Name: Dimostrazione di Proteolytic attivazione della epiteliale di sodio Channel (ENAC), combinando misure di corrente con rilevamento di Decolleté Frammenti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 56 s
Description: Scopri l'attivazione proteolitica del canale ENaC in oociti di Xenopus laevis combinando misure di corrente con rilevamento di frammenti di scissione. Questo metodo elettrofisiologico rivela il legame causale tra taglio proteico e attivazione del canale.

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L'assistenza tecnica esperta di Céline Grüninger, Christina Lang, Sonja Mayer e Ralf Rinke è ringraziata. Ringraziamo il Dr. Morag K. Mansley per aver letto attentamente il manoscritto. Questo progetto è stato sostenuto da una sovvenzione della Deutsche Forschungsgemeinschaft (Grant SFB 423: Kidney Injury: Pathogenesis and Regenerative Mechanisms, a C. Korbmacher), da sovvenzioni dell'Interdisziplinäres Zentrum für Klinische Forschung (a S. Haerteis e M. Krappitz), dal programma ELAN (a S. Haerteis) della Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg e dalla Biblioteca universitaria di Erlangen-Nürnberg.

1. Isolamento di Xenopus ovociti e microiniezione di cRNA <ol><li> Ottenere ovociti da adulto di sesso femminile Xenopus laevis. Anestetizzare gli animali nel 0,2% MS222, e resecare lobi ovarici attraverso una piccola incisione addominale. </li><li> Isolare ovociti dai lobi ovarici mediante digestione enzimatica a 19 ° C per 3-4 ore con 600-700 U / ml di collagenasi di tipo 2 Clostridium histolyticum disciolti in soluzione OR2 calcio libero (ricetta in Tabella 1). </li><li> Per la selezione, posizionare gli ovociti defolliculated in una capsula di Petri sotto un microscopio binoculare in una soluzione contenente sodio alta (ND96: ricetta in Tabella 1). </li><li> Selezionare fase V-VI ovociti e metterli in un altro piatto di Petri con una pipetta Pasteur. NOTA: Blunt pipetta Pasteur da fiamme per evitare lesioni ovocita. </li><li> Iniettare ovociti con cRNA (ad esempio 0,2 ng per αβγENaC subunità). Sciogliere cRNA in acqua RNase-free. NOTA: Totalvolume iniettato in ciascun ovocita è di 46 nl. </li><li> Conservare iniettato ovociti a 19 ° C in una soluzione di sodio bassa da evitare il caricamento di sodio degli ovociti (ND9: ricetta in Tabella 1). Integrare la soluzione con penicillina 100 U / ml di sodio e 100 pg / ml di solfato di streptomicina per prevenire la crescita batterica. Maneggiare con cura gli ovociti per limitare la quantità di ovociti danneggiati o morti e mantenerli in singoli piccoli gruppi in un pozzo di 12 pozzetti riempiti con soluzione del bagno durante i due giorni dopo l&#39;iniezione cRNA. </li></ol> 2. Esecuzione a due elettrodi Esperimenti di tensione-clamp <ol><li> Misurare la ovociti due giorni dopo l&#39;iniezione. </li><li> Riempire una siringa di un sistema di perfusione gravità alimentata con soluzione ND96 e un&#39;altra siringa con soluzione ND96 contenente amiloride (2 mM). Mount siringhe 50 centimetri sopra la camera da bagno ovocita. NOTA: La concentrazione del amiloride inibitore ENaC è stato scelto per essere 20 volte superiore alla IC50 </sub&gt; (100 nm). </li><li> Accendere una sorgente di luce fredda alogena 150 W e regolarlo a 10 cm al di sopra della camera di bagno ovocita che consente una buona visualizzazione con il microscopio binoculare. Quindi accendere aspirante e regolare il tubo di aspirazione alla fine della camera di bagno ovocita. Individuare tubo di aspirazione opposta a superfusione tubi &#39;adattatore di entrare nel bagno ovocita. NOTA: Potenza di aspirazione deve essere sufficiente a sostenere il flusso continuo della soluzione superfusing l&#39;ovocita. </li><li> Regolare la velocità superfusione di ciascuna soluzione di 3-5 ml / min utilizzando il dispositivo di controllo del flusso iv gravità. Collegare i tubi superfusione con un adattatore alla camera bagno ovocita. </li><li> Tirare capillari di vetro con un estrattore micropipetta per ottenere diametri di punta di &lt;1 micron. Poi riempire capillari a ~ 1/4 con 3 M KCl. NOTA: Assicurarsi che la parte clorurato del filo d&#39;argento del titolare elettrodo è immerso in soluzione KCl. Verificare la presenza di bolle d&#39;aria nella punta del capillare. Le bolle d&#39;aria compromettono la misurement aumentando la resistenza capacità parassite. </li><li> Inserire i capillari nei supporti elettrodi della corrente e l&#39;elettrodo di tensione e metterli in ND96 contenente amiloride soluzione (2 micron) utilizzando i micro-manipolatori. </li></ol> 3. Misura delle Correnti Whole-cell Amiloride-sensibili <ol><li> Zero potenziale dell&#39;elettrodo dell&#39;elettrodo tensione (V m) e l&#39;elettrodo di corrente (V e) regolando la V m e V e compensati pulsanti. NOTA: La resistenza deve essere 1-2 mW per l&#39;elettrodo per misurare V e 0,5 m -1 mW per l&#39;elettrodo di iniezione di corrente. </li><li> Posizionare l&#39;ovocita nella camera bagno in prossimità dell&#39;elettrodo rilevamento della tensione. NOTA: Non danneggiare l&#39;ovocita durante una di queste operazioni di trasferimento. Utilizzare una pipetta Pasteur per trasferire l&#39;ovocita. Per evitare di danneggiare l&#39;ovocita i bordi della pipetta deve essere smussati mediante esposizione alla fiamma. </li><li> Impale oociti delicatamente con entrambe le microelettrodi. </li><li> Impostare la potenziale partecipazione al amplificatore a -60 mV e accendere il registratore grafico. Accendere il amiloride (2 micron) contenente soluzione. NOTA: La corrente dovrebbe essere di circa 0 ± 0,5 μA. Correnti di fuga più grandi indicano un impalamento perde. Pertanto, questi ovociti devono essere respinti. Inoltre, le correnti di fuga misurata in presenza di amiloride (2 mM) dovrebbero essere simili in αβγ-WT esprimendo ovociti a quelle misurate in αβγ-mutante ENaC esprimere oociti. Ciò indica che le mutazioni non influiscono sulla amiloride-sensibilità del canale. </li><li> Avviare la registrazione. Se necessario regolare il guadagno. </li><li> Dopo la corrente misurata raggiunge un plateau stabile, passare alla soluzione senza amiloride. NOTA: deviazioni in corso al ribasso le tracce attuali corrispondono a correnti interiori, vale a dire il movimento di carica positiva (Na +) dal lato extracellulare nella cellula. </li><li> After un plateau di corrente viene raggiunto (dopo ~ 60 