Name: Vascolare Balloon Lesioni e intraluminale Amministrazione in Rat carotide (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-23T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 41 s
Description: Impara a creare lesioni vascolari con catetere a palloncino nell'arteria carotide del ratto per studiare l'iperplasia neointimale. Questo metodo permette di analizzare i meccanismi molecolari del rimodellamento muscolare liscio e valutare nuove terapie.

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Siamo grati al Dr. Clowes per aver sviluppato e descritto per primo questo metodo. Siamo anche grati al Dr. Tulis per il suo protocollo dettagliato che è stato fondamentalmente utile per il nostro lavoro precedente, attuale e futuro. Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni R01HL097111 e R01HL123364 dal NIH a M.T. e dalla sovvenzione 14GRNT18880008 dell'American Heart Association a M.T.
Vorremmo ringraziare Rachel Newton per il suo supporto tecnico esperto e per il suo prezioso aiuto durante il processo di ripresa.

NOTA: L&#39;uso di animali per i seguenti esperimenti è stato esaminato e approvato dalla cura e l&#39;uso Comitato Istituzionale Animal (IACUC). 1. Procedure preoperatori <ol style="margin-left: 40px;"><li> Sterilizzare strumenti chirurgici prima dell&#39;uso. <ol><li> Autoclave tutti gli strumenti chirurgici 24 ore o meno prima di un intervento chirurgico. Se più interventi chirurgici vengono eseguiti nello stesso giorno, sterilizzare gli strumenti con uno sterilizzatore tallone secca tra ambulatori. </li></ol></li><li> Filtro-sterilizzare la soluzione salina prima dell&#39;uso. </li><li> Pesare il ratto e calcolare la dose di farmaci anestetici (ketamina 80 mg / kg e xilazina 7 mg / kg). </li><li> Amministrare i farmaci anestetici intra-peritoneally (ip). <ol><li> Verificare l&#39;adeguatezza della sedazione per pizzico piedi in 5-10 minuti. Somministrare una piccola dose supplementare di farmaci (ketamina 7 mg / kg e xilazina 0,6 mg / kg) se la sedazione non è completa. </li><li> Assicurarsi che l&#39;ago è abbastanza profonda per i farmaci di consegna intra-peritoneally perché mancata consegna l&#39;intera soluzione di droga nella cavità peritoneale provoca sedazione inadeguata. NOTA: Ulcere e perdita dei capelli nella pelle al sito di iniezione saranno visibili diversi giorni dopo l&#39;intervento, a causa involontaria sottocutanea (sc) iniezione di soluzione di droga. </li></ol></li><li> Iniettare 3 ml di soluzione salina sterile per via sottocutanea (SC). Utilizzando un tampone di cotone sterile, applicare una piccola quantità di pomata oftalmica per entrambi gli occhi per evitare che le cornee si secchi. </li><li> Preparare degli impianti di riscaldamento. Pastiglie di calore Pre-caldo di forno a microonde oa bagnomaria. </li><li> Mettere l&#39;animale supinamente sulla piattaforma chirurgica. <ol><li> Rimuovere i capelli nella regione del collo ventrale. Applicare la rimozione dei capelli con un tampone di cotone, attendere 30 secondi e pulire completamente con una garza. </li><li> Tampone collo con iodopovidone scrub e il 70% di etanolo. </li></ol></li><li> Indossare dispositivi di protezione individuale, tra cui l&#39;abito, la copertura dei capelli, maschera chirurgica e occhiali. Indossare STERile guanti chirurgici alla fine prima di maneggiare gli strumenti chirurgici sterili e forniture. </li><li> Telo ratto con un foglio chirurgica sterile con solo la regione del collo esposto. </li></ol> 2. Procedure chirurgiche <ol style="margin-left: 40px;"><li> Durante la procedura chirurgica, verificare la profondità di sedazione animale pizzico punta in ogni 15 min. Se animale risponde a pizzico punta, aggiungere piccola dose supplementare (10% della dose iniziale) di ketamina e xilazina. </li><li> Sezionare sinistra carotide comune (CCA) <ol><li> Utilizzare un bisturi per fare una incisione longitudinale diritta nel mezzo del collo. La lunghezza approssimativa di incisione cutanea è 1,5-2 cm, allo scopo di isolare una porzione 1,5-2 cm di arteria. La durata può variare dipende dallo scopo dello studio. </li><li> Bluntly sezionare il tessuto connettivo dalla pelle. Tenere le punte pinze e fare attenzione a non forare la pelle o il tessuto sottostante. </li><li> Sezionare strati muscolari longitudinalmente along lato sinistro della trachea. </li><li> Quando si apre lo strato muscolare, visualizzare il CCA sinistra con il nervo vago strettamente collegato. Senza mezzi termini sezionare lungo l&#39;arteria carotide sinistra con estrema cautela per separare il nervo vago con il minimo di stretching. </li><li> Sezionare CCA distalmente fino alla biforcazione. Sezionare con cura la biforcazione e due rami - arteria carotide interna (ICA) e carotide esterna (ECA). </li><li> Mantenere dissezione attorno al CCA, fino a circa una porzione di 1,5-2 cm dell&#39;arteria è isolato dai tessuti circostanti. </li></ol></li><li> Lesioni Balloon <ol><li> Definitivamente fare una legatura sul ECA a di circa 5 mm dalla biforcazione. Definitivamente legare il ramo occipitale ECA che è vicino alla biforcazione di ECA e ICA. Anche legare stabilmente altri rami eventuali localizzare fra la biforcazione e ECA legature - per esempio, il ramo superiore della tiroide. Sutura che utilizzato per tutte le legature è 4-0 neroseta. Clip sull&#39;estremità prossimale del CCA e l&#39;estremità distale della ICA. NOTA: Ora, il flusso di sangue è stato interrotto in modo permanente attraverso la legatura (a ECA) o temporaneamente attraverso la saturazione (in CCA e ICA). Contenuto luminale nell&#39;area biforcazione sono stati isolati dalla circolazione sistemica. </li><li> Praticare un&#39;incisione arteriotomia su ECA da piccola-micro forbici. Assicurarsi che l&#39;incisione è vicino alla sutura nodo distale. Sangue pulito con soluzione salina e tamponi di cotone. </li><li> Inserire il uninflated catetere a palloncino 2F nel lume ECA. Far avanzare il catetere a palloncino prossimale al lume CCA. Mantenere avanzare il catetere prossimale fino alla sua punta raggiunge in cui la clip rimane. </li><li> Collegare il dispositivo di gonfiaggio del palloncino di un luer lock femmina su un rubinetto a 3 vie e collegare il luer lock maschio del rubinetto a 3 vie al catetere a palloncino. </li><li> Lentamente gonfiare il palloncino con circa 1,5 atm di pressione, per distendere la carotide a 1,5 volte il diametro. </li&gt; <li> Tirare delicatamente il palloncino rotazione indietro alla biforcazione. </li><li> Sgonfiare il palloncino e passare di nuovo alla fine prossimale. Gonfiare di nuovo e ripetere la procedura tirando-back altre due volte. </li><li> Ritirare il catetere a palloncino dal lume dell&#39;arteria. </li></ol></li><li> Amministrazione endoluminale di reagenti (ad esempio, siRNA, droga) NOTA: Qui, il reagente utilizzato era una soluzione contenente particelle lentivirali codificanti sia shRNA mira stromali Interaction Molecule 1 (STIM1) o non-targeting di controllo shRNA. STIM1 è un singolo transmembrana reticolo endoplasmatico (ER) proteina che è un 2 + sensore ER Ca controllare l&#39;attivazione di membrana plasmatica Ca 2+ canali ed è up-regolata durante vascolare dedifferentiation muscolatura liscia in un fenotipo migratorio proliferativa 12,30-33. <ol><li> Attaccare un catetere intravascolare over-the-ago di una siringa (24 G 1,6 cm). Aspirare soluzione 30 ml di REAG testEnt. Inserire il catetere nella stessa incisione sulla ECA. </li><li> Far avanzare la punta del catetere nel CCA e legare un pezzo di sutura con un singolo nodo sulla Corte dei conti per fissare il catetere e chiudere temporaneamente l&#39;incisione. </li><li> Iniettare la soluzione del reagente di prova nel lume del CCA. Conservare la soluzione nel lume del vaso per 30 min. Tenere il tessuto esposto umido con soluzione salina e coprire con una garza umida. </li><li> Dopo l&#39;incubazione, aspirare la soluzione rimanente. Allentare quel singolo nodo e ritirare il catetere. </li><li> Legare l&#39;ECA con un pezzo di sutura prossimale all&#39;incisione arteriotomia. Rendere il nodo più vicino possibile alla biforcazione. </li></ol></li><li> Chiudere la ferita. <ol><li> Poiché il pregiudizio a palloncino e l&#39;introduzione del catetere può causare una perdita o puntura del vaso sanguigno, rimuovere la clip sul ICA e verificare se ci sono perdite. Se l&#39;emorragia si osserva, applicare un pezzo di garza e applicare una leggera pressione per fermare l&#39;emorragia. </li><li> Rimuoverel&#39;altra clip su CCA. </li><li> Assicurarsi che non ci sono segni di sanguinamento, e quindi rimuovere tutti i morsetti e altri strumenti chirurgici. Tagliare suture in eccesso. </li><li> Chiudi ferite con suture cutanee (4-0 seta nera). Tampone su tutti i lati della ferita chiusa con la Povidon-iodio o altri anti-settico / battericida / fungicida agente. Iniettare 3 ml di soluzione fisiologica sterile sc </li></ol></li></ol> 3. Procedure postoperatorie <ol style="margin-left: 40px;"><li> Tenere rat sul rilievo di calore dopo l&#39;intervento chirurgico. Somministrare una dose di 0,05 mg / kg buprenorfina tramite iniezione intramuscolare (im) al ratto. Durante la procedura di ripristino, tenere gli occhi e la bocca animali umida. Monitorare l&#39;animale fino a quando è sveglio e ambulatoriale. </li><li> Posto l&#39;animale in una gabbia pulita senza biancheria da letto finché non è completamente recuperato. Dopo il recupero, l&#39;animale verrà restituito alla stanza degli animali e ospitato singolarmente. </li></ol>

