceppo di topi in uso Aumentare la quantità di BM di iniezione (ad esempio uso un mouse donatore per due riceventi) </td></tr><tr><td> 2.4 </td><td> Emorragia Minori </td><td> Dura violato durante la perforazione </td><td> Pressione con cuscinetti in gel e e continuo lavaggio salina sterile </td></tr><tr><td></td><td> Maggiore emorragie </td><td> Cervello danneggiato da perforazione </td><td> Sacrifica il mouse secondo le linee guida delle istituzioni </td></tr><tr><td> 2.8 </td><td> Bolle d&#39;aria sotto il vetrino coprioggetto </td><td> Problemi di contatto con la superficie corticale impedisce il corretto posizionamento </td><td> Rimuovere vetrino e aggiungere ulteriore PBS a galleggiare il coprioggetto sulla finestra per rimuovere le bolle </td></tr><tr><td> 2.10 </td><td> Slittamento del vetrino durante l&#39;incollaggio </td><td> Acrmassa ylic è pesante, mettendo pressione sul vetrino e sposta il vetrino di mezzo </td><td> Pinzetta dovrebbe essere utilizzato per contenere coprioggetto giù mentre vengono applicati Vetbond e acrilico </td></tr><tr><td> 4.2 </td><td> Bad iniezione endovenosa </td><td> Povero vasodilatazione e visibilità nave </td><td> Migliora la dilatazione con lampada di calore. Posto del mouse in coda vena immobilizzazione con costruito in fonte di luce per facilitare l&#39;accesso </td></tr><tr><td> 4.4 Figura 3C </td><td> Immagini &#39;foderato&#39; </td><td> Affannoso o respirazione irregolare </td><td> Rimuovere il mouse dal telaio e permettere di recuperare Aumentare il livello di anestetici somministrati e regolare la posizione per garantire il collo non è eccessivamente flessa o estesa per impedire la respirazione </td></tr><tr><td> Figura 3C </td><td> Immagine &#39;segmentata&#39; </td><td> Cervello non è parallelo obiettivi </td><td> Regolare la posizione del vetrino per assicurarsi che sia piatta </td></tr><tr><td></td><td> Nave non visualizzato </td><td> iniezione non si vede per via intravascolare </td><td> Ripeti l&#39;iniezione in vena della coda alternativa, coda caldo per garantire una buona vasodilatazione </td></tr><tr><td></td><td> Alta sfondo </td><td> Sporca coprioggetto, Bolle d&#39;aria, acrilico </td><td> Pulire vetrino con un panno umido di etanolo al 70%, non si impregna come può penetrare sotto acrilico e danneggiare il tessuto cerebrale </td></tr></tbody></table> Tabella 2. Risoluzione dei problemi. Una linea guida per interventi correttivi necessari per aree problematiche delle procedure. <img alt="Schemi 1" fo:content-width="5.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50363/50363schemata1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50363/50363schemata1.jpg" /> Schemi 1. Diagramma di flusso sperimentale. Ciò dimostra la cronologia degli eventi attraverso fasi sperimentali 1-4. Modelli murini sono settati più di una settimana, pergarantire la BM ricostituisce correttamente, e non sono trattati con farmaci fino al giorno 7 del tumore al fine di garantire gli innesti tumorali. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50363/50363schemata1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per ingrandire la figura</a> . <img alt="Figura 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50363/50363fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50363/50363fig1.jpg" /> Figura 1. Ricostituzione BM. (A) procedura di estrazione BM i. Dissezione delle ossa degli arti posteriori. Ii. Dissected femore e tibia dagli arti posteriori, pulito e pronto per l&#39;estrazione. Iii. Ossa con fondello rimosso e lavato attraverso, dimostrando l&#39;aspetto bianco delle ossa vuote. (B) Schemata dimostrando dove vene laterali per iniezione sono posizionati nella coda. <p class="jove_content" fo:keep-together.within-Page = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Figura 2" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50363/50363fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50363/50363fig2.jpg" /> Figura 2. Generazione ICW. (A) asettica configurazione consigliata (B) i. Superficie del cranio Esposti rivela i punti di riferimento necessari per la chirurgia, ICW dovrebbe essere posizionato sulla emisfero destro equidistanti dal bregma e Lamda. Ii. Periostieum sollevata con soluzione di lidocaina, pronti per la rimozione . iii. gancio dentale richiesto per la rimozione del frammento osseo generata con il trapano. iv. Terminati ICW con acrilico dentale. (C) Tre esempio finestre dimostrare la riproducibilità del metodo. <img alt="Figura 3" fo:content-width="4.75in" fo:src="/files/ftp_upload/50363/50363fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50363/50363fig3.jpg" /><br/&gt; Figura 3. 2PLM risultati attesi. Tutte le immagini mostrano verde BM, tumore rosso, blu (pseudo colore rosso lontano) vascolare. (A) i. Dimostra il telaio testa che mantiene il flusso isoflurano all&#39;interno del piccolo irradiatore animale. La x 11 mm collimatore 8 può anche essere visto muoversi attraverso il portale. Ii. Mouse nel invertito posizionato nel telaio prevalenza richiesta per l&#39;imaging, plastercine modellabile assicura tutte le finestre può essere accettata. (B) le foto dimostrative degli esiti di problemi con la generazione finestra da i. una finestra ottimale, ii. una finestra con le bolle d&#39;aria intrappolate sotto, iii fuoriuscita acrilico sopra il vetrino e IV. sporco sulla finestra stessa. (C) mette in evidenza i problemi che si verificano con l&#39;imaging a seguito di successo generazione di un ICW i. ottimale di imaging ii manufatti. respirazionecreare un&#39;immagine &#39;allineato&#39; iii. coprioggetto non perpendicolari al laser generare un&#39;immagine &#39;segmentata&#39;. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50363/50363fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per ingrandire la figura</a> . <img alt="Figura 4" fo:content-width="5.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50363/50363fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50363/50363fig4.jpg" /> Figura 4. Usi funzionali e adattamenti del modello. (A) CFP di elaborazione delle immagini dopo il quale immagine GFP viene sottratto immagine CFP per rivelare l&#39;immagine PCP vero che può essere sovrapposto agli altri tre canali in bianco. Verde BM, tumore Rosso, Bianco CSC, Blu (pseudo colore rosso lontano) vascolare (B) Dimostrazione delle fibre di collagene che può essere ripreso con SHG. Dextran verde, rosso BM, Ciano Collagene (C) i. cellule VEGFTrap in VitrØ dimostrare il segnale GFP prodotta con il VEGFtrap. ii. imaging in vivo dimostra le cellule VEGFtrap chiaramente e inoltre mette in evidenza la facilità di commutazione dei canali per dimostrare il sistema si sta guardando. Verde VEGFTRap + Tumore, BM Rosso, Blu (pseudo colorata rosso lontano) vascolare. (D) Illustra la raccolta di fluoresceina nello stroma del tumore e non nelle cellule direttamente, mostrata dalla mancanza di segnale sovrapposizione verde con tumore rosso. Verde fluoresceina, tumore Rosso. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50363/50363fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per ingrandire la figura</a> .

Descriviamo un romanzo<em&gt; In vivo</em&gt; Tecnica di imaging che le coppie fluorescenti topi chimerici con finestre intracraniche e ad alta risoluzione microscopia a due fotoni. Questa piattaforma di imaging ausili studi di cambiamenti dinamici nel tessuto cerebrale e del microcircolo, a livello di singola cellula, a seguito di insulti patologici ed è adattabile per valutare la somministrazione di farmaci intracranica e la distribuzione.

Un romanzo ad alta risoluzione<em&gt; In vivo</em&gt; Tecnica di imaging per studiare la risposta dinamica di strutture intracraniche alla crescita del tumore e Terapeutica

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a ...

L'obiettivo generale di questa procedura è ottenere immagini ad alta risoluzione a livello di singola cellula di cellule progenitrici derivate dal midollo osseo, seguendone i modelli di reclutamento nella vascolarizzazione del cervello normale e associata ai tumori cerebrali nel tempo. Questo viene realizzato rimuovendo la tibia e il femore da topi donatori per ottenere cellule progenitrici fluorescenti del midollo osseo, che vengono quindi iniettate in topi riceventi irradiati. Il secondo passaggio consiste nella generazione di xenotrapianti intracranici di GBM in topi chimera all'interno di una camera con finestra cranica.In seguito, i topi vengono sottoposti a diverse terapie, inclusa la radioterapia guidata stereotassica. L'ultimo passaggio consiste nell'analizzare i topi mediante un microscopio confocale a due fotoni. In definitiva, questa metodologia può essere utilizzata per studiare dinamicamente i meccanismi di vascolarizzazione intracranica in diversi modelli.Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come l'istopatologia di tessuto ex vivo, è che possiamo studiare informazioni dinamiche fondamentali relative alla formazione dei vasi nel cervello. In questo modo, possiamo rispondere a domande chiave sui meccanismi della neoangiogenesi intracranica. Sebbene questo metodo possa essere utilizzato per ottenere informazioni sulla neoangiogenesi intracranica, può anche essere applicato ad altri sistemi e processi patologici nel cervello, come l'ischemia intracranica, l'ictus, le malattie neurodegenerative e i meccanismi di metastasi delle cellule tumorali al cervello.Per scopi dimostrativi di questo video, non è stato possibile seguire una tecnica asettica rigorosa. Pertanto, la cappa di sicurezza biologica presenta un'apertura superiore ai 12 pollici e gli animali non sono coperti con teli, in modo da offrire allo spettatore un'immagine più chiara e un migliore orientamento delle procedure per il lavoro sperimentale. La tecnica asettica deve essere rigorosamente seguita.Iniziare questa procedura verificando l'espressione della fluorescenza nel topo donatore GFP ed eutanasia secondo le linee guida del comitato istituzionale per la cura degli animali. Successivamente, pulire entrambi gli arti posteriori e rimuovere la tibia e il femore operando in condizioni asettiche. Rimuovere tutti i tessuti in eccesso dalle ossa.Quindi rimuovere le piastre terminali da entrambe le estremità delle quattro ossa estratte. Lavare con un ago da 22 gauge e un millilitro di PBS sterile. Diventeranno trasparenti una volta che tutto il midollo osseo sarà stato eliminato.In seguito, mescolare bene la sospensione di midollo osseo estratta. Essa dovrebbe contenere circa 20 milioni di cellule, quantità sufficiente per la ricostituzione di tre topi ospiti. Successivamente, preparare 3 aghi tubercolinici da 27 gauge e aspirare 300 microlitri di sospensione di midollo osseo in ciascuno di essi.Mentre il mouse è posizionato nel dispositivo di contenimento, segnare la superficie dorsale della coda per orientarsi. Quindi iniettare la sospensione nella vena laterale della coda di tre soggetti preesposti a irradiazione.Utilizzare topi nod skid in questa procedura lavorando in condizioni asettiche. Anestetizzare i topi chimera con midollo osseo nod skid e somministrare un'analgisia preventiva approvata dal comitato iacuc. Applicare un gel lacrimale per prevenire la disidratazione corneale.Pulire prima la testa con soluzione di Betadine, quindi con alcol ed eliminare i peli in eccesso. Successivamente, pulire ulteriormente il cuoio capelluto sottostante con alcol. Praticare un'incisione dal punto medio delle orecchie appena sopra gli occhi.Rimuovere il cuoio capelluto su entrambi i lati della prima incisione per esporre circa cinque millimetri del cranio sottostante. Successivamente, identificare i punti di repère anatomici della superficie cranica. Quindi, identificare e sollevare il periostio iniettando una soluzione di lidocaina al 2% con adrenalina.Successivamente dissezionare il periosteo dalla superficie del cranio utilizzando uno strumento appuntito. Quindi utilizzare una fresa TR da 2,7 millimetri per indebolire una falda ossea circolare di 2,7 millimetri nell'emisfero destro del cranio, equidistante sia da Lambda che da bgma. Non penetrare l'osso con la fresa, al fine di proteggere la dura madre e i tessuti sottostanti.Ora, rimuovere il lembo osseo indebolito utilizzando la dissezione, le pinzette e l'uncino dentale con forza controllata ma decisa. Successivamente, caricare una siringa Hamilton da 30 gauge con 10 microlitri di sospensione cellulare e posizionare l'ago sul supporto stereotassico. Quindi, posizionare il topo sul supporto stereotassico.Allineare l'ago al punto centrale della finestra generata; successivamente, abbassare l'ago fino a quando non tocca la superficie corticale. A questo punto, reimpostare le coordinate digitali. Ora abbassare l'ago di 3,2 millimetri all'interno del tessuto corticale.Quindi ritirare di 0,2 millimetri e iniettare a tre millimetri. L'iniezione in profondità deve essere eseguita a un ritmo di 10 microlitri al minuto. Al termine dell'iniezione, lasciare l'ago in posizione per un minuto prima di ritirarlo lentamente.Rimuovere quindi il mouse dal supporto. Successivamente, mantenere idratata la superficie del cervello utilizzando gocce di PBS sterile.Posizionare un'immersione di vetro da tre millimetri sulla superficie del cervello per sigillare la finestra da 2,7 millimetri. Quindi asciugare l'osso cranico circostante. Successivamente, applicare il vet bond per incollare il tessuto del cuoio capelluto all'osso cranico e mantenere l'immersione al suo posto.Non applicare troppo materiale, poiché potrebbe fuoriuscire sotto il vetro e ridurre la qualità dell'immagine. Successivamente, mescolare la polvere e la soluzione acrilica fresca sotto la cappa ed applicare la miscela sopra il vet bond utilizzando un ago da 22 gauge. Per garantire una sigillatura ermetica, applicare l'acrilico in modo che si sovrapponga leggermente al bordo del vetrino, senza coprire il vetrino stesso.In questo passaggio, posizionare un topo anestetizzato in un sistema di fissaggio cranico personalizzato all'interno dell'irradiatore stereotassico XAD 2 25 progettato. Acquisire una scansione TC a cono a 360 gradi con il tubo a raggi X impostato a 40 chilovolt di picco e 0,05 milliampere attraverso un filtro in alluminio da due millimetri. Utilizzare l'immagine per posizionare la piattaforma in modo che il centro ISO della radiazione sia diretto verso l'emisfero destro e risulti centrale nella direzione dorso-ventrale.È disponibile una vasta gamma di collimatori per indirizzare la radiazione, il che dimostra l'adattabilità del modello. In questo caso, utilizziamo un collimatore di otto millimetri per undici millimetri per l'irradiazione emisferica. Inserire il collimatore emisferico nell'irradiatore stereotassico X RAD 2 25.Ottenere le singole immagini ortogonali TC sia dalla parte superiore che da quella inferiore attraverso il collimatore, per verificare il corretto posizionamento della testa localizzando le strutture ossee anatomiche e regolando manualmente con precisione la posizione dello stadio sul monitor. Sostituire il filtro in alluminio XAD 2 25 IRRADIATOR con un filtro in rame da 0,93 millimetri. Successivamente, eseguire il programma del tubo a raggi X a 225 kilovolt di picco e 13 milliampere ed erogare metà della dose di radiazione dalla parte superiore in direzione antero-posteriore (AP).Riportare il gantry nella posizione inferiore ed erogare la seconda metà della dose di radiazione dal basso in direzione PA. In questa procedura, anestetizzare il topo con finestra intracranica precedentemente generata e pulire la finestra utilizzando una spruzzata di alcol. Configurare i canali sul microscopio confocale in base ai fluorocromi integrati nel topo chimera generato.In alternativa, riutilizzare le impostazioni precedenti per ridurre la variabilità tra le sessioni di imaging. Iniettare eventuali marcatori necessari per l'imaging nella vena laterale della coda, in questo caso dextrano per la vascolarizzazione. Capovolgere il topo sul sostegno per la testa appositamente costruito, sostenendolo con plastilina modellabile, assicurandosi che la testa sia perpendicolare al laser e posizionare il sostegno sullo stage mobile del microscopio.Accendere il laser del primo canale e posizionarlo al centro della finestra intracranica osservando direttamente il punto di intersezione del raggio laser sulla finestra della camera. Acquisire un'immagine di ciascun canale per l'intera finestra utilizzando un obiettivo 5x e usarla come mappa per altre immagini ad alta risoluzione ottenute con obiettivi a lunga distanza 10x e 20x. Questo schema evidenzia gli errori tecnici associati al processo chirurgico e illustra l'effetto che ciascuno di essi avrà sulle immagini prodotte.L'aria intrappolata sotto la finestra apparirà come bolle nelle immagini. L'accumulo di acrilico sul vetro è autofluorescente nel canale del rosso estremo e oscurerà parte del campo visivo. Analogamente, la sporcizia sulla finestra durante l'acquisizione appare come flessioni autofluorescenti nelle immagini.Anche la finestra intracranica perfetta può presentare problemi una volta posizionata sotto il microscopio. Gli artefatti respiratori producono immagini a linee, mentre un posizionamento scorretto del topo sul telaio provoca immagini segmentate. Poiché il laser attraversa solo una parte del tessuto, con un successivo processamento dell'immagine è possibile aggiungere un canale aggiuntivo per cellule marcate con CFP, in modo che le immagini GFP possano essere sottratte dalle immagini CFP per rivelare il segnale CFP reale.Inoltre, sfruttando la caratteristica autofluorescenza della generazione di armoniche di secondo ordine delle fibre di collagene IV, siamo in grado di ottenere immagini della membrana basale della vascolarizzazione. La disponibilità di cinque canali fluorescenti offre all'utente una notevole flessibilità e adattabilità del modello innovativo di specchiatura descritto in questo articolo. Durante il tentativo di questa procedura, è importante tenere presente i prodotti pericolosi utilizzati durante gli interventi chirurgici.È inoltre fondamentale essere meticolosi e prestare particolare attenzione ai dettagli per garantire che il tessuto cerebrale rimanga intatto durante l'intero processo di imaging a lungo termine. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una chiara comprensione di come creare un topo chimerico con cellule progenitrici fluorescenti e, di conseguenza, essere in grado di acquisire immagini in tempo reale ad alta risoluzione della vascolarizzazione intracranica dopo l'innesto di cellule tumorali, con o senza intervento terapeutico.

a-novel-high-resolution-vivo-imaging-technique-to-study-dynamic

Research

Ricerca

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Luciferasi modificati xenotrapianti di tumori al cervello umano può essere stabilita intracranially in topi atimici, con successivo monitoraggio della crescita tumorale e la risposta alla terapia con l'imaging bioluminescenza. In combinazione con l'analisi di sopravvivenza, il monitoraggio bioluminescenza è uno strumento di ricerca indispensabile per test pre-clinici di terapie che sono considerati per il trattamento dei tumori cerebrali.

Stabilire intracranica xenotrapianti Brain Tumor Con successiva analisi della crescita tumorale e risposta alla terapia con Imaging bioluminescenza

Impianto intracranico di GL261 cellule in C57BL / 6 topi produce gliomi maligni che ricapitolano molte delle caratteristiche del glioblastoma multiforme umano. Abbiamo usato GL261 cellule che esprimono stabilmente luciferasi per permetterci di...

Impianto intracranica con 3D successivi In Vivo Bioluminescent Imaging dei gliomi Murine

In questo video, eseguiamo l'imaging intravitale di cellule tumorali pre-iniettate in un modello murino tramite una finestra cranica impiantata. Questa tecnica di imaging time-lapse ad alta risoluzione consente lo studio del comportamento dinamico delle cellule tumorali nel topo vivo.

Imaging intravitale basato su finestra cranica in un modello murino: una tecnica di imaging per studiare il comportamento delle cellule tumorali pre-iniettate nel cervello di un modello murino

Si descrive un metodo per l'imaging di risposta...

Vivo Imaging di risposte droga nel microambiente tumorale in modelli murini di cancro al seno

Questo protocollo descrive l'uso della microscopia multiphoton effettuare prolungato time-lapse imaging di interazioni multicellulari in tempo reale, in vivo a risoluzione singola cellula.

Esteso Time-lapse Imaging intravitale del Real-time multicellulare Dynamics nel microambiente tumorale

Questo protocollo descrive l'imaging videomicroscopia di topi transgenici che esprimono marcatori fluorescenti cellula-specifico. Videomicroscopia imaging fornisce un metodo non invasivo per osservazioni ad alta risoluzione in animali vivi utilizzando windows impiantabili attraverso il quale è possibile la visualizzazione microscopica dei processi. Questo metodo è particolarmente utile per studiare i processi longitudinali.

Videomicroscopia microscopia del sistema vascolare del tumore-associati utilizzando avanzate dorsale dello Skinfold finestra Chambers su topi transgenici fluorescenti

Qui descriviamo un metodo per l'imaging multi-fotofilano ad alta risoluzione delle cellule tumorali cerebrali prima e dopo l'intervento chirurgico invasivo (ad esempio, biopsia) all'interno dello stesso animale vivente. Questo metodo consente di studiare l'impatto di queste procedure chirurgiche invasive sul comportamento migratorio, invasivo e proliferativo delle cellule tumorali a livello di singola cellula.

Imaging intravitale longitudinale del comportamento delle cellule tumorali cerebrali in risposta a una biopsia chirurgica invasiva

La modellazione della metastasi cerebrale intracraniciale è complicata dall'incapacità di monitorare le dimensioni del tumore e la risposta al trattamento con metodi precisi e tempestivi. La metodologia presentata accoppia l'iniezione di tumore intracranico con l'analisi della risonanza magnetica, che se combinata, coltiva iniezioni precise e coerenti, un monitoraggio degli animali migliorato e misurazioni accurate del volume tumorale.

Modellazione delle metastasi cerebrali attraverso l'iniezione intracraniciale e la risonanza magnetica

Il metodo di imaging intravitale qui descritto utilizza la seconda generazione armonica di collagene e la fluorescenza endogena dal cofattore metabolico NAD(P)H per segmentare in modo non invasivo un microambiente tumorale non etichettato in compartimenti tumorali, stromali e vascolari per l'analisi approfondita delle immagini intravitali 4D.

Un approccio di segmentazione senza etichette per l'imaging intravitale del microambiente del tumore mammario

La traduzione dei risultati della microscopia intravitale è messa a dura prova dalla sua penetrazione a bassa profondità nei tessuti. Qui descriviamo un modello murino a camera a finestra dorsale che consente la co-registrazione della microscopia intravitale e delle modalità di imaging clinicamente applicabili (ad es. TC, MRI) per la correlazione spaziale diretta, semplificando potenzialmente la traduzione clinica dei risultati della microscopia intravitale.

Un modello murino tumorale della camera della finestra delle pliche cutanee dorsali per la microscopia intravitale combinata e la risonanza magnetica nella ricerca traslazionale sul cancro

Le mappe quantitative 3D dell'ossigeno dei tumori murini sono state visualizzate in modo non invasivo utilizzando la risonanza paramagnetica dell'elettrone a impulsi. L'ecografia B-mode e il Power Doppler sono stati utilizzati per l'anatomia e la struttura vascolare. Le immagini di entrambe le modalità sono state sovrapposte consentendo l'analisi multiparametrica del tumore.

Valutazione dell'ipossia tumorale: imaging 3D dell'ossigeno in vivo attraverso la risonanza paramagnetica elettronica 

Scopri una tecnica di imaging in vivo ad alta risoluzione per studiare la dinamica vascolare cerebrale e la neovascolarizzazione tumorale utilizzando topi chimerici fluorescenti e microscopia confocale a due fotoni.

Un romanzo ad alta risoluzione In vivo Tecnica di imaging per studiare la risposta dinamica di strutture intracraniche alla crescita del tumore e Terapeutica (Video) | JoVE Journal

Un romanzo ad alta risoluzione

Esplora altri video