sec), accendere il superfusione torna alla soluzione contenente amiloride. Dopo la corrente del ovocita raggiunge la corrente di linea di base iniziale, spegnere il morsetto di tensione e delicatamente ritirare gli elettrodi. </li><li> Per consentire richiusura della membrana plasmatica nei siti di impalamento, posizionare l&#39;ovocita in un pozzetto di una piastra a 96 pozzetti contenente 100-150 ml di soluzione ND96 proteasi gratuito. </li><li> Dopo 5 min, trasferire oocita una proteasi contenente soluzione o di una soluzione di controllo senza proteasi per un tempo di incubazione di 30 min. NOTA: Il tempo di incubazione dipende dalla proteasi e il canale studiato. </li><li> Dopo la fase di incubazione ripetere la misura della corrente (vedere 3.2 e seguenti). NOTA: È possibile misurare&gt; 90% degli ovociti dopo incubazione in soluzione di proteasi. </li></ol> 4. Biotinilazione Assay <ol><li> Selezionare e scartare ovociti difettosi sotto il microscopio binoculare. NOTA: Utilizzare InjectEd ovociti dallo stesso lotto per le misure di corrente e per gli esperimenti biotinilazione. </li><li> Mantenere biotina a TA per almeno 20 minuti prima del suo uso nell&#39;esperimento. </li><li> Preparare le soluzioni: ND96 e ND96 contenente la proteasi appropriato. Preparare pipette Pasteur assegnando un&#39;etichetta e brevemente fiammeggiante loro consigli per evitare lesioni degli ovociti. NOTA: Qui, viene utilizzata la proteasi chimotripsina 2 ug / ml in ND96. Trattare ogni gruppo con una pipetta separato per evitare la contaminazione incrociata di soluzioni. </li><li> Riempire ogni pozzetto di una piastra da 6 pozzetti con 2,5 ml controllo ND96 ND96 o contenente una proteasi a RT. Poi depositare 30 ovociti per bene e li incubare per 30 minuti a temperatura ambiente. NOTA: Per le procedure successive è importante mantenere i campioni in ghiaccio in ogni momento. Tutte le fasi di centrifugazione sono al eseguite a 4 ° C. </li><li> Riempire ogni pozzetto di una nuova piastra da 6 pozzetti con 2,5 ml ND96 (ogni gruppo ha bisogno di 3 pozzi per le fasi di lavaggio) e pesare la biotina. NOTA: 2,5 mg biotina per bene è necessaria (1 mg / ml). Sciogliere la biotina nel buffer biotinylation (cioè 25 mg biotina (per 10 gruppi) in 25 ml di tampone biotinylation (ricetta in Tabella 1). </li><li> Trasferire ciascun gruppo di oociti di un pozzo riempito con 2,5 ml ND96. Trasferimento ovociti sequenziale in due pozzi aggiuntivi con ND96 per lavare via ogni residuo della proteasi. Incubare gli ovociti per 5 min in ND96. </li><li> Trasferire gli ovociti in un pozzo contenente 2,5 ml di soluzione di biotina e incubare con leggera agitazione (&#39;shaker&#39;) per 15 min. NOTA: Ridurre al minimo l&#39;ND96 trasferita con la pipetta per evitare la diluizione della soluzione di biotina. </li><li> Trasferire ciascun gruppo di oociti in un pozzo contenente 2,5 ml di tampone quench (ricetta in Tabella 1) per arrestare la reazione biotinilazione. Poi, il trasferimento di ciascun gruppo di ovociti in un secondo pozzo anche contenente 2,5 ml di placare il buffer e incubare per 5 minuti con agitazione. </li><li> Rimuovere ovociti danneggiati o morti. Nota:Scegliere lo stesso numero di ovociti per gruppo per la seguente procedura. </li><li> Trasferire ciascun gruppo di oociti in una provetta di plastica da 1,5 ml. NOTA: Ridurre al minimo la quantità di buffer di tempra che viene trasferito. </li><li> Successivamente, lisare gli ovociti facendoli passare attraverso un ago 27 G in 1 ml di tampone di lisi (ricetta vedi Tabella 1) integrato con inibitori della proteasi. </li><li> Centrifugare i lisati per 10 min a 1500 x g. </li><li> Aspirare il surnatante e trasferirlo in una provetta da 1,5 ml microcentrifuga contenente 0,5% Triton-X-100 e 0,5% NP40. Eliminare il pellet rimanente. NOTA: Il surnatante contiene proteine ​​di membrana del plasma biotinilato e proteine ​​intracellulari non biotinilato. </li><li> Incubare le provette da microcentrifuga per 20 min in ghiaccio. Ripetutamente vortex le provette durante questo periodo per sciogliere completamente le proteine ​​NP40 e Triton-X-100. </li><li> Centrifuga 100 ml di agarosio per gruppo di ovociti per 3 minuti a 1500 x g. Dopo l&#39;centrifugazione Rimuovere il surnatante dalla soluzione perline e lavare tre volte con tampone di lisi per equilibrare le perline con tampone. </li><li> Pipettare 100 ml di perline lavati in ciascuna provetta contenente la proteina-detergente-soluzione preparata in 4.13 per consentire il legame delle proteine ​​biotinilati verso le perline. </li><li> Incubare le provette per microcentrifuga con testa di rotazione O / N a 4 ° C. </li><li> Centrifugare le provette da microcentrifuga per 3 minuti a 1500 x g. Poi trasferire il surnatante in una nuova provetta. NOTA: le proteine ​​intracellulari non sono etichettati con biotina. Il supernatante può essere conservato a -20 ° C. Non aspirare le perline. </li></ol> 5. Rilevazione dell&#39;Enac Decolleté frammenti sulla superficie cellulare tramite Western Blot analisi <ol><li> Lavare le perline tre volte con tampone di lisi e aggiungere 100 ml di 2x tampone campione SDS-PAGE. NOTA: I campioni possono essere conservati a -20 ° C o immediatamente preparati per l&#39;analisi Western Blot. </li><li> Bollire samples per 5 min a 95 ° C e posizionare i tubi su ghiaccio. </li><li> Centrifugare i campioni per 3 min a 20.000 xg e pipetta il surnatante in una nuova provetta. NOTA: Questo surnatante contiene le proteine ​​della membrana plasmatica biotinilati dalla superficie cellulare dell&#39;ovocita. </li><li> Analizzare 30 ml di questa supernatante mediante western blot per indagare frammenti scissione sulla superficie cellulare. </li><li> Separare le proteine ​​biotinilati mediante SDS-PAGE (sodio dodecil solfato elettroforesi su gel di poliacrilammide) utilizzando un gel appropriato (8%, 10%, 12% a seconda del peso molecolare dei frammenti di scissione indagati). </li><li> Trasferire le proteine ​​di polivinilidene (PVDF), membrane per blotting semi-asciutto. </li><li> Sondare la membrana con un anticorpo specifico contro γENaC umano diretto contro un epitopo nel C-terminale (vedi figura 3 e 13). </li><li> Utilizzare anticorpo anti-coniglio perossidasi di rafano-marcato capra come anti secondariocorpo. </li><li> Rilevare i segnali chemioluminescenti. </li></ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

