Name: Una procedura per limpianto Array organizzata di microfili per Recordings singola unità di Awake, Comportarsi Animali (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-14T14:15:00.000+00:00
Duration: 10 min 58 s
Description: Impara l'impianto di array di microfili per registrazioni elettrofisiologiche single-unit in animali svegli e comportanti. Questa procedura consente registrazioni neurali ad alta resoluzione spaziale e temporale.

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Questo studio è stato sostenuto dal National Institute on Drug Abuse concede DA 006.886 (MOW) e DA 032.270 (DJB).

La massima cura deve essere presa per mantenere condizioni di asetticità (come descritto nella Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio 9) durante la preparazione e lo svolgimento della seguente procedura. Il protocollo che segue è conforme alla Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio ed è stato approvato dalla cura degli animali ed uso Comitato Istituzionale, Rutgers University. Si stima che le procedure successive richiederanno 3-6 ore per completare. Impiantare Array Microwire: <ol><li> Inserire animali sotto anestesia utilizzando 50 mg / kg sodio pentobarbital (ip) e amministrare 10 mg / kg di nitrato di atropina metile (IP; Glicopirrolato può essere sostituito) e 0,25 mg di penicillina (300.000 U / ml im) per mantenere la funzione respiratoria e prevenire l&#39;infezione rispettivamente. Nota: Con la lunghezza di 3-6 ore di questa chirurgia impianto, pentobarbital di sodio viene usato perché è conveniente e limita l&#39;esposizione umana alleanestetici (come potrebbe accadere con l&#39;uso prolungato di anestetici a gas), pur fornendo anestesia di lunga durata. Sostituzione di altri anestetici è accettabile. </li><li> Verificare che l&#39;anestesia ha avuto effetto utilizzando il test tail pinch prima di procedere. </li><li> Se necessario, invia alternando iniezioni di ketamina cloridrato (60 mg / kg ip) e sodio pentobarbital (5-10 mg / kg ip) per mantenere l&#39;anestesia durante l&#39;intervento chirurgico. </li><li> Shave il cuoio capelluto con una lama da bisturi # 22. </li><li> Disinfettare il cuoio capelluto rasato con povidone iodio. </li><li> Dare iniezioni sottocutanee di bupivacaina (~ 1 mg / kg SC sviluppa su 4 siti di iniezione) per anestetizzare localmente il cuoio capelluto. Lasciare 5-10 min per l&#39;anestetico locale per avere effetto. </li><li> Inserire un lubrificante oftalmico sopra gli occhi per mantenere l&#39;umidità durante l&#39;anestesia. </li><li> Fissare l&#39;animale in bar orecchio e il naso morsetto di un apparato stereotassico. </li><li> Utilizzare punti di riferimento visivi (ad esempio una barra orizzontale sul stertelaio eotaxic) per livellare approssimativamente la testa dell&#39;animale. Questa fase ha il solo scopo approssimativamente a livello del cranio. </li><li> Praticare un&#39;incisione lungo la linea mediana del cuoio capelluto con una lama da bisturi # 11 montato su un supporto bisturi. L&#39;incisione deve estendersi da appena dietro le orecchie alla porzione posteriore dell&#39;osso nasale. </li><li> Utilizzando una spatola dissezione, cancellare il cranio di tutto il tessuto rimanente fino sono stati raggiunti entrambi i crinali cranio laterali e la cresta cranio posteriore. </li><li> Tirare indietro la pelle intorno l&#39;incisione utilizzando un numero di hemostats (6x). </li><li> Pulire il cranio di qualsiasi sangue e lasciarlo asciugare. Se si verifica un sanguinamento residuo, interrompere il sanguinamento residuo con un piccolo strumento cauterizzazione. Assicurare che il cranio rimane pulita e asciutta consente acrilico dentale usati nelle fasi successive di legarsi al cranio permanentemente. </li><li> Mark bregma e lambda (Figura 2D) interpolando l&#39;intersezione delle suture cranio. Un microfono dissezioneROSCOPE è necessario marcare con precisione queste posizioni. </li><li> Attaccare un piccolo oggetto appuntito (ad esempio una spilla o dei denti punta) ad un braccio stereotassico e abbassarlo per determinare la dorsale / ventrale (DV) coordinata bregma e lambda. </li><li> Regolare il morsetto naso fino coordinate DV per bregma e lambda sono entro 100 micron (0,1 mm) di ogni altro. </li><li> Una volta livellato, registrare anteriore / posteriore (AP), mediale / laterale (ML) e DV coordinate di bregma con la posizione del morsetto naso. Controllare due volte le coordinate per la precisione, come il resto della chirurgia dipende dalla precisione di queste coordinate. </li><li> Utilizzare le coordinate misurate per calcolare la ML e coordina AP per i quattro angoli della &quot;finestra cranio&quot; relativo al bregma (cioè craniotomia; la figura 1). La finestra cranio è un rettangolo posizionato proprio attraverso la quale la matrice microconduttori passerà. </li><li> Utilizzare le coordinate calcolate per segnare ilCoordinate finestra teschio sul cranio con un allegato stereotassico punta e inchiostro della penna stilografica. Per ottenere segni precisi, applicare solo una piccola quantità di inchiostro alla punta dell&#39;utensile marcatura con un applicatore