23 luglio 2014
Al fine di comprendere i meccanismi cellulari e molecolari alla base neotissue formazione e lo sviluppo di stenosi in ingegneria tessutale valvole cardiache, è stato sviluppato un modello murino di trapianto di valvole cardiache eterotopico. Una valvola cardiaca polmonare è stato trapiantato al destinatario utilizzando la tecnica di trapianto di cuore eterotopico.
L'obiettivo generale di questa procedura è studiare i meccanismi cellulari e molecolari alla base della formazione di nuovo tessuto, dell'ispessimento valvolare e dello sviluppo della stenosi all'interno di una valvola cardiaca ingegnerizzata. Ciò viene ottenuto innanzitutto prelevando la valvola polmonare dal tessuto cardiaco di un topo donatore. Nel secondo passaggio, l'intero cuore viene prelevato da un secondo donatore.
La valvola cardiaca polmonare del donatore viene quindi impiantata sul cuore del donatore e il cuore con la nuova valvola cardiaca viene trapiantato eterotopicamente in un topo ricevente. Infine, la funzione del cuore trapiantato e il flusso sanguigno attraverso la valvola polmonare possono essere monitorati mediante un sistema ecografico ad alta frequenza in modalità Doppler ad onda pulsata. Il vantaggio principale dell'utilizzo del modello murino rispetto ad altri modelli di animali più grandi è che il modello murino ci permette di sfruttare un'ampia gamma di reagenti molecolari che ci consentono di studiare i meccanismi cellulari e molecolari alla base della formazione di nuovo tessuto vascolare nello sviluppo della stenosi e delle valvole cardiache ingegnerizzate. In generale, le persone alle prime esperienze con questo metodo incontreranno difficoltà a causa della complessità della microchirurgia di sopravvivenza.
La dimostrazione visiva di questo metodo è fondamentale poiché l'osmosi corretta nei siti di trapianto è difficile da apprendere e perché è complesso eseguire l'osmosi su vasi di piccolo calibro senza emorragia. Per prelevare la valvola cardiaca polmonare del donatore, innanzitutto ricoprire con una pinza la zona toracica di un topo donatore femmina di età compresa tra le sei e le otto settimane, ceppo C57 Black Six, e posizionare il topo in posizione supina. Dopo aver eseguito una toracotomia, esporre il cuore, praticare un piccolo taglio nell'atrio destro e perfondere il ventricolo sinistro con soluzione salina fredda. Successivamente, dissezionare in modo tronco l'arteria polmonare dall'aorta ascendente, quindi asportare la valvola polmonare insieme a un manicotto di due millimetri dell'arteria polmonare e conservare la valvola polmonare in una soluzione fredda di eparina e soluzione salina per un massimo di due ore prima del trapianto sul cuore ricevente per il prelievo del cuore donatore.
Dopo aver eseguito una toracotomia su un donatore femmina di topo C57 Black Six di sei-otto settimane di età, precedentemente eutanasizzato, come appena dimostrato in modo sommario, isolare il cuore, la vena cava inferiore, la vena cava superiore, l’aorta ascendente, l’arteria polmonare e la vena polmonare. Perfundere la vena cava inferiore con soluzione salina sterile fredda e ghiacciata, quindi legare la vena cava inferiore, la vena cava superiore e la vena polmonare con sutura di seta 6.0; successivamente recidere la porzione superiore ai legature, tagliare l’aorta e l’arteria polmonare con un lembo di due millimetri e rimuovere la valvola polmonare per trapiantare la valvola cardiaca polmonare sul cuore del donatore. Innanzitutto, posizionare la valvola all’interno del cuore del donatore e orientare il tessuto.
Successivamente, utilizzare suture monofilamento da 10 oh su aghi conici per posizionare un punto sul lato destro della valvola per fissarla. Quindi posizionare cinque o sei punti continui lungo l'altro lato della valvola polmonare. Al termine della sutura della parte anteriore della valvola, ruotare orizzontalmente il cuore e suturare la parte posteriore della valvola polmonare sul cuore del donatore.
Quindi legare la vena polmonare del cuore donatore ed estrarre il cuore. Successivamente, collocare il cuore in una soluzione salina fredda con eparina per un massimo di due ore prima dell'impianto nel topo ricevente. Verificare ora lo stato di sedazione di un topo ricevente femmina di età compresa tra le sei e le otto settimane, ceppo C57 Black Six, mediante pinzatura del dito del piede.
Quindi, dopo aver tagliato i peli dell'addome e aver lubrificato gli occhi con un unguento oftalmico sterile, posizionare il topo in posizione supina, disinfettare l'addome con compresse di Betadine e alcol, e coprire il topo con un campo sterile lasciando esposta solo l'area dell'incisione. Successivamente, effettuare un'incisione laparotomica mediana dalla regione sotto il processo xifoidale fino alla regione soprapubica. Inserire quindi un retraettore auto-tenente e avvolgere gli intestini in garza inumidita con soluzione fisiologica.
In modo netto, definire l'aorta infrarenale e la vena cava. Quindi posizionare due suture di seta 6-0 e legare in modo prossimale e distale attorno all'aorta e alla vena cava inferiore. Per bloccare la circolazione sanguigna, utilizzare un ago da 30 gauge per eseguire un'autotomia aortica nell'aorta addominale e una venotomia nella vena cava inferiore.
Allargare l'apertura con le forbici fino a raggiungere le dimensioni dell'aorta del donatore e dell'arteria polmonare. Posizionare il cuore del donatore sul lato destro dell'aorta addominale e coprirlo con garza sterile inumidita, mantenendolo umido. Fissare l'aorta del donatore con un punto di sutura all'estremità prossimale dell'apertura nell'aorta addominale, quindi posizionare quattro o cinque punti continui a partire dall'estremità distale dell'aorta addominale.
Ruotare il cuore sul lato sinistro. Coprirlo con una garza imbevuta di soluzione salina e suturare l'estremità distale dell'aorta addominale con altri quattro o cinque punti continui. Fissare l'arteria polmonare del donatore con un punto all'estremità prossimale dell'apertura nella vena cava inferiore, quindi posizionare quattro o cinque punti continui a partire dall'estremità distale della vena cava inferiore.
Quindi lavare il lume della vena cava inferiore con soluzione di eparina e soluzione salina. Chiudere la parete destra dell'arteria polmonare del donatore e della vena cava inferiore del ricevente con punti continui fino all'estremità distale. A questo punto rimuovere il legaccio distale e applicare un agente emostatico sterile assorbibile topico per controllare l'emorragia.
Quando l'emorragia si arresta completamente, rimuovere la sutura prossimale e controllare la seconda emorragia nello stesso modo: il cuore trapiantato inizierà a battere entro cinque minuti dopo un'anastomosi riuscita. Quindi reinserire gli intestini e utilizzare sei punti di sutura per chiudere la muscolatura addominale e la cute in due strati. Infine, iniettare sottocute 0,5 millilitri di soluzione salina e posizionare il topo in una gabbia di recupero su un tappetino riscaldante fino a quando l'animale non sarà completamente mobile.
Dopo il recupero, posizionare il topo da solo in una nuova gabbia con lettiera di carta fino a completo risveglio e somministrare farmaci analgesici. Acqua da bere per 48 ore. In queste immagini, viene mostrato il cuore impiantato nello spazio addominale subito dopo il trapianto cardiaco e a cinque minuti dal trapianto.
Dopo la rimozione dei punti di sutura su entrambi i lati dell'aorta e della vena cava inferiore, il cuore inizia a battere entro uno o due minuti e assume un colore più roseo man mano che il sangue comincia a circolare. Si noti la maggiore dilatazione nell'atrio destro. Mentre il battito cardiaco diventa gradualmente più forte e si stabilizza dopo 24 ore, il flusso sanguigno attraverso la valvola polmonare impiantata può essere misurato per via percutanea a 10 giorni dall'implantazione.
Utilizzando un sistema ad ultrasuoni ad alta frequenza con modalità doppler a onda pulsata, è possibile osservare in modalità B le posizioni dell'aorta, del ventricolo destro, della valvola polmonare impiantata e dell'arteria polmonare. Il volume campione giallo sovrapposto si trova sulla valvola polmonare impiantata, come illustrato nello schema. Come indicato nel grafico, l'onda QRS del cuore donatore viene rilevata in modo ritmico e indipendente rispetto all'onda del cuore ricevente, con una velocità di picco di circa 100 millimetri al secondo.
Nel tentativo di eseguire questa procedura, è importante ricordare di arrestare completamente qualsiasi emorragia a livello del sito di trapianto della valvola polmonare o a livello di un'osmosi tra l'aorta del donatore e l'aorta addominale del ricevente dopo questa procedura. Altri metodi, come il trapianto di valvole cardiache ingegnerizzate su topi transgenici, possono essere eseguiti per rispondere ad ulteriori domande riguardo all'origine delle cellule che popolano la valvola cardiaca malata. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe aver acquisito una buona comprensione di come prelevare la valvola cardiaca polmonare, come eseguire il rimpianto della valvola cardiaca e il trapianto cardiaco eterotopico in un modello murino.
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Questo studio analizza i meccanismi cellulari e molecolari coinvolti nella formazione di neotessuti e nello sviluppo di stenosi in valvole cardiache ingegnerizzate, utilizzando un modello murino. La tecnica prevede il trapianto eterotopico di una valvola cardiaca polmonare in un topo ricevente.
Questo modello murino di trapianto eterotopico di valvola cardiaca consente un'indagine meccanicistica sulla formazione di nuovo tessuto e sullo sviluppo della stenosi nelle valvole cardiache ingegnerizzate, affrontando una lacuna critica nella validazione preclinica. Sfruttando la genetica del topo e strumenti molecolari, il modello supporta la validazione degli obiettivi e la riduzione dei rischi associati alle strategie di ingegnerizzazione delle valvole prima di test su animali di grandi dimensioni o in ambito clinico. L'approccio fornisce letture emodinamiche quantitative mediante ultrasuoni, facilitando una previsione affidabile delle prestazioni della valvola e guidando iterazioni progettuali per migliorarne la durata e la funzionalità.
Il modello si inserisce nel percorso dalla scoperta alla fase preclinica, consentendo la validazione in stadi iniziali di costrutti valvolari ingegnerizzati a livello tissutale prima di passare a modelli animali di maggiori dimensioni o a studi abilitanti per la richiesta di autorizzazione alla sperimentazione clinica (IND).