In questo manoscritto un approccio metodologico che è stato applicato con successo per studiare i meccanismi alla base l&#39;attivazione dell&#39;Enac da proteasi è descritto 8,13. Il laevis sistema di espressione consolidata Xenopus ovocita è stato usato per funzionalmente espresso ENaC. Funzione ENaC è stata valutata con i due elettrodi tecnica voltage-clamp convenzionale. Mutagenesi sito-diretta è stato impiegato per identificare funzionalmente pertinenti siti di clivaggio della proteasi. Biotinylation esperimenti effettuati in parallelo con le misure elettrofisiologiche hanno permesso di correlare l&#39;aspetto di dell&#39;ENaC clivaggio prodotti sulla superficie cellulare con l&#39;attivazione proteolitica corrente. Una correlazione tra l&#39;andamento nel tempo di attivazione corrente e la comparsa di frammenti clivaggio proteolitico alla superficie cellulare supporta il concetto di attivazione del canale proteolitica. Due elettrodi di voltage-clamp richiedono l&#39;impalamento di un oocyte con due microelettrodi. Questa procedura viene di solito eseguita solo una volta in un individuo ovocita. Tuttavia, era possibile eliminare i microelettrodi dopo una registrazione corrente whole-cell iniziale senza danno apparente al ovocita. Infatti, la membrana plasmatica nei siti di impalements sembra richiudere in pochi minuti. Così, dopo aver completato una prima misura di tensione-clamp a due elettrodi, è possibile trasferire l&#39;ovocita dalla camera di flusso sperimentale della configurazione voltage-clamp a due elettrodi in una provetta da microcentrifuga o un pozzetto di una piastra da 96 pozzetti riempiti con un piccolo volume di soluzione di prova o di controllo. Successivamente, lo stesso ovocita può essere trasferito di nuovo alla camera di flusso e può essere nuovamente impalata per eseguire una seconda misurazione di tensione-clamp a due elettrodi. Sorprendentemente, le correnti ENaC-mediate non variano molto tra la prima e la seconda misurazione quando l&#39;ovocita è stato mantenuto in soluzione di controllo. Al contrario, l&#39;incubazione del ovocita in una proteasi contenente solution dopo la prima misurazione comportato un aumento corrente ENaC-mediata nella seconda misurazione (Figura 2). Questa scoperta indica l&#39;attivazione del canale proteolitica. Esecuzione di due misure di corrente separati in un unico ovocita offre il vantaggio che l&#39;ovocita può essere esposta a proteasi o altri agenti farmacologici tra le due misurazioni per un tempo variabile in un piccolo volume di soluzione di prova. Questo è importante quando si usano agenti che sono costosi e / o non disponibile in grandi quantità, per esempio proteasi preparazioni purificate. La limitata disponibilità di farmaci può rendere impossibile (o sono troppo costosi) usarli in continuo due elettrodi voltage-clamp a causa dei grandi volumi di soluzione da esaminare per superfusing continuamente gli ovociti con portate di diversi millilitri al minuto. Inoltre, continui a due elettrodi misurazioni di tensione-clamp sono limitate dal fenomeno notoenon di fatiscente canale spontanea descritti anche per ENaC 15. Al contrario, esponendo gli ovociti di testare soluzioni tra due misurazioni distinte per un massimo di un&#39;ora o più in genere non rappresenta un problema (vedi Figura 4A). Infine, due misure sequenziali eseguite nello stesso ovocita permettono osservazioni accoppiate degli effetti del farmaco. Questo ha un vantaggio rispetto misurazioni spaiati da due distinti gruppi di ovociti (proteasi trattati e trattati con veicolo), perché riduce il problema della elevata variabilità tra ovociti, generalmente osservati in canali ionici. Con osservazioni accoppiati e la possibilità di normalizzare i dati per la prima misura, meno ovociti sono necessari per gruppo sperimentale di dimostrare un effetto significativo di un agente farmacologico. Normalizzazione dei dati rende anche più facile da riassumere i dati provenienti da diversi lotti di ovociti con diversi livelli di espressione del canale ionico e, quindi, diverse correnti di base (Figura 2D). Ovviamente, esperimenti di controllo sono necessari per questo approccio per dimostrare che l&#39;attività del canale ionico di interesse rimane stabile in oociti di controllo trattati con veicolo dalla prima alla seconda misura (vedi figura 2). Per dimostrare che l&#39;attivazione proteolitica corrente correla con la comparsa di dell&#39;ENaC clivaggio prodotti sulla superficie cellulare, un approccio biotinilazione originariamente descritto da Harris et al. 9 può essere utilizzato. Questa procedura (come descritto nella sezione del protocollo e mostrato in Figura 4) è stato adattato per dimostrare che l&#39;esposizione dei canali di proteasi e successiva attivazione di correnti dell&#39;ENaC-mediate è accompagnato dalla comparsa dipendente dal tempo di frammenti di scissione. Il metodo biotinylation permette anche l&#39;analisi di un aumento o una diminuzione complessiva di proteine ​​di membrana sulla superficie cellulare. Pertanto, questo metodo è adatto per studiare l&#39;effetto di proteasi e altri pharAgenti same momento dell&#39;inserimento canale nella membrana plasmatica o su recupero canale. Inoltre, l&#39;analisi Western blot delle proteine ​​della membrana plasmatica biotinilati permette di individuare i frammenti proteici (ad esempio frammenti proteolitici dell&#39;ENaC) o cambiamenti nel modello di glicosilazione che può essere funzionalmente rilevante. In conclusione, la combinazione dei metodi usati per studiare l&#39;effetto stimolatorio di proteasi sulle correnti di cellule intere ENaC-mediate e dimostrare una correlazione con il verificarsi di dell&#39;ENaC clivaggio prodotti sulla superficie cellulare può essere utile per una vasta gamma di applicazioni. In particolare, questi metodi possono essere adatti ad affrontare questioni analoghe per quanto riguarda la regolamentazione di altri canali ionici, trasportatori o recettori transmembrana (ad esempio proteasi-activated recettori PARs).

Le proteasi sono enzimi che sono coinvolti in varie reazioni fisiologiche che vanno dal noto degradazione proteolitica delle proteine, nel contesto della digestione, alle sofisticate cascate proteasi implicate in vie di segnalazione regolamentazione complesse. Le proteasi sono classificati in sette gruppi in base al loro sito attivo catalitico: aspartato, asparagina, cisteina, acido glutammico, metallo, serina, treonina e proteasi. Diverse proteasi bersaglio siti di taglio distinte non sempre facile prevedere dalla struttura primaria di una proteina. Il database MEROPS ( <a href="http://merops.sanger.ac.uk/">http://merops.sanger.ac.uk/</a> ) fornisce informazioni dettagliate su una vasta gamma di proteasi e dei loro siti di taglio preferenziali. Siti di clivaggio funzionalmente rilevanti possono essere identificati mediante mutagenesi sito-diretta. E &#39;ben noto che l&#39;elaborazione proteolitica dell&#39;Enac è ​​un importante meccanismo di attivazione del secoloè particolare 1,2 canale ionico. È interessante notare, è evidente che la funzione del relativo acido-sensing canale ionico 1a (ASIC1a) può anche essere modificato da proteasi 3-5. Al momento resta una questione aperta se la scissione proteolitica canale gioca un ruolo fisiologico rilevante nel regolare l&#39;attività di altri canali ionici e trasportatori. Tuttavia, è ben noto che clivaggio proteolitico attiva un gruppo di G recettori accoppiati alla proteina, i recettori proteasi-attivato (PARs) 6. Diversi serina-proteasi (ad esempio proteasi canale attivazione (CAP1-3), chimotripsina, tripsina, Furin, plasmina, neutrofili elastasi e callicreina) sono stati indicati per attivare proteoliticamente ENaC 2. Oltre alla serina proteasi, altri gruppi di proteasi possono essere coinvolti nella attivazione proteolitica ENaC. Infatti, dati recenti mostrano che la metalloproteinasi meprin-β 7 e la cisteina proteasi catepsina S-8 può anche activaTE ENaC. Tuttavia, le (pato-proteasi) fisiologicamente rilevanti per l&#39;attivazione ENaC restano da definire e possono differire da tessuto a tessuto. Le proteasi sono noti per scindere preferenzialmente in particolari siti nella sequenza aminoacidica. Per esempio, la chimotripsina serina proteasi mostra un modello specifico di clivaggio clivaggio dopo il aminoacidi aromatici residui fenilalanina e tirosina. Al contrario, la serina proteasi tripsina preferenzialmente scinde dopo la residui di lisina o arginina base. Utilizzando mutanti costrutti γENaC umano generati da mutagenesi sito-diretta, siti di clivaggio funzionalmente pertinenti dell&#39;ENaC eterologhi espressi nel sistema di espressione ovocita potrebbero essere identificati 8-13. Iniettando cRNA per i tre subunità dell&#39;ENaC (αβγ) in oociti isolati, ENaC può esprimere funzionalmente in queste cellule e l&#39;attività dei canali presenti sulla membrana plasmatica può essere misurata medianteusando la tecnica voltage-clamp a due elettrodi. Utilizzando il amiloride diuretico, un inibitore ENaC specifico, il ENaC-mediata componente corrente whole-cell amiloride-sensibile (ΔI ami) possono essere separati dalle correnti di fuga aspecifiche o da correnti condotte da altri canali ionici. Così, i valori ΔI ami riflettono attività complessiva ENaC e possono essere determinati sottraendo correnti cellule intere misurati in presenza di amiloride dalle correnti di cellule intere corrispondenti registrate in assenza di amiloride. Per verificare se una proteasi ha un effetto stimolante sulla ENaC, ΔI ami viene misurato due volte nello stesso ovocita, cioè prima e dopo incubazione della ovocita in una soluzione contenente proteasi. Un aumento di ΔI ami dalla prima alla seconda misura indica l&#39;attivazione proteolitica ENaC. Chimotripsina tripsina o sono noti per stimolare massimo dell&#39;ENaC nel sistema di espressione ovocita 2,14 e possono essere usati per confirm che l&#39;attivazione proteolitica ENaC è rilevabile in un determinato lotto di ovociti. In parallelo a misure di corrente di cellule intere, un approccio biotinilazione 9 è stato utilizzato per studiare se l&#39;aumento ΔI ami rilevata dopo esposizione degli ovociti alle proteasi correla con la comparsa di dell&#39;ENaC clivaggio frammenti sulla superficie cellulare. Proteine ​​sulla superficie cellulare sono etichettati con biotina e possono essere separati dalle proteine ​​intracellulari legando le proteine ​​biotinilati di agarosio NeutrAvidin-etichettati. Le proteine ​​biotinilati possono essere analizzati mediante western blot. frammenti di scissione γENaC sulla superficie cellulare possono essere rilevate utilizzando un anticorpo specifico diretto contro un epitopo nel C-terminale della γENaC. Per identificare sito di scissione funzionalmente rilevanti (s), previsto siti di taglio possono essere mutati mediante mutagenesi sito-diretta. Canali di tipo selvatico e mutante sono confrontate in esperimenti paralleli utilizzando ovociti dalle slotto ame. Con questo approccio metodologico è stato dimostrato per la prima volta che l&#39;attivazione proteolitica di correnti di cellule intere dell&#39;ENaC-mediate correla con la comparsa dipendente dal tempo di dell&#39;ENaC clivaggio frammenti sulla superficie cellulare. Questi risultati suggeriscono un nesso di causalità tra la scissione del canale e l&#39;attivazione del canale. Inoltre, mediante mutagenesi sito-diretta di putativi siti di taglio in combinazione con la tecnica a due elettrodi voltage-clamp, siti di clivaggio funzionalmente rilevanti per plasmina, chimotripsina e catepsina 13-S 8 sono stati identificati.

<table><tbody><tr><td>Attrezzatura</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stadio di testa con morsetto da bagno per OC-725C-V</td><td>Warner Instrument Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sorgente di luce fredda - Schott KL 1500 LCD</td><td>Schott</td><td>#SCOC150200EU</td><td>luminosità 4; apertura meccanica: D; temperatura di colore: 3.000 K</td></tr><tr><td>Portaelettrodo serie E (Str, Vent, Ag Wire, 1,2 mm)</td><td>ADinstruments</td><td>#ESW-F10v</td><td></td></tr><tr><td>Sinistra micromanipolatore; MM-33L</td><td>Warner Instrument Corporation</td><td>#64-0055</td><td></td></tr><tr><td>LIH 1600 - interfaccia computer</td><td>HEKA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sistema a valvole magnetiche (ALA BPS-8) in combinazione con un'interfaccia TIB14 (HEKA)</td><td>ALA Scientific Instruments, amplificatore HEKA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>OC-725C per registrazioni con morsetto di tensione a due elettrodi</td><td>Warner Instrument Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>P-97 FLAMING/BROWN Estrattore per micropipette</td><td>Sutter Instruments</td><td></td><td>calore = 550; velocità = 22; tempo = 200</td></tr><tr><td>Micromanipolatore destro; MM-33R</td><td>Warner Instrument Corporation</td><td>#64-0056</td><td></td></tr><tr><td>Portaelettrodo serie (45°, sfiato, impugnatura, filo Ag, 1,2 mm)</td><td>ADinstruments</td><td>#E45w-f10vh</td><td></td></tr><tr><td>Regolatore di flusso a gravità STAT 2 IV</td><td>Conmed</td><td>#P-S2V-60</td><td></td></tr><tr><td>Eiettore del generatore di vuoto SEG - per l'aspirazione per rimuovere la soluzione del bagno</td><td>Schmalz</td><td></td><td></td></tr><tr><td>INFUJECT 60 ml siringhe a pompa per soluzioni</td><td>Braun</td><td>#22050</td><td></td></tr><tr><td>Injekt-F per la lisi degli ovociti</td><td>Braun</td><td>#9166033V</td><td></td></tr><tr><td>Tubo in borosilicato a parete standard con filamento</td><td>Sutter Instruments</td><td>#BF150-86-10</td><td>diametro esterno: 1,5 mm; diametro interno: 0,86 mm; lunghezza: 10 cm</td></tr><tr><td>Completo, Mini, senza EDTA compresse per cocktail di inibitori della proteasi</td><td>Roche Applied Science</td><td>#11836170001</td><td></td></tr><tr><td>EZ-Link Sulfo-NHS-Biotin</td><td>Thermo Scientific</td><td>#21217</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo secondario anti-coniglio di capra marcato con perossidasi di rafano</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>#sc-2004</td><td></td></tr><tr><td>NeutrAvidin Agarose</td><td>Thermo Scientific</td><td>#29200</td><td>Perle di agarosio marcate con Neutravidin</td></tr><tr><td>NP40 (Nonidet P-40)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>#I8896</td><td></td></tr><tr><td>Roti-Load 1 (2x campione SDS-PAGE Carl</td> <td>Roth</td><td>#K929.2</td><td></td></tr><tr><td>SuperSignal West Substrato chemiluminescente femto per il rilevamento di segnali chemiluminescenti</td><td>Thermo Scientific</td><td>#34095</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>#T8787</td><td></td></tr></tbody></table>

dimostrazione di proteolytic attivazione della epiteliale di sodio channel (enac), combinando misure di corrente con rilevamento di decolleté frammenti

Demonstration of Proteolytic Activation of the Epithelial Sodium Channel (ENaC) by Combining Current Measurements with Detection of Cleavage Fragments

I metodi descritti possono essere utilizzati per studiare l'effetto delle proteasi sui canali ionici, sui recettori e su altre proteine della membrana plasmatica espresse in modo eterologo negli ovociti di Xenopus laevis. In combinazione con la mutagenesi sito-specifica, questo approccio fornisce un potente strumento per identificare i siti di scissione funzionalmente rilevanti. L'attivazione proteolitica è una caratteristica del canale epiteliale del sodio sensibile all'amiloride (ENaC). La fase finale di attivazione prevede la scissione della subunità γ del canale in una regione critica potenzialmente bersaglio di diverse proteasi, tra cui la chimotripsina e la plasmina. Per determinare l'effetto stimolante di queste serina proteasi sull'ENaC, la corrente di cellula intera sensibile all'amiloride (ΔIami) è stata misurata due volte nello stesso ovocita prima e dopo l'esposizione alla proteasi utilizzando la tecnica del voltage-clamp a due elettrodi. Parallelamente agli esperimenti elettrofisiologici, è stato utilizzato un approccio di biotinilazione per monitorare la comparsa di frammenti di scissione γENaC sulla superficie cellulare. Utilizzando i metodi descritti, è stato dimostrato che l'andamento temporale dell'attivazione proteolitica delle correnti di cellula intera mediate da ENaC è correlato con la comparsa di un prodotto di scissione γENaC sulla superficie cellulare. Questi risultati suggeriscono un legame causale tra la scissione del canale e l'attivazione del canale. Inoltre, confermano il concetto che un evento di scissione in γENaC è necessario come passaggio finale nell'attivazione del canale proteolitico. I metodi qui descritti potrebbero essere applicabili per affrontare domande simili per altri tipi di canali ionici o proteine di membrana.

Per verificare se la plasmina serina proteasi può attivare correnti ENAC-mediate, ΔI ami di singoli ovociti ENAC-esprimono è stata determinata prima e dopo 30 min di incubazione degli ovociti in libera-proteasi (controllo) (Figura 2A) o una soluzione contenente plasmina (Figura 2B) mediante la tecnica voltage-clamp a due elettrodi (vedere Figura 1). L&#39;esposizione a plasmina è aumentata ΔI ami in ogni ovocita misurato. Al contrario, in esperimenti di controllo, 30 min di incubazione di ovociti dell&#39;ENaC-esprimenti in soluzione priva di proteasi hanno un effetto trascurabile (Figura 2 C, D). Così, utilizzando questo metodo una stimolazione di corrente dell&#39;ENaC mediata da plasmina può essere rilevato. Per studiare gli effetti di mutanti putativi siti di clivaggio dall&#39;attivazione delle correnti ENaC-mediata, così come su clivaggio canale, l&#39;effetto della chimotripsina su WT-ENaC è stato confrontato con quello relativoun ENaC mutante con prostasin mutato e siti di taglio plasmina (γ RKRK178AAAA; K189A). La durata di attivazione del canale da chimotripsina e la comparsa di dell&#39;ENaC clivaggio prodotti sulla superficie cellulare è stata studiata utilizzando diversi tempi di incubazione proteasi (Figura 4A). È stato dimostrato che i ritardi canali mutanti e riduce l&#39;attivazione di corrente dell&#39;ENaC mediata da chimotripsina. Parallelamente si ha una comparsa ritardata di un peso γENaC scissione frammento molecolare inferiore di 67 kDa corrispondente alla subunità completamente scissa. Frammenti di scissione sono state rilevate utilizzando un anticorpo γENaC diretto contro un epitopo nel C-terminale (Figura 3). Questo approccio metodologico dimostra che l&#39;andamento nel tempo di attivazione proteolitica delle correnti dell&#39;ENaC-mediate correla con la comparsa di un prodotto di scissione 67 kDa γENaC sulla superficie cellulare (Figura 4 B, C). Questo supporta il concetto di unnesso di causalità tra scissione proteolitica canale e l&#39;attivazione del canale 13. Inoltre, combinando misure di corrente e la rivelazione di frammenti γENaC alla superficie delle cellule è stato dimostrato che i siti di clivaggio mutati sono funzionalmente rilevante per l&#39;attivazione del canale proteolitica. <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51582/51582fig1highres.jpg" width="500" /> Figura 1. Procedura di determinare l&#39;effetto stimolatorio di una proteasi su dell&#39;ENaC eterologhi espressi in oociti di Xenopus laevis. Attività dell&#39;ENaC è stimata misurando la cellula intera componente corrente amiloride sensibile ΔI ami. <img alt="Figura 2" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51582/51582fig2highres.jpg" width="400" /> Figura 2. Plasmina stimola valute ENAC-mediatets in oociti che esprimono ENaC. (AD) Gli oociti esprimenti dell&#39;ENaC umano sono state incubate per 30 min in soluzione priva di proteasi (controllo) o in soluzione contenente plasmina (10 mcg / ml). Per determinare ΔI ami prima (-) e dopo (+) incubazione, oociti sono stati fissati ad un potenziale di -60 mV (A, B) Quattro rappresentativi cellule intere tracce corrente da un lotto di ovociti.. Amiloride (AMI) era presente nella soluzione del bagno di inibire specificamente dell&#39;ENaC come indicato dalle barre nere. (C) punti dati ottenuti da un singolo ovocita sono collegati da una linea. (D) Sintesi di esperimenti simili, come mostrato in C. colonne rappresentano relativo effetto stimolante sulla ΔI ami calcolato come rapporto tra ΔI ami misurata dopo una incubazione di 30 min (ΔI ami 30 min) a quella iniziale ΔI ami (ΔI ami iniziale) misurata prima dell&#39;incubazione. Numeri nelle colonne indicano lanumero di singoli ovociti misurati. N indica il numero di diversi lotti di oociti. (Questa cifra è stata modificata da [Haerteis et al 2012 J Gen Physiol 140, 375-389, doi:. 10.1085/jgp.201110763]) <img alt="Figura 3" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51582/51582fig3highres.jpg" width="400" /> Figura 3. Modello dei γENaC subunità mostrando siti di taglio per l&#39;attivazione proteolitica e il sito di legame dell&#39;anticorpo utilizzato. Clivaggio proteolitico della convertasi furina Golgi-associata è importante per dell&#39;ENaC maturazione della via biosintetica prima che il canale raggiunge la membrana plasmatica. Dopo clivaggio da Furin un frammento di 76 kDa può essere rilevata sulla superficie cellulare utilizzando un approccio biotinylation e un anticorpo contro un epitopo nel C-terminale della subunità γ. L&#39;ultimo passo fondamentale nel proteolitici ENattivazione aC probabilmente prende posto a livello della membrana plasmatica dove γENaC viene scissa da proteasi extracellulari (es. plasmina o chimotripsina) in una regione distale al sito furin risultante in un frammento di clivaggio 67 kDa. (Questa cifra è stata modificata da [Haerteis et al 2012 J Gen Physiol 140, 375-389, doi:. 10.1085/jgp.201110763]) <img alt="Figura 4" fo:content-width="3in" src="/files/ftp_upload/51582/51582fig4highres.jpg" width="300" /> Figura 4:. Mutazione sia la plasmina (K189) e il sito di clivaggio prostasina (RKRK178) ritarda l&#39;attivazione di correnti ENaC-mediata e l&#39;aspetto di un prodotto di scissione 67 kDa di γ-subunità del canale oociti esprimere WT (simboli aperti) e γ RKRK178AAAA; canale mutante K189A dell&#39;ENaC (simboli chiusi) sono state incubate per 30 min in soluzione priva di proteasi (controllo) o per 5, 30, o 60 min in una soluzione contenente chimotripsina (2 mg / ml). (A) Per determinare ΔI ami prima e dopo incubazione, gli ovociti sono stati fissata ad un potenziale di -60 mV. Cerchi rappresentano il rapporto di ΔI ami misurata dopo 5, 30, o 60 min di incubazione (ΔI ami min) a quella iniziale ΔI ami (ΔI ami iniziale) misurata prima dell&#39;incubazione. Ogni punto rappresenta la media ΔI ami misurata in 22-24 oociti individuali di quattro gruppi differenti. (BD) Parallelamente alla rilevazione di ΔI ami, espressione di γENaC biotinilato alla superficie cellulare è stata analizzata mediante SDS-PAGE. γENaC stato rilevato con un anticorpo contro un epitopo nel C-terminale della γENaC umana. Sono mostrati western blot rappresentativi di un lotto di ovociti. (CE) analisi densitometrica dei tre western blot simili a quelli mostrati in B o D. Per ogni corsia, le signals rilevati nelle regioni di 76 kD (colonne aperte) e 67 kD (colonne grigie) sono stati determinati e normalizzato alla somma totale del segnale rilevato. N indica il numero di diversi lotti di oociti. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51582/51582fig4highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere l&#39;immagine ingrandita.</a>

L&#39;attivazione proteolitica del canale epiteliale del sodio (ENaC) eterologhi espressi in oociti di Xenopus laevis sono evidenziabili combinando misure di corrente con un approccio biotinylation per indagare la comparsa di prodotti di scissione del canale ionico sulla superficie cellulare. Funzionalmente importanti siti di taglio possono essere identificati usando mutagenesi sito-diretta.

Dimostrazione di Proteolytic attivazione della epiteliale di sodio Channel (ENAC), combinando misure di corrente con rilevamento di Decolleté Frammenti

The described methods can be used to investigate the effect of proteases on ion channels, receptors, and other plasma membrane proteins heterologously ...

L'obiettivo generale del seguente esperimento è studiare l'effetto delle proteasi sul canale del sodio epiteliale, o ENaC, espresso in modo eterologo in ovociti di *Xenopus laevis*. Questo viene ottenuto misurando innanzitutto la corrente amiloride-sensibile dell'intera cellula in un ovocita. Dopo aver lasciato riposare l'ovocita, questo viene esposto alla proteasi e la corrente viene misurata nuovamente.Successivamente, in parallelo, gli oociti vengono biotinilati e sottoposti a western blotting per monitorare la comparsa di frammenti di scissione di gamma ENaC sulla superficie cellulare; i risultati ottenuti dimostrano un legame causale tra la scissione del canale e la sua attivazione, sulla base di una combinazione della tecnica di voltage clamp a due elettrodi e dell'approccio con biotina. Il principale vantaggio di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come la misurazione non pianificata, è che la cellula può essere esposta a proteasi o ad altri agenti farmacologici tra le due misurazioni per un periodo di tempo variabile in un piccolo volume di soluzione di prova. Due giorni dopo l'isolamento degli oociti e l'iniezione con CN secondo il protocollo descritto nel testo, utilizzare ND 96 per riempire una siringa di un sistema di perfusione a gravità e ND 96 contenente ammide per riempire una seconda siringa.Dopo aver montato le siringhe a 50 centimetri sopra la camera del bagno, accendere una sorgente luminosa alogena fredda da 150 watt e regolarla a 10 centimetri sopra la camera del bagno per ovociti, consentendo una buona visualizzazione con il microscopio binoculare; accendere quindi l'aspirazione e posizionare il tubo di aspirazione opposto all'adattatore del tubo di superfusione nella camera del bagno per ovociti. Successivamente, utilizzando il dispositivo di controllo del flusso per gravità endovenoso, regolare la velocità di superfusione di ogni soluzione da tre a cinque millilitri al minuto. Quindi, mediante un adattatore, collegare i tubi di superfusione alla camera del bagno per ovociti utilizzando capillari di vetro polarizzati con micropipetta per ottenere diametri delle punte inferiori a un micrometro.Quindi utilizzare cloruro di potassio 3 M per riempirli fino a circa un quarto della loro capacità. Inserire i capillari nei supporti degli elettrodi per l'elettrodo di corrente e quello di tensione e, mediante l'uso di micromanipolatori, posizionarli nella soluzione di ND 96 contenente ammide a 2 µM. Per misurare le correnti totali cellulari sensibili all'ammide, iniziare regolando il pulsante di compensazione del VM a zero per azzerare il potenziale dell'elettrodo di tensione e il pulsante di compensazione del VE a zero per azzerare l'elettrodo di corrente.Posizionare un sito dell'uretra ostruttiva (UO) nella camera del bagno e in prossimità dell'elettrodo di rilevamento della tensione. Quindi, utilizzando entrambi i microelettrodi, penetrare delicatamente il sito UO, impostare il potenziale di mantenimento dell'amplificatore a meno 60 millivolt e accendere il registratore grafico. Successivamente, attivare la soluzione contenente l'amide.Successivamente, inizia la registrazione e, se necessario, regola il guadagno. Una volta che la corrente misurata raggiunge un plateau stabile, passa alla soluzione priva di ammide. Quando viene raggiunto un nuovo plateau di corrente, riporta la perfusione alla soluzione contenente ammide. Poi, quando la corrente del sito UO ritorna al valore iniziale di baseline, spegni il voltage clamp ed estrai delicatamente gli elettrodi per consentire il resealing della membrana plasmatica nei siti di impalamento.Posizionare il sito Uoc in un pozzetto di una piastra a 96 pozzetti contenente da 100 a 150 microlitri di soluzione ND 96 priva di proteasi per cinque minuti prima di trasferire il sito UOC in una soluzione contenente proteasi o in una soluzione controllo senza proteasi. Dopo l'incubazione, ripetere la misurazione della corrente per 30 minuti, scartare gli oociti difettosi al microscopio stereoscopico e preparare l'anti 96 con e senza la proteasi appropriata. Preparare le pipette Pasteur etichettandole e passando brevemente le punte alla fiamma per evitare danni agli oociti.Riempire ogni pozzetto di una piastra a sei pozzetti con 2,5 millilitri di ND 96 a temperatura ambiente o ND 96 contenente una proteasi. Quindi aggiungere 30 oociti per pozzetto e incubare per 30 minuti a temperatura ambiente. Dopo aver aggiunto 2,5 millilitri di ND 96 nei pozzetti di una nuova piastra a sei pozzetti, trasferire ogni gruppo di oociti in un pozzetto riempito con ND 96.Spostare le cellule sequenzialmente in altre due pozzette con ND 96 per rimuovere qualsiasi proteasi residua e incubarle nella pozzetta finale per cinque minuti; preparare la biotina nel buffer di eluizione della biotina seguendo il protocollo indicato nel testo. Dopo aver posizionato ciascun gruppo di ovociti in una pozzetta contenente 2,5 millilitri di buffer di eluizione della biotina, incubare per 15 minuti con agitazione delicata. Successivamente, dopo aver posizionato ciascun gruppo di ovociti in una pozzetta contenente 2,5 millilitri di buffer di arresto per interrompere la reazione della biotina, trasferirli in una seconda pozzetta di buffer di arresto e incubare per cinque minuti.Con un'agitazione delicata, trasferire ogni gruppo di ovociti in una provetta microcentrifuga da 1,5 millilitri e, utilizzando un millilitro di buffer di lisi, integrato con inibitori delle proteasi, lisare gli ovociti facendoli passare attraverso un ago da 27 gauge. Centrifugare i lisati per 10 minuti a 1500 × g. Trasferire il sopranatante in una nuova provetta da 1,5 millilitro contenente TRITON X-100 e MP-40, e incubare le provette sul ghiaccio per 20 minuti. Dopo aver equilibrato 100 microlitri di perle di agarosio per ogni gruppo di ovociti, aggiungerli alle soluzioni proteiche contenenti detergente, ripetutamente vorticosando le provette per sciogliere le proteine, e incubare i campioni con rotazione overhead a quattro gradi Celsius durante la notte.Il giorno seguente, centrifugare i campioni per tre minuti a 1500 ×g. Quindi trasferire il soprannatante in un nuovo tubo per rilevare i frammenti di attivazione clivati sulla superficie cellulare. Riparare i campioni del gel utilizzando tampone di lisi per lavare le perle tre volte prima di aggiungere il tampone campione 2× SDS-PAGE. Dopo aver centrifugato i campioni per tre minuti a 20.000 ×g, pipettare il soprannatante in nuovi tubi microcentrifuga.Analizzare i campioni mediante western blot secondo il protocollo descritto nel testo per verificare se la serina proteasi plasmina possa attivare le correnti mediate da ENaC. La ΔIE di singole cellule esprimenti ENaC è stata determinata prima e dopo un'incubazione di 30 minuti delle cellule in soluzione priva di proteasi o contenente plasmina. Utilizzando la tecnica del voltage clamp a due elettrodi qui mostrata, l'esposizione alla plasmina ha aumentato la ΔIE in tutte le cellule misurate.Al contrario, l'incubazione in soluzione priva di proteasi ha avuto un effetto trascurabile. Questa figura confronta l'effetto della chi-tripsina sul canale ENaC di tipo selvaggio e su ENaC con siti di scissione della prostasina e del plasmina mutati. Come si osserva qui, il canale mutante ritarda e riduce l'attivazione della corrente mediata da ENaC indotta dalla chi-tripsina.Inoltre, genera un frammento di scissione a un tasso ridotto rispetto all'ENaC di tipo selvaggio. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come una combinazione dei metodi descritti possa essere utilizzata per correlare l'effetto stimolatorio delle proteasi sull'attivazione interna con la presenza di prodotti di scissione sulla superficie cellulare. Questo può risultare utile per un'ampia gamma di applicazioni, ad esempio per affrontare domande simili riguardo alla regolazione di altri canali ionici, trasportatori o recettori transmembrana.

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Di seguito sono presentati metodi che forniscono istruzioni dettagliate per la dissezione, la dissociazione, la coltura e la registrazione di patch-clamp dai neuroni gangliari vestibolari e gangliari a spirale dell'orecchio interno.

Isolare e coltivare i somata gangliari vestibolari e spirali da roditori neonatali per registrazioni con patch-clamp

Per lo studio delle risposte delle cellule eccitabili in vitro, il protocollo descrive il monitoraggio ottico dei cambiamenti nella generazione del potenziale d'azione dovuti all'elettroporazione su un semplice modello di cellula eccitabile di cellule HEK tet-on spiking geneticamente modificate, nonché i cambiamenti nella tensione transmembrana con estrazione automatizzata dei parametri rilevanti.

Monitoraggio dei cambiamenti indotti dall'elettroporazione nella generazione di potenziale d'azione nelle cellule HEK Tet-On Spiking geneticamente modificate

Scopri l'attivazione proteolitica del canale ENaC in oociti di Xenopus laevis combinando misure di corrente con rilevamento di frammenti di scissione. Questo metodo elettrofisiologico rivela il legame causale tra taglio proteico e attivazione del canale.

Dimostrazione di Proteolytic attivazione della epiteliale di sodio Channel (ENAC), combinando misure di corrente con rilevamento di Decolleté Frammenti (Video) | JoVE Journal

Dimostrazione di Proteolytic attivazione della epiteliale di sodio Channel (ENAC), combinando misure di corrente con rilevamento di Decolleté Frammenti

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