di cotone. </li><li> Perforare fuori dalla finestra cranio rimuovendo l&#39;osso in una serie di piccoli strati. <ol><li> Inizia forando gli angoli marcati della finestra in cui sono stati collocati i segni. </li><li> Quindi, collegare gli angoli e delineare la finestra. </li><li> Infine, chiaro l&#39;area all&#39;interno della struttura fino alla profondità di dura madre. Il foro deve essere più ampio (cioè smussato) sotto gli strati superficiali del cranio per garantire che la finestra mantiene una larghezza appropriata dall&#39;alto verso il basso. </li></ol></li><li> Utilizzare microforceps per rimuovere con attenzione i chip qualsiasi osso residuo, detriti, o dura madre all&#39;interno della finestra del cranio. Questo passo è estremamente importante, in quanto questi bit di materiale possono compromettere l&#39;integrità della matrice durante la discesa. Una volta eliminato, si deve tenere the finestra umido con soluzione salina batteriostatica per il resto della chirurgia. </li><li> Posizionare le marcature sul cranio per 5 viti cranio e 1 filo di terra (Figura 1). Queste posizioni varieranno a seconda della regione del cervello mirata. Headstage sarà più sicuro se una vite è posto su ciascuna delle 5 ossa del cranio. Posizionare entrambe le viti del cranio e filo di terra in luoghi che non interferiscono con il posizionamento di matrice Microwire. </li><li> Praticare i fori per le viti cranio e fissare le viti a posto. Le viti devono essere abbassati fino a solo 3-4 discussioni stanno mostrando (o, se si utilizzano viti diverse da quelle raccomandate, abbastanza profonda per attraversare lo spessore del cranio di promuovere la stabilità matrice, ma non troppo in profondità in modo da danneggiare la corteccia). Pulire i filetti delle viti dopo il posizionamento. </li><li> Praticare un foro per il cavo di terra. Abbassare il filo lentamente (più di 1-2 minuti) per il DV obiettivo di coordinare e fissare il filo in posizione utilizzando acrilico dentale. </li><li> Aggiungere acrilico intorno i filidelle viti cranio. Prima si asciuga acrilici, rimuovere eventuali eccessi di cemento che scorre lontano dal filo di terra o viti cranio. Lasciare 15 minuti per l&#39;acrilico dentale ad asciugare / indurire. </li><li> Fissare la matrice al braccio stereotassico. Livellare la matrice e orientarlo in modo che possa esattamente passare attraverso i confini della finestra cranio. </li><li> Mettere salina nella finestra cranio in modo che sia a livello con il cranio. Abbassare la matrice finché si crea una fossetta nella soluzione salina. Questo coordinate serve come livello cranio per la matrice. Utilizzare questo valore per calcolare la coordinata DV finale della matrice. </li><li> Abbassare la matrice lentamente fino a raggiungere la coordinata DV finale. Fermare ogni 1mm discesa ed attendere per alcuni minuti per consentire tessuto cerebrale riprendersi da fossette e per sciogliere la porzione inferiore del polietilenglicole (PEG) sulla matrice (PEG viene utilizzato per mantenere temporaneamente i fili nella loro conformazione riducendo , e si dissolve lentamente in soluzione salina). </li><li> Quando la matrice è di 1 mmdistante dal target, abbassarlo più lentamente fino a raggiungere la destinazione finale. Abbassamento a 0,1-0,2 mm alla volta prima di consentire il tessuto a riposo per un periodo di 5 min mira a preservare il tessuto presso il sito di destinazione, nonché connessioni sinaptiche prossimali. Se l&#39;apparecchiatura è disponibile, precisione abbassamento della matrice può essere assistita mediante un manipolatore motorizzato. </li><li> Sciogliere il restante PEG e utilizzare acrilico dentale per cementare le microfili a posto. Aggiungere più strati di cemento per assicurare che i fili siano sicure e quindi consentire 15-20 min per il cemento per indurire prima di procedere. Questo assicura che i fili non saranno jostled dalla loro posizione finale. </li><li> Costruisci il resto della headstage dell&#39;animale utilizzando acrilico dentale. Utilizzare l&#39;acrilico per incassare le viti cranio, filo di terra, e il connettore per le microfili. Lasciare che il cappello acrilico per indurire a sufficienza prima di procedere. </li><li> Suturare l&#39;incisione cuoio capelluto con suture assorbibili e somministrare 2 ml of salina batteriostatica (sc) per ripristinare l&#39;idratazione da un intervento chirurgico. </li><li> Rimuovere l&#39;animale dalle barre orecchio e posizionare il soggetto in una zona pulita. Osservare l&#39;animale frequentemente durante il recupero post-operatorio fino termoregolazione e di locomozione hanno recuperato. Dopo il recupero dall&#39;anestesia, spostare l&#39;animale in un solo alloggiamento per il resto del recupero post-chirurgico. </li><li> Dare animali monitoraggio postoperatorio quotidiana e la cura nei giorni successivi alla procedura. Recupero da questa procedura è ottimale quando sono consentiti sette o più giorni. </li><li> Dare animali iniezioni di Carprofene (5mg/kg) e Enrofloxacina (5-10 mg / kg) o loro equivalenti durante il recupero per il programma consigliato dal veterinario curante. </li></ol>