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<li>Bisaillon, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essential+role+for+STIM1%2FOrai1-mediated+calcium+influx+in+PDGF-induced+smooth+muscle+migration.+American+journal+of+physiology%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Essential role for STIM1/Orai1-mediated calcium influx in PDGF-induced smooth muscle migration. American journal of physiology.</a> Cell Physiology. 298, C993-C1005 (2010).</li>
<li>Tulis, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+carotid+artery+balloon+injury+model%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+In+Molecular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Rat carotid artery balloon injury model.</a> Methods In Molecular Medicine. 139, 1-30 (2007).</li>
<li>Zhang, W., Trebak, M. Balloon Injury in Rats as a Model for Studying TRP Channel Contribution to Vascular Smooth Muscle Remodeling. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZhang%2C+W+%22T+TRP+Channels+in+Drug+DiscoveryMethods+in+Pharmacology+and+Toxicology%22">T TRP Channels in Drug DiscoveryMethods in Pharmacology and Toxicology</a>. Szallasi, A., Bíró, T. , Humana Press. 101-111 (2012).</li>
<li>Tulis, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+and+morphometric+analyses+for+rat+carotid+balloon+injury+model%29%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+In+Molecular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Histological and morphometric analyses for rat carotid balloon injury model).</a> Methods In Molecular Medicine. 139, 31-66 (2007).</li>
<li>Advanced Sterilization Products. How to use Cidex OPA solution. , Available at: 
 <a target="_blank" href="http://www.hopkinsmedicine.org/hse/forms/cidexopa/OPAHowToUse.pdf">http://www.hopkinsmedicine.org/hse/forms/cidexopa/OPAHowToUse.pdf</a> (2014).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

Il ratto infortunio carotide balloon è stata ben descritta da Tulis nel 2007 34. E &#39;stato completamente discusso tutti i dettagli di questa procedura Dr. Tulis. I lettori che sono interessati a questa procedura, si consiglia vivamente di leggere il protocollo Tulis &#39;. Tuttavia, c&#39;è una cosa che non siamo d&#39;accordo con il dottor Tulis: invece di gonfiare il palloncino con soluzione salina o qualsiasi tipo di liquido, abbiamo suggerito a gonfiare con l&#39;aria. Secondo la nostra esperienza personale, gonfiando con ...

