Name: Un modello murino di emorragia subaracnoidea (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: Impara a indurre emorragia subaracnoidea standardizzata nel topo mediante perforazione endovascolare con filamento. Questo modello permette il monitoraggio multimodale della pressione intracranica e della perfusione cerebrale.

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L&#39;attuale ricerca è finanziata dalla Fondazione Solorz-Zak Research.

Tutte le procedure chirurgiche sono stati sottoposti a esame etico e approvati dal governo dell&#39;Alta Baviera (numero di riferimento: 55.2-1-54-2532.3-13-13 e -2532-136-11). Animali sono maschio C57BL / 6 topi con un peso corporeo di circa 25 g. 1. Preparazione degli animali <ol><li> Indurre l&#39;anestesia mettendo il mouse in una camera. Lavare la camera con il 5% isoflurano fino a quando l&#39;animale perde conoscenza. </li><li> Iniettare anestetici premiscelati intraperitoneale: fentanil (0,05 mg / kg), midazolam (5 mg / kg) e medetomidina (0,5 mg / kg). Controllare i riflessi prima e regolarmente durante la procedura. Reinject terzo del quantitativo iniziale oraria per mantenere l&#39;anestesia. </li><li> Intubare orotracheally con un tubo da un catetere venoso 11 G 20. Per intubazione fissare l&#39;animale su una piattaforma inclinata (30 °), ritrarre la lingua con una pinza piegate, visualizzare le corde vocali sotto un microscopio funzionamento e inserire il tubo nella tracheadurante l&#39;inspirazione. </li><li> Posizionare il mouse in posizione prona e controllare il corretto posizionamento del tubo con un pezzo di cotone o un microcapnograph. </li><li> Collegare il tubo di intubazione al respiratore. Ventilare il mouse con aria ambiente supplementato con 25% di ossigeno con una frequenza di 180-220 respiri / min e un volume di pompaggio di 200-250 microlitri. </li><li> Collegare il tubo di intubazione al microcapnograph. Mantenere la fine espirazione pCO 2 a 30 mmHg regolando la frequenza di ventilazione. </li><li> Inserire una sonda di temperatura rettale e posizionare l&#39;animale su una piastra elettrica per mantenere 37 ° C la temperatura corporea. </li><li> Applicare il sensore pulsoximeter anulare sulla zampa posteriore destra. </li><li> Aprire la pelle sopra il cranio con un paio di forbici. L&#39;incisione dovrebbe essere lungo circa 0,5 cm di lunghezza e tra orecchio e occhio. </li><li> Sezionare il muscolo temporale sinistro con un bisturi dall&#39;osso temporale. </li><li> Incollare il misuratore laser Doppler (LDF) sondal&#39;osso temporale sinistro. Tenere la sonda in una posizione fissa che la colla si indurisce. </li><li> Praticare un foro di circa 1,5 mm di diametro con un trapano dentistico nell&#39;osso temporale sinistro. Raffreddare l&#39;osso con soluzione salina per evitare danni dovuti al calore. </li><li> Inserire la sonda ICP nella cavità cranica. Spingere in avanti come dorsale possibile per evitare danni ai tessuti cerebrali e sanguinamento. </li><li> Se la sonda si trova nella posizione giusta, correggere e sigillarlo con cemento. Lasciare il cemento secco per 5 min. </li><li> Girate con attenzione il mouse in una posizione supina. </li><li> Per il monitoraggio continuo della pressione arteriosa, cateterizzare l&#39;arteria femorale di sinistra. </li><li> Collegare il catetere femorale al dispositivo di monitoraggio della pressione sanguigna. </li></ol> 2. SAH induzione <ol><li> Aprire la pelle con un paio di forbici da sterno al mento (2 cm). Sezionare il tessuto connettivo senza mezzi termini e spingere le ghiandole salivari parte. </li><li> Esporre l&#39;arteria carotide comune sinistra (CCA) e mobilitare esso. Preservare l&#39;nervo vago, che corre nella stessa guaina di tessuto connettivo come la CCA. Spostare cranica ed esporre e mobilitare l&#39;ICA e la Corte dei conti utilizzando la stessa tecnica. </li><li> Legare la Corte dei conti, per quanto craniale possibile. </li><li> Predisporre altri due legature per il filamento attorno alla Corte dei conti. </li><li> Occludere il CCA e ICA temporaneamente microclips. Posizionare i microclips con un applicatore microclip. Assicurarsi che i clip vengono applicate correttamente tirandoli delicatamente indietro. </li><li> Tagliare un foro per l&#39;inserimento filamento nella ECA con una forbice nave. </li><li> Inserire un filamento Prolene 5-0 con 12 mm di lunghezza nella ECA. </li><li> Chiudere il sito di inserimento con una sola legatura predisposto. </li><li> Rimuovere i microclips con un applicatore microclip dal CCA e ICA. </li><li> Far avanzare il filo con una pinza nella ICA fino alla ICP aumenta. Un improvviso aumento della ICP indica induzione sanguinamento. </li><li> Ritirare immediatamente il filamento e legare la Corte dei conti chiudendo entrambi prlegature earranged consecutivamente. Questo impedisce sanguinamento dal sito di inserzione. </li><li> Suturare la ferita della pelle. </li><li> Monitorare i parametri fisiologici dell&#39;animale per altri 20 min. </li><li> Rimuovere ICP e le sonde LDF e suturare la ferita della pelle. </li></ol> 3. End of Experiment <ol><li> Perfusione l&#39;animale transcardially con 20 ml di soluzione fisiologica (temperatura ambiente) seguiti da 20 ml di PFA 4% in PBS (4 ° C). </li><li> Sezionare il cervello dal cranio. Tagliare il cranio sulla linea mediana e tra le cavità orbitali. Quindi rimuovere l&#39;osso dal cervello. </li><li> Valutare la distribuzione sangue nello spazio subaracnoideo. </li></ol> 4. Considerazioni in caso di vita Surgery (non mostrato nel video) <ol><li> Iniettare Carprofen (4 mg / kg per via sottocutanea) per l&#39;analgesia postoperatoria direttamente dopo l&#39;induzione dell&#39;anestesia. Durante il periodo di osservazione postoperatoria Carprofen (4 mg / kg per via sottocutanea) viene iniettato ogni 24 ore. </li&gt; <li> Invece di misurazione della pressione arteriosa invasiva fare uso di un sistema di monitoraggio della pressione arteriosa non invasiva. </li><li> Per la terminazione di anestesia iniezione sottocutanea agenti antagonizzare: naloxone (1.2 mg / kg), flumazenil (0,5 mg / kg) e atipamezolo (2,5 mg / kg). </li><li> Estubare l&#39;animale. </li><li> Dopo aver ripreso dei riflessi mettere l&#39;animale in una camera preriscaldato. Mantenere l&#39;animale a circa 32 ° C per 24 ore. </li><li> Gli animali vengono controllati per respirazione spontanea e la loro condizione generale durante le prime ore dopo l&#39;intervento. Se il tronco cerebrale è influenzata animali hanno problemi di respirazione e devono essere eutanasia. </li><li> Gli animali vengono verificati ogni giorno per la loro condizione generale e del peso corporeo e per neurologiche e sensoriali deficit 15. </li></ol>

<ol><li>Cahill, J., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage%3A+is+it+time+for+a+new+direction%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction.</a> Stroke. 40, 86-87 (2009).</li>
<li>van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 369, 306-318 (2007).</li>
<li>Lin, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage-induced+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm.</a> J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).</li>
<li>Altay, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+subarachnoid+hemorrhage+to+induce+vasospasm+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).</li>
<li>Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+induction+of+subarachnoid+hemorrhage+in+mice+by+intracranial+pressure+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring.</a> J. Neurosci. Methods. 190, 164-170 (2010).</li>
<li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke. 26, 1086-1091 (1995).</li>
<li>Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26, 1279-1283 (1995).</li>
<li>Kamii, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amelioration+of+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+transgenic+mice+overexpressing+CuZn-superoxide+dismutase%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase.</a> Stroke. 30, 867-871 (1999).</li>
<li>Parra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage+associated+cerebral+vasospasm%3A+methodological+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol.+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis.</a> Neurol. Res. 24, 510-516 (2002).</li>
<li>Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+and+recurrent+bleeding+are+the+major+causes+of+death+following+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 25, 1342-1347 (1994).</li>
<li>Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+intraoperative+monitoring+of+blood+pressure+and+arterial+pCO2+during+surgical+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).</li>
<li>Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anesthesia+on+pathophysiology+and+mortality+following+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Transl.+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5(2012).</li>
<li>Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+the+optimal+anesthetic+protocol+for+measurements+of+cerebral+autoregulation+in+spontaneously+breathing+mice%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?</a> Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).</li>
<li>Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%3A+a+refinement+of+the+endovascular+filament+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model.</a> J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).</li>
<li>Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+matrix+metalloproteinase-9+to+cerebral+edema+and+functional+outcome+following+experimental+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Cerebrovasc.+Dis%22%5BJournal%5D)">Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage.</a> Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Le opzioni di trattamento dopo SAH sono scarse e per lo più inefficace. Pertanto la fisiopatologia del danno cerebrale post-emorragica deve essere ulteriormente compreso per identificare nuovi bersagli terapeutici e sviluppare nuovi approcci terapeutici. Standardizzati e modelli animali ben riproducibili negli animali geneticamente modificati, ossia topi, sono cruciali per tali indagini. Il modello CWP è diventato un modello ampiamente utilizzato per SAH come assomiglia alla fisiopatologia nell&#39;uomo vicino,...

SAH è il sottotipo corsa con il risultato meno favorevole per i pazienti: 40% dei pazienti muoiono entro un mese dopo l&#39;emorragia 1 e sopravvissuti raramente avere un esito clinico favorevole. La grande maggioranza di Sahs spontanei (80%) sono causati dalla rottura di aneurismi intracranici che in genere si trovano lungo la anteriore e comunicante posteriore, l&#39;arteria basilare e dell&#39;arteria cerebrale media (MCA) 2. Tali aneurismi sono difficili da modellare negli animali e quindi modelli animali di SAH sono o eseguite da iniezione di sangue nello spazio / ventricoli cerebrali subaracnoidea o da perforazione endovascolare di una nave subaracnoideo. Iniezione di sangue autologo nella cisterna magna è facile da eseguire e riproducibile come il volume di sangue può essere controllato direttamente 3. Purtroppo alcuni aspetti della fisiopatologia SAH, ad esempio illesione del vaso, non può essere modellato mediante questa procedura. Un altro approccio tecnico per l&#39;induzione di SAH è l&#39;apertura di una vena intracisternale 4. Tuttavia, il intraluminale CWP al ramo MCA sembra essere la procedura che modella l&#39;fisiopatologia nell&#39;uomo più strettamente 5. Il metodo è stato sviluppato e descritto nel ratto da Bederson e colleghi e allo stesso tempo da Veelken e colleghi 6,7. In seguito il modello di perforazione intraluminale è stato adattato ai topi 8,9. Un filamento è inserita nella carotide esterna (ECA) e avanzato alla base cranica attraverso l&#39;arteria carotide interna (ICA). Nel punto di diramazione del MCA filamento perfora la nave e induce un sanguinamento nello spazio subaracnoideo alla base del cranio. Il sangue distribuisce poi nello spazio subaracnoideo rimanente lungo fessure e vasi sanguigni. Bleeding è bloccata da formazione di coaguli nel sito di perforazione, ma rebleedings, which sono spesso deleteria nei pazienti 10, possono verificarsi. Di conseguenza, il modello filamento endovascolare diventato un modello SAH ampiamente utilizzato negli ultimi anni. Lo svantaggio più frequentemente citato del modello filamento perforazione è che il volume emorragia non può essere controllato direttamente e può quindi essere variabile. Questa variabilità può essere ridotto significativamente stretto controllo della fisiologia animale e post-emorragica ICP. I topi hanno il grande vantaggio che un gran numero di ceppi geneticamente modificati sono disponibili. Tuttavia, a causa delle loro dimensioni ridotte procedure chirurgiche tendono ad essere più complessa in specie più grandi, ad esempio topi o conigli. Pertanto, il downscaling di tecniche sviluppate per i ratti di topi spesso non porta ai risultati desiderati, ad esempio come topi hanno un peso corporeo e il volume sanguigno molto limitate tecniche non invasive per la pressione del sangue e analisi dei gas del sangue, nonché per la saturazione dell&#39;emoglobina e il monitoraggio della frequenza cardiacadevono essere applicate quando possibile. Di conseguenza, l&#39;obiettivo della pubblicazione corrente è di descrivere il modello perforazione filamento per SAH nei topi e per dimostrare come questo modello può essere eseguito in modo standardizzato ed altamente riproducibile.

<table><tr><tbody><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>operation microscopio</td><td>Leica</td><td>KL2500</td><td></td></tr><tr><td>vaporizzatore di isoflurano</td><td>Harvard Instruments</td><td>Vaporizzatore</td><td></td>a flusso continuo</tr><tr><td>respiratore</td><td>Hugo Sachs</td><td>Minivent 845</td><td></td></tr><tr><td>microcapnografo</td><td>Hugo Sachs</td><td>Type 340</td><td></td></tr><tr><td></td><td>FHC</td><td>DC Regolatore</td><td></td>di temperatura</tr><tr><td>trapano odontoiatrico</td><td>Paggen</td><td>Labset- N</td><td></td></tr><tr><td>Monitor ICP Monitor</td><td>Codman</td><td>Monitor ICP</td><td></td></tr><tr><td>Monitor</td><td>AD Instruments Pompa</td> a siringa <td>Bridge Amp FE221</td><td></td></tr><tr><td></td><td>World Precision Instruments</td><td>SP101IZ pulsossimetro</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Kent</td><td>Scientific MouseSTAT</td><td></td></tr> Monitor di dati analogico <tr><td>LDF</td><td>Perimed</td><td>Periflux 5000</td><td></td></tr><tr><td></td><td>AD Instruments</td><td>Power Lab 16/35</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Material</td></tr><tr><td>cement per il fissaggio della sonda ICP</td><td>Colla</td> cementizia <td></td><td>Speiko Carbossilate</td></tr><tr><td>per il fissaggio della sonda LDF</td><td>Colla cianoacrilato Bob Smith Industries (Maxi Cure e Insta Set)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>catetere venoso</td><td>Johnson Johnson</td><td>Jelco catetere endovenoso alato; REF 4076</td><td>tubo per intubazione modificato</td></tr><tr><td>per catetere femorale</td><td>Smiths Medical</td><td>Fine Bore Polythene Tubing; ID 0,28 mm, diametro esterno 0,61 mm; REF 800/100/100</td><td>tagliato a filamento di 30 cm di lunghezza</td></tr><tr><td>per la perforazione del vaso</td><td>Ethicon</td><td>Prolene 5-0</td><td>tagliato a 12 mm di lunghezza</td></tr><tr><td>attrezzatura chirurgica</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>pinza medica #5, forbici per vasi 8 cm, microclip ganascia</td><td></td> da 4 mm</tr></tbody></table>

un modello murino di emorragia subaracnoidea

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In questa pubblicazione il video viene presentato un modello standardizzato di topo di emorragia subaracnoidea (SAH). Bleeding è indotta da Circolo endovascolare di Willis perforazione (CWP) e provato dalla pressione intracranica (ICP) di monitoraggio. In tal modo una distribuzione omogenea di sangue negli spazi subaracnoidei che circondano la circolazione arteriosa e fessure cerebellari è raggiunto. Fisiologia degli animali è gestito da intubazione, ventilazione meccanica, e continuo monitoraggio on-line di vari parametri fisiologici e cardiovascolari: la temperatura corporea, la pressione arteriosa sistemica, frequenza cardiaca e saturazione dell&#39;emoglobina. In tal modo la pressione di perfusione cerebrale può essere strettamente monitorati generando un volume meno variabile di sangue travasato. Questo permette una migliore standardizzazione delle endovascolare perforazione filamento nei topi e rende l&#39;intero modello altamente riproducibile. Così è prontamente disponibile per gli studi farmacologici e fisiopatologici in wild type e geneticaly alterato topi.

Mortalità Una volta che la tecnica chirurgica è padroneggiata la procedura non suscitare alcuna mortalità intraoperatoria. Sanguinamento può anche essere raggiunto in quasi tutti gli animali. La mortalità postoperatoria è del 30-40% con la maggior parte degli animali muore il giorno 1 dopo l'intervento chirurgico (Figura 5). ICP valori dopo SAH L'ICP prima del dissanguamento è di circa 4 mmHg. Sanguinamento risultati in un ...

Un modello di topo standardizzato di emorragia subaracnoidea da Circolo endoluminale di Willis perforazione viene descritto. Nave di perforazione e emorragia subaracnoidea sono monitorati da un monitoraggio della pressione intracranica. Inoltre diversi parametri vitali vengono registrati e controllati per mantenere condizioni fisiologiche.

Un modello murino di emorragia subaracnoidea

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

L'obiettivo generale di questa procedura è indurre un'emorragia subaracnoidea standardizzata nei topi. Ciò si ottiene collegando prima l'animale anestetizzato ai dispositivi di monitoraggio per supervisionare le condizioni fisiologiche durante l'intervento chirurgico. Il secondo passo consiste nell'applicare sensori per la perfusione cerebrale e la misurazione della pressione intracranica come parametri chiave per l'induzione del sanguinamento.Successivamente, l'emorragia subaracnoidea è indotta dalla perforazione del filamento endovascolare. Il passo finale consiste nel perfondere l'animale e isolare il cervello per visualizzare la distribuzione del sangue stravasato. Il vantaggio principale di eseguire questa tecnica nei topi invece che nel Rex è che possiamo utilizzare animali transgenici.In generale, gli individui che non conoscono questo metodo avranno difficoltà perché l'intubazione, il monitoraggio fisiologico multimodale e la preparazione dei vasi sono piuttosto difficili da eseguire nei topi. La dimostrazione visiva di questo metodo è fondamentale in quanto le fasi chirurgiche sono difficili da imparare. A dimostrare la procedura sarà Catherine Shula, una dottoranda del mio laboratorio.Ha più di due anni di esperienza nell'esecuzione di questo modello SAH. Per cominciare, un animale anestetizzato su una piattaforma inclinata che lavora al microscopio, ritrae la lingua con una pinza piegata per localizzare le corde vocali. Una volta visualizzato, intubare durante l'inspirazione con un tubo ricavato da un catetere venoso calibro 20.Successivamente, posizionare il mouse in posizione prona e verificare il corretto posizionamento del tubo con un pezzo di cotone o un micro capnografo se posizionato correttamente. Collegare il tubo di intubazione al respiratore. Ventilare il mouse con aria ambiente, integrata con il 25% di ossigeno.Collegare il tubo di intubazione al micro capnografo. Mantenere la pressione parziale di fine espirazione dell'anidride carbonica a 30 millimetri di mercurio regolando la frequenza di ventilazione. Dopo aver inserito una sonda di temperatura rettale, posizionare l'animale su un termoforo per mantenere la temperatura corporea A 37 gradi Celsius, posizionare un sensore pulsossimetro anulare sulla zampa posteriore destra.Quindi, fai un'incisione da un occhio all'altro. Ritrarre la pelle e sezionare il muscolo temporale sinistro dall'osso temporale. Una volta esposta, incollare una sonda per flussimetro laser doppler sull'osso temporale sinistro.Tenere la sonda in una posizione fissa fino a quando la colla non si indurisce. Praticare un foro di circa 1,5 millimetri di diametro nell'osso temporale sinistro durante la perforazione. Raffreddare l'osso con soluzione fisiologica.Per evitare danni da calore, inserire la sonda di pressione intracranica nella cavità cranica e spingerla in avanti il più dorsalmente possibile per evitare danni ai tessuti e sanguinamento. Una volta posizionata correttamente la sonda, fissarla e sigillarla con cemento e lasciarla asciugare per cinque minuti. Quando il cemento è asciutto, gira con cautela il mouse in posizione supina.Utilizzando tecniche standard, cateterizzare l'arteria femorale sinistra per un monitoraggio continuo della pressione sanguigna. Una volta posizionato, collegare il catetere femorale al dispositivo di monitoraggio della pressione sanguigna. Per prima cosa, apri la pelle con il paio di forbici dallo sterno al mento smussato.Sezionare il tessuto connettivo e spingere da parte le ghiandole salivari per esporre l'arteria carotide comune sinistra. Isolare il CCA dal tessuto circostante, facendo attenzione a non danneggiare il nervo vagale situato nella stessa guaina del tessuto connettivo. Successivamente, esporre e isolare con cura l'arteria carotide interna e l'arteria carotide esterna.Una volta isolato, legare l'ECA il più lontano possibile, predisporre due legature aggiuntive attorno all'ECA per un uso successivo utilizzando un occluso applicatore, il CCA e l'ICA temporaneamente con micro clip. Tira delicatamente indietro le clip per assicurarti che siano applicate correttamente. Per l'induzione del sanguinamento, utilizziamo un filamento proline five zero lungo 12 millimetri.Praticare un piccolo foro nell'ECA usando le forbici da recipiente e inserire il filamento. Una volta posizionato il filamento, chiudere il sito di inserimento utilizzando una delle legature predisposte. Quindi, rimuovere le micro clip con l'applicatore di micro clip per indurre il sanguinamento.Far avanzare il filamento nell'ICA fino a quando l'ICP non sale. Un aumento improvviso dell'ICP indica l'induzione del sanguinamento, ritirare immediatamente il filamento e legare l'ECA chiudendo consecutivamente entrambe le legature predisposte. In questo modo si evita il sanguinamento dal sito di inserimento.Sutura la ferita cutanea e monitoraggio dei parametri fisiologici dell'animale per altri 20 minuti. Al termine di questo periodo, rimuovere entrambe le sonde ICP e LDF dopo perfusione transcardio. Rimuovere il cervello e valutare la distribuzione del sangue nello spazio subaracnoideo prima del sanguinamento, l'ICP è di circa quattro millimetri.Il sanguinamento da mercurio provoca un forte aumento dell'ICP fino a 120 millimetri. I valori ICP del mercurio si stabilizzano quindi entro cinque minuti a circa 30 millimetri di mercurio. Inoltre, la pressione sanguigna aumenta immediatamente dopo il sanguinamento.I valori rappresentativi del flussometro laser doppler dopo l'induzione del sanguinamento mostrano una drastica diminuzione della perfusione cerebrale, la riperfusione a un livello individualmente diverso si verifica entro cinque minuti dall'insulto. In questo esempio, si osserva la distribuzione del sangue lungo le arterie di irrorazione cerebrale e le fessure cerebellari. Tre ore dopo l'emorragia, le linee rosse indicano la distribuzione del sangue lungo le arterie che irrorano il cervello.Il lato omolaterale dell'emorragia era coperto da più sangue rispetto all'emisfero controlaterale visto. Ecco la curva di sopravvivenza dopo la SAH in 49 topi maschi, C 57 BL sei topi. Durante il tentativo di questa procedura, è importante monitorare le condizioni fisiologiche per garantire una quantità riproducibile di sanguinamento dopo il suo sviluppo.Questa tecnica ha aperto la strada ai ricercatori nel campo dell'emorragia sottoretinica per esplorare i meccanismi del percorso dell'ischemia cerebrale subito dopo l'insulto.

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Ricerca

JoVE Journal

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Medicina

Emorragia subaracnoidea aneurismatica (SAH) è il sanguinamento che si verifica nello spazio subaracnoideo quando una rottura dell'aneurisma. Mentre la morbilità e la mortalità di questo evento è stato su un declino a causa di migliori approcci terapeutici, il rischio di vasospasmo dopo emorragia subaracnoidea continua ad essere la stessa che era diversi anni fa. L'importanza della creazione di un modello animale completo e riproducibile per identificare gli eventi scatenanti di vasospasmo...

Un basso Rat modello di mortalità per valutare ritardata vasospasmo cerebrale dopo emorragia subaracnoidea sperimentale

Il video dimostra l'induzione di un'emorragia subaracnoidea tramite perforazione endovascolare in un modello murino. Viene praticata un'incisione nella regione del collo del topo anestetizzato per accedere all'arteria carotide comune e alla sua biforcazione. Un filamento viene inserito attraverso le arterie per perforare un ramo dell'arteria intracranica, inducendo un'emorragia subaracnoidea.

Induzione di un'emorragia subaracnoidea in un modello murino attraverso la perforazione endovascolare

Questo video mostra la procedura per stabilire un modello di ratto con emorragia subaracnoidea. A un ratto anestetizzato viene impiantate sonde per misurare la pressione intracranica e il flusso sanguigno cerebrale. Il sito target viene identificato e l'ago viene inserito in una posizione pre-chiasmatica. Il sangue autologo viene quindi iniettato nello spazio subaracnoideo, aumentando la pressione intracranica e diminuendo il flusso sanguigno cerebrale, stabilendo il modello.

Stabilire un modello di ratto con emorragia subaracnoidea indotta da iniezione di sangue autologo

Il modello sperimentale di emorragia subaracnoidea (SAH) con shunt sanguigno controllato a pressione intracranica nel coniglio combina le procedure standard: incannulamento dell'arteria succlavia e puntura transcutanea della cisterna magna, che consente di imitare da vicino le condizioni fisiopatologiche umane dopo SAH. Presentiamo istruzioni dettagliate e discutiamo i punti chirurgici chiave per una creazione sperimentale di SAH di successo.

Il Coniglio Blood-shunt modello per lo studio di acuta e sequele tardive di emorragia subaracnoidea: Aspetti tecnici

L'obiettivo di questo articolo è di presentare un metodo che consente una ricostruzione 3-dimensionale dell'albero cerebrovascolare in topi dopo micro tomografia computata e determinazione dei volumi di segmenti vascolari intero che possono essere utilizzati per quantificare il vasospasm cerebrale in modelli murini di emorragia subaracnoidea.

Un metodo volumetrico per la quantificazione di Vasospasm cerebrale in un modello murino di emorragia subaracnoidea

Abbiamo descritto in questo protocollo un modello di topo standardizzato di emorragia subarnoide (SAH) con una doppia iniezione di sangue intero autologo nella cisterna magna. L'elevato grado di standardizzazione della procedura a doppia iniezione rappresenta un modello medio-acuto di SAH con relativa sicurezza per quanto riguarda la mortalità.

Doppia iniezione diretta di sangue nella Cisterna Magna come modello di emorragia subarachnoide

L'emorragia subaracnoidea continua a portare un elevato carico di mortalità e morbilità nell'uomo. Per facilitare ulteriori ricerche sulla condizione e sulla sua fisiopatologia, viene presentato un modello pre-chiasmatico a singola iniezione.

Pre-chiasmatico, singola iniezione di sangue autologo per indurre emorragia subaracnoidea sperimentale in un modello di ratto

Qui presentiamo un modello murino SAH standardizzato, indotto dalla perforazione del filamento endovascolare, combinato con la risonanza magnetica (MRI) 24 ore dopo l'operazione per garantire il corretto sito di sanguinamento ed escludere altre patologie intracraniche rilevanti.

Modello di perforazione endovascolare per emorragia subaracnoidea combinata con risonanza magnetica (MRI)

Un modello murino di guarigione della ferita cutanea che può essere utilizzato per valutare composti terapeutici in contesti fisiologici e fisiopatologici.

Modello murino di guarigione delle ferite

Modificazioni istologiche e biochimiche dopo aneurisma endograft esclusione sono ancora poco chiari. Descriviamo un nuovo modello di impianto endograft su un aneurisma murino. Attraverso l'analisi trombo con e senza persistente circolazione interfaccia flusso sanguigno, e nuova valutazione biomateriali endovascolare, questo modello vi aiuterà a comprendere meglio endovascolare dell'aneurisma esclusione patobiologia.

Un nuovo modello murino di endovascolare aneurisma dell&#39;aorta riparazione

Impara a indurre emorragia subaracnoidea standardizzata nel topo mediante perforazione endovascolare con filamento. Questo modello permette il monitoraggio multimodale della pressione intracranica e della perfusione cerebrale.

Un modello murino di emorragia subaracnoidea

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