<ol><li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCarter%2C+M+%22Electrophysiology+In%3A+Guide+to+research+techniques+in+neuroscience%22">Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience</a>. , Academic Press. (2009).</li>
<li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAston-Jones%2C+G+%22Electrophysiology.+In%3A+Psychopharmacology%3A+The+Fourth+Generation+of+Progress%22">Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress</a>. Kupfer, D., Bloom, F. E. , Raven Press. (1995).</li>
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<li>Fabbricatore, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+evidence+of+mediolateral+functional+dichotomy+in+the+rat+accumbens+during+cocaine+self-administration%3A+tonic+firing+patterns%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological evidence of mediolateral functional dichotomy in the rat accumbens during cocaine self-administration: tonic firing patterns.</a> Eur. J. Neurosci. 30 (12), 2387-2400 (2009).</li>
<li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+phasic+and+tonic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration%5BTitle%5D)+AND+%22Synapse%22%5BJournal%5D)">Slow phasic and tonic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 66 (2), 106-127 (2012).</li>
<li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration%5BTitle%5D)+AND+%22Synapse%22%5BJournal%5D)">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li>
<li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 Forthcoming.</li>
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</ol>

Gli autori non hanno concorrenti interessi finanziari da dichiarare.

Registrazioni extracellulari rappresentano una potente tecnica sperimentale che può essere incorporato in quasi ogni preparazione sperimentale nel campo delle neuroscienze. Fili che sono stati impiantati in array organizzati possono essere seguiti come i loro alberi passano attraverso il cervello e nella loro regione di destinazione (Figura 5A). Quando una piccola lesione post-sperimentale viene creato sulla punta microconduttori noninsulated per creare un piccolo deposito ferro dal filo di acciaio inos...

Registrazioni elettrofisiologiche permettono agli scienziati di esaminare le proprietà elettriche delle cellule biologiche. Nel sistema nervoso centrale, in cui gli impulsi elettrici servono come meccanismo di segnalazione, queste registrazioni sono di particolare importanza per la comprensione funzione neurale 1-2. Durante le registrazioni singola unità a comportarsi animali, un microelettrodo che è stato inserito nel cervello è in grado di registrare i cambiamenti nella generazione di un neurone di potenziali d&#39;azione nel corso del tempo. Mentre molte tecniche permettono di registrare l&#39;attività cerebrale, monoblocco elettrofisiologia è uno dei metodi più precisi consentendo risoluzione a livello di singolo neurone. Quando si desidera un alto grado di specificità spaziale, microfili possono essere utilizzati per indirizzare discreti sotto-nuclei o insiemi di cellule all&#39;interno del brain3. Registrazioni singola unità beneficiano anche di alta risoluzione temporale registrazioni sono accurate a livello di microsecondo. E, in vivo unregistrazioni veglia consentono interazioni circuito intatto, con l&#39;ambiente naturale della afferenti ed efferenti proiezioni, chimico sistemico e influenze ormonali e parametri fisiologici. Segnali neurali sono derivati ​​da input sensoriali, comportamenti motori, elaborazione cognitiva, neurochimica / farmacologia, o una combinazione. Di conseguenza, la segregazione di sensoriali, motorie, cognitive, e chimiche influenze richiede esperimenti ben concepiti, con rischi e controlli efficaci che possono consentire per la valutazione di ciascuna delle influenze di cui sopra. Tutto sommato, le registrazioni a comportarsi animali permettono sperimentatori di osservare l&#39;integrazione di più fonti di informazioni all&#39;interno di un circuito funzionante e per derivare un modello più completo della funzione del circuito. Registrazioni singola unità soffrono anche di una serie di svantaggi, la cui sperimentatore deve essere consapevole. In primo luogo, le registrazioni possono essere difficili da condurre. Infatti, le proprietà di the amplificatori Headstage e le microfili impiantati che permettono specificità spaziale e temporale in queste registrazioni rende anche registrazioni suscettibile all&#39;influenza di segnali elettrici estranei (cioè &quot;disturbo&quot; elettrico). Di conseguenza, la capacità di risolvere i problemi in un sistema elettrofisiologico richiede una comprensione tecnica ben sviluppata di principi e apparecchi elettrofisiologici. E &#39;anche importante notare che, in determinate circostanze, segnali elettrici registrati nelle registrazioni extracellulari possono rappresentare la somma di più segnali neurali. Inoltre, la generalizzazione dell&#39;attività singola unità all&#39;attività popolazione all&#39;interno di una regione bersaglio può spesso essere limitata dal grado di eterogeneità cellulare all&#39;interno della regione bersaglio (ma vedi Cardin 4). Ad esempio, gli elettrodi possono essere prevenuto verso registrazione neuroni di output elevata ampiezza in luogo di altre cellule. L&#39;interpretabilità delle registrazioni singola unità è aumentatacombinando registrazioni con altre tecniche, tra cui, ma non limitatamente a, elettrici (ortodromica o antidromica), chimica (ad es iontoforetico o recettore designer) o optogenetic stimolazione 4, inattivazioni neurali temporanee, esami sensomotori 5, le procedure di disconnessione o immunoistochimica 3. Nel protocollo che segue enumereremo i materiali e le fasi necessarie per impiantare una matrice microconduttori organizzata nel ratto (anche se il protocollo può essere adattato per l&#39;uso in altre specie). Il procedimento e lo stile di array fissi utilizzati nel nostro laboratorio hanno dimostrato affidabile per registrazioni longitudinali e possono sostenere registrazioni della stessa neurone nel tempo per un mese 6-8. Ciò rende questa procedura ideale per l&#39;esame delle risposte fasiche agli stimoli sperimentali, i cambiamenti plastici in risposte neurali, o meccanismi di apprendimento e motivazione.

<table><tbody><tr><td>Tabella 1. Elenco dei materiali chirurgici.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Garza</td><td>Fisher (MooreBrand)</td><td>19-898-144</td><td></td></tr><tr><td>Cotton Swabs</td><td>Fisher (Puritan)</td><td>S304659</td><td></td></tr><tr><td>Nembutal (Pentobarbital)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3761</td><td></td></tr><tr><td>Atropina Nitrato di metile</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A0382</td><td></td></tr><tr><td>Baytril (Enrofloxacina)</td><td>Butler Shein ( Bayer)</td><td>1040007</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina cloridrato</td><td>Butler Shein</td><td>SKU# 023061</td><td></td></tr><tr><td>Betadine (Povidone-Iodio)</td><td>Fisher (Perdue)</td><td>19-066452</td><td></td></tr><tr><td>Stereotax</td><td>Kopf</td><td>Modello 900</td><td></td></tr><tr><td>Strumento di cauterizzazione</td><td>Stoelting</td><td>59017</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio da dissezione</td><td>Nikon</td><td>SMZ445</td><td></td></tr><tr><td>Trapano dentale</td><td>Buffalo</td><td>37800</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione salina batteriostatica</td><td>Bulter Schein</td><td>8973</td><td></td></tr><tr><td>Jewlers Viti</td><td>Stoelting</td><td>51457</td><td></td></tr><tr><td>Microsonde array di microfili</td><td></td><td>Filo di terra personalizzato Omnetics</td><td></td></tr> <tr><td></td><td></td><td>Custom Plug</td><td></td></tr><tr><td>Dental Acrylic</td><td>Fisher (BAS)</td><td>50-854-402</td><td></td></tr><tr><td>Suture riassorbibili</td><td>Fisher (Ethicon)</td><td>NC0258473</td><td></td></tr><tr><td>Puralube (unguento/lubrificante oftalamico)</td><td>Fisher (Henry Schein)</td><td>008897</td><td></td></tr><tr><td>Tabella 2. Elenco degli strumenti chirurgici.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2x Microforcipe</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-57</td><td>Multiuso (ad es. rimozione di detriti nella finestra del cranio)</td></tr><tr><td>2x Pinze</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-93</td><td>Multiuso (ad es. legare suture)</td></tr><tr><td>6x Emostatici</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-1125</td><td>Morsetto e incisione aperta</td></tr><tr><td>1x Forbici piccole</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-411</td><td>Tagliare le suture dopo aver legato</td></tr><tr><td>1x pinza per tessuti</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-222</td><td>Tenere il tessuto durante la sutura</td></tr><tr><td>1x Porta aghi</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-1259</td><td>Ago da sutura 1x</td></tr><tr><td>Supporto per bisturi (con lama #11)</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-80 (con lama #105-71)</td><td>Incisione del cranio</td></tr><tr><td>1x #22 Lama per bisturi</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-381</td><td>Rasatura del cuoio capelluto</td></tr><tr><td>1x Spatola chirurgica</td><td>George Tiemann Co.</td><td># 160-718</td><td>Raschiamento cranio per pulire il tessuto sul cranio</td></tr><tr><td>Macchine / gioiellieri viti</td><td>varie</td><td>N / A</td><td>0/80 x 1/8 "</td></tr><tr><td>Tabella 3. Elenco delle apparecchiature per la registrazione di segnali elettrofisiologici.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microwire Array & Connector</td><td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td><td>N/A (Parte n. in base alle caratteristiche dell'array)</td><td>Impiantato cranialmente nella regione di registrazione target. Gli array sono personalizzati in base alla spaziatura dei fili desiderata, alla lunghezza, ecc.</td></tr><tr><td>Unity-Gain Harness/Headstage</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1200</td><td>Amplificazione iniziale del segnale neurale; consente la propagazione di piccoli segnali neurali.</td></tr><tr><td>Commutatore (e girevole del fluido opzionale)</td><td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td><td>SL18C</td><td>Consente agli animali di ruotare liberamente mentre propagano il segnale elettrico al preamplificatore</td></tr><tr><td>Preamplificatore</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1198</td><td>Amplifica in modo differenziale i segnali neurali contro un elettrodo di riferimento.</td></tr><tr><td>Filtro e amplificatore</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1199</td><td>Filtra e amplifica ulteriormente il segnale amplificato in modo differenziale.</td></tr><tr><td>Computer di acquisizione</td><td>EnGen (Phoenix, AZ)</td><td>N/A (Custom Build)</td><td>Esegue software e hardware per l'acquisizione di dati comportamentali e neurali.</td></tr><tr><td>Carta A/D&nbsp;</td><td>Traduzione dei dati (Marlboro, MA)</td><td>DT-3010</td><td>Digitalizza i segnali neurali per il campionamento al computer.</td></tr><tr>Elaborazione della misurazione della <td>scheda I/O digitale</td><td>(Norton, MA)</td><td>PCI CTR-05</td><td>Acquisisce input e output comportamentali</td></tr></tbody></table>

una procedura per l&#39;impianto array organizzata di microfili per recordings singola unità di awake, comportarsi animali

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo registrazioni elettrofisiologiche nella veglia, animali comportarsi forniscono un potente metodo per la comprensione segnalazione neurale a livello di singola cellula. La tecnica consente sperimentatori di esaminare temporalmente e regionale modelli di cottura specifici al fine di correlare i potenziali d&#39;azione registrati con il comportamento in corso. Inoltre, le registrazioni singola unità possono essere combinati con una pletora di altre tecniche per produrre spiegazioni complete della funzione neurale. In questo articolo, descriviamo l&#39;anestesia e la preparazione per Microwire impianto. Successivamente, annoveriamo l&#39;attrezzatura necessaria e passaggi chirurgici per inserire con precisione una matrice microconduttori in una struttura di destinazione. Infine, descriviamo brevemente l&#39;attrezzatura utilizzata per registrare da ciascun elettrodo nella matrice. Gli array Microconduttori fissi descritti sono particolarmente adatti per l&#39;impianto cronica e consentono registrazioni longitudinali di dati neurali in quasi tutte le Preparati comportamentalion. Discutiamo rintracciamento brani elettrodi per triangolare posizioni Microconduttori nonché modi per combinare microconduttori impianto con tecniche di immunoistochimica per aumentare la specificità anatomica dei risultati registrati.

Un elenco delle attrezzature utilizzate da questo laboratorio per la registrazione di segnali elettrofisiologici possono essere trovate nella tabella 3. Dopo il recupero da un intervento chirurgico,-singole unità sono registrati inserendo un guadagno unitario headstage nel connettore impiantato. Questo headstage è collegato tramite un cavo a un commutatore, che è capace di libera rotazione senza interruzioni nella registrazione elettrofisiologica attraverso l&#39;uso di anelli collettori elettrici. Il c...

Impiantare array organizzate di microfili per l&#39;uso in single-unit registrazioni elettrofisiologiche presenta una serie di sfide tecniche. Sono descritti metodi per eseguire questa tecnica e le attrezzature necessarie. Inoltre, i frutti di un array Microconduttori organizzati per registrare da sub-regioni neurali distinti con elevata selettività spaziale è discusso.

Una procedura per l&#39;impianto Array organizzata di microfili per Recordings singola unità di Awake, Comportarsi Animali

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

L'obiettivo generale di questa procedura è impiantare con precisione array di microlamine in regioni cerebrali bersaglio. Questo viene ottenuto innanzitutto misurando e segnando con precisione le coordinate sul cranio per eseguire una craniotomia. Il secondo passaggio della procedura consiste nel rimuovere lentamente strati del cranio utilizzando un trapano dentale, al fine di realizzare accuratamente la craniotomia.Il terzo passaggio consiste nel posizionare l'array di microwire in modo che attraversi perpendicolarmente i confini del cranio e risulti allineato con esso. L'ultimo passaggio prevede l'abbassamento lento dell'array fino al raggiungimento della posizione bersaglio. Alla fine, i risultati possono dimostrare che gli array di microwire impiantati. L'utilizzo di questa procedura consente di mirare a sottoregioni discrete del cervello e di ottenere un'elevata resa neuronale, che può essere mantenuta nel corso di registrazioni longitudinali. Gli array di micromicrofili permettono ai neuroscienziati di esaminare i pattern di scarica dei singoli neuroni con elevata specificità spaziale e temporale, sia quando utilizzati singolarmente che in combinazione con altre tecniche. Le

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Neuroscienze

In questo protocollo dimostriamo come fabbricare un micro-drive array per registrazioni elettrofisiologiche cronica nei ratti.

Micro-drive array per la cronica In vivo</emRegistrazione>: Drive Fabrication

Questo video mostra la procedura dettagliata per preparare un ratto anestetizzato per registrazioni elettrofisiologiche dell'attività cerebrale da più siti. Il cuoio capelluto viene sezionato per accedere al cranio e vengono praticati dei fori in punti precisi per installare e fissare gli elettrodi. Gli elettrodi a microfilo di tungsteno vengono quindi inseriti nella posizione mirata per registrare i dati.

Registrazioni elettrofisiologiche in vivo di attività cerebrali da più siti nei ratti

Il video mostra una procedura per impiantare un'unità di elettrodi multicanale bidirezionale wireless nel cervello di un ratto per registrare e stimolare reti neurali multicanale.

Impianto di un sistema di microelettrodi bidirezionali wireless in un cervello di ratto

Questo video delinea un protocollo per l'impianto di una sonda lineare in silicio multi-shank nel cervello del topo per misurare i potenziali di campo locali. La procedura prevede il fissaggio della sonda a un'unità stereotassica, il posizionamento accurato sulla regione cerebrale bersaglio, l'inserimento nel cervello e il fissaggio con cemento dentale. Dopo l'impianto, l'assemblaggio viene protetto con un involucro. Dopo il recupero, la configurazione consente di registrare i potenziali di...

Registrazione dell'attività elettrica cerebrale nei topi comportamentali utilizzando sonde lineari in silicio multi-shank

Il video mostra la registrazione elettrofisiologica simultanea da più regioni cerebrali in un ratto utilizzando un array di micro-drive integrativo. Gli elettrodi di registrazione sono posizionati nel bulbo olfattivo, gli elettrodi di riferimento nella corteccia frontale e gli elettrodi array di micro-drive nell'ippocampo. Il ratto può foraggiare liberamente e la registrazione simultanea da tutti gli elettrodi impiantati viene registrata utilizzando l'array.

Un metodo di array di micro-drive per la registrazione elettrofisiologica da più regioni cerebrali

Questo video mostra una tecnica per impiantare un gruppo di elettrodi nel cervello di un topo. L'assemblaggio contiene elettrodi bipolari per registrare l'attività dall'ippocampo e un elettrodo di riferimento per ottenere l'attività di base dal cervelletto. Un topo anestetizzato viene posizionato su un telaio stereotassico e il gruppo elettrodo viene impiantato nella regione del cervello bersaglio. L'animale viene quindi lasciato riprendersi prima di eseguire la registrazione elettrofisiologica.

Impianto di un gruppo di elettrodi in un cervello di topo per la registrazione elettrofisiologica

La progettazione e l'assemblaggio di microdrive per registrazioni elettrofisiologiche in vivo di segnali cerebrali dal mouse è descritto. Allegando fasci microelettrodi a vettori guidabili robuste, queste tecniche consentono registrazioni neuronali a lungo termine e stabile. Il design leggero permette illimitato prestazioni comportamentali da parte dell'animale dopo l'impianto in auto.

Costruzione di matrici Microdrive per cronici Recordings neurali in topi Comportarsi Awake

Una connessione wireless, sistema bidirezionale per registrazioni neurale multicanale e stimolazione a comportarsi liberamente ratti è stato introdotto. Il sistema è leggero e compatto, avendo così un impatto minimo sul repertorio del comportamento umano. Inoltre, questo sistema bidirezionale fornisce un sofisticato strumento per valutare le relazioni causali tra pattern di attivazione del cervello e comportamento.

Una connessione Wireless, interfaccia bidirezionale per registrazione In Vivo e la stimolazione dell'attività neurale a comportarsi liberamente ratti

Questo lavoro presenta un protocollo per eseguire un impianto stereotassico e neurochirurgico di array di microelettrodi nel comune marmoset. Questo metodo consente specificamente registrazioni elettrofisiologiche in animali che si comportano liberamente, ma può essere facilmente adattato a qualsiasi altro intervento neurochirurgico simile in questa specie (ad esempio, cannula per la somministrazione di farmaci o elettrodi per la stimolazione cerebrale).

Chirurgia stereotassica per l'impianto di array di microelettrodi nel Common Marmoset (Callithrix jacchus)

Descriviamo qui un metodo per fabbricare array di microelettrodi Ti3C2 MXene e utilizzarli per la registrazione neurale in vivo.

Fabbricazione di array di microelettrodi Ti3C2 MXene per la registrazione neurale In Vivo

Questo protocollo presenta una scatola comportamentale basata su microcontrollore per valutare l'inibizione del preimpulso (PPI) raccogliendo dati di accelerazione da un sensore sotto la scatola. Questi dati valutano i deficit di gating sensoriale nei ratti socialmente isolati, con un metodo aggiuntivo per sincronizzare i dati con l'attività neuronale per far avanzare gli studi di neurofisiologia sui disturbi comportamentali.

Sviluppo di una scatola comportamentale per la valutazione dell'inibizione del preimpulso e dell'attività neurale in modelli animali psichiatrici

Impara l'impianto di array di microfili per registrazioni elettrofisiologiche single-unit in animali svegli e comportanti. Questa procedura consente registrazioni neurali ad alta resoluzione spaziale e temporale.

Una procedura per l'impianto Array organizzata di microfili per Recordings singola unità di Awake, Comportarsi Animali

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