Cateteri a palloncino sono dispositivi medici utilizzati nella procedura di angioplastica, allo scopo di ampliare sito ostruito (s) di ateroma o trombo in un vaso sanguigno. Il lume del vaso socchiusi è costretto ad aprire dal pallone gonfiato e la fornitura di sangue sarebbero stati ripristinati in sequenza per alleviare i sintomi di ischemia a valle, come angina, infarto del miocardio, e dolore alle gambe. Tuttavia, il grande successo di angioplastica è stata diminuita di complicanze post-operatorie, come i risultati di forza causando barotrauma vascolare (balloon injury), ovvero il rimodellamento parete del vaso e in molti casi ri-restringimento del lume vasale (restenosi) 1. Un certo numero di modelli animali sono stati sviluppati imitando la procedura di angioplastica per aiutare gli investigatori a comprendere i meccanismi alla base del palloncino lesioni legate nave rimodellamento parete 2. Tra tutte le specie animali utilizzati per la modellazione, ratto è quello più utilizzato. Compared a conigli, cani e suina, i vantaggi di ratti sono il basso costo, la relativa facilità di utilizzo e l&#39;attuale conoscenza della fisiologia ratto. Sebbene topi hanno un vantaggio in una vasta gamma di ceppi geneticamente manipolati, la nave topi è troppo piccolo per inserire un catetere a palloncino. Nel corso degli ultimi tre decenni, i topi sperimentali hanno permesso ai ricercatori di ottenere una migliore comprensione dei meccanismi molecolari e cellulari alla base di formazione neointima e rimodellamento vascolare 3-6. Al di là di balloon injury, rimodellamento vascolare sono coinvolti anche nella maggior parte delle malattie vascolari maggiori, come l&#39;aterosclerosi 7,8, ipertensione 9, e 10 aneurismi. Così, le conoscenze acquisite attraverso il modello infortunio balloon è in generale vantaggioso per gli studi sulle malattie parete complessivi vascolari. L&#39;obiettivo generale del modello di danno topo pallone non è solo per capire meglio le malattie vascolari, ma anche per testare la potenza di nuovi agenti percontrollo della malattia 11,12. Trattamento farmacologico clinico attuale di restenosi è applicato da stent medicati posizionati mediante il lume del vaso dopo angioplastica. In modelli animali, un modo efficiente ma più economico per i nuovi test agente è un metodo di perfusione endoluminale locale ben sviluppata. Agenti candidati che sono stati testati con questo metodo includono farmaci piccola molecola 13,14, citochine o fattori di crescita 15,16, gene manipolando agenti (cloni di cDNA, siRNA, ecc) 17-20, e nuove formulazioni farmaceutiche 21,22. Finora, il palloncino modello di lesioni ratto rimane uno dei modelli più utili per lo studio vascolare malattie / disordini. È il passo fondamentale dal laboratorio al letto, di solito come il primo passo passando da in vitro in vivo, ma non dovrebbe essere l&#39;ultimo. Il risultato di esperimenti ratto deve essere deliberate e caratterizzato inoltre prima traduzione in umanauso clinico, a causa della differenza di letti vascolari e nave anatomia e le differenze intrinseche tra specie umana e di ratto 23-26. Tuttavia, è ancora uno strumento essenziale nella ricerca medica traslazionale. Mentre questo tipo di ricerca usato per essere limitato dalla mancanza di topi geneticamente modificati, è non è più stato un problema dal momento che gli approcci genomici innovative come le zinc-finger nucleasi 27, 28 e Talens CRISPR-Cas 29 hanno reso i topi knockout facilmente accessibile.

<table><tbody><tr><td>Cateteri per embolectomia a palloncino Fogarty, 2 francesi</td><td>Edwards Lifesciences, Germania</td><td> 120602F</td><td></td></tr><tr><td>Scheda operativa Deltaphase - Include 2 cuscinetti e 2 isolanti Braintree</td><td>Scientific, Inc.</td>fonte di luce LED <td>39OP</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>12-563-501&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Pinza per zanzare Hartmann 4" curvo</td><td>Apiary Medical, Inc. San Diego, CA</td><td>gS 22.1670</td><td></td></tr><tr><td>Divaricatore Crile 4" a doppia estremità</td><td>Apiary Medical, Inc.</td><td>gS 34.1934</td><td></td></tr><tr><td>Altri strumenti chirurgici</td><td>Roboz Surgical Instrument Company, Inc., Gaithersburg, MD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Endovena periferica (I.V.) Cannula, 24 G</td><td>BD</td><td>381312</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina HCl, 100 mg/ml, 10 ml</td><td>Ketaset- Patterson Vet</td><td>07-803-6637&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Xilazina (AnaSed), 20 mg/ml, 20 ml</td><td>Ketaset- Patterson Vet</td><td>07-808-1947</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex, 0,3 mg/1 ml (5 fiale/scatola)</td><td>Ketaset- Patterson Vet</td><td>07-850-2280</td><td></td></tr><tr><td>Nair Baby Oil Lozione depilatoria - 9 oz</td><td>Amazon/Walmart/CVS</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Dispositivo di gonfiaggio</td><td>Demax Medical</td><td>DID30</td><td></td></tr><tr><td>D300 Rubinetto a 3 vie</td><td>B.Braun Medical Inc.</td><td></td><td></td>4599543</tr><tr><td>Unguento per lacrime artificiali&nbsp;</td><td>Laboratori di rugby, Duluth, GA</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

vascolare balloon lesioni e intraluminale amministrazione in rat carotide

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

Il pallone modello di lesione carotidea nei ratti è stata consolidata per oltre due decenni. Rimane un importante metodo per studiare i meccanismi molecolari e cellulari coinvolti nella vascolare dedifferenziazione muscolatura liscia, la formazione di neointima e rimodellamento vascolare. Maschi ratti Sprague-Dawley sono gli animali più frequentemente impiegato per questo modello. Ratti femmina non sono preferiti come ormoni femminili sono protettivi contro le malattie vascolari e introducono una variante a questa procedura così. La carotide sinistra è tipicamente infortunato con la carotide destra serve come controllo negativo. Lesioni della carotide sinistra è causato dal pallone gonfiato che denudes l&#39;endotelio e distend s la parete del serbatoio. Dopo lesioni, potenziali strategie terapeutiche come l&#39;uso di composti farmacologici e sia gene o trasferimento shRNA possono essere valutati. Tipicamente per gene o il trasferimento shRNA, la sezione feriti del lume del vaso viene trasformata localmente per 30 minuti con vparticelle IRAL codificano sia una proteina o shRNA per la consegna e di espressione nella parete del vaso feriti. Neointimale ispessimento rappresentano cellule muscolari lisce vascolari proliferative solito picco di due settimane dopo l&#39;infortunio. Le navi sono in gran parte raccolte in questo punto di tempo per l&#39;analisi cellulare e molecolare delle vie di segnalazione cellulare, nonché l&#39;espressione di geni e proteine. Le navi possono essere raccolte in precedenti punti di tempo per determinare l&#39;insorgenza di espressione e / o l&#39;attivazione di una proteina o percorso specifico, a seconda degli scopi sperimentali destinati. Le navi possono essere caratterizzati e valutati utilizzando colorazione istologica, immunoistochimica, test di proteine ​​/ mRNA, e saggi di attività. Il intatta carotide destra dello stesso animale è un controllo interno ideale. Cambiamenti lesioni indotte parametri molecolari e cellulari possono essere valutati confrontando l&#39;arteria feriti all&#39;arteria giusto controllo interno. Allo stesso modo, modalità terapeutiche possono essere valutati confrontando il injured e trattato dell&#39;arteria al controllo feriti unica arteria.

Due settimane dopo la lesione, le arterie carotidi sono raccolte, sezionati e sottoposti ad analisi morfologica. Le arterie sono sezionata e colorate con H &amp; E (figure 1, 2B, C e 3). Rat parete carotidea contiene quattro strati di lamina elastica, che appaiono come linee rosa. L'area tra la lamina esterna, lamina elastica esterna (EEL) e la lamina interna, lamina elastica interna (IEL) è il supporto liscio strato muscolare (Figura 1). L'area all'interno della IEL è l'intima, un mono...

Questo protocollo utilizza un catetere a palloncino per causare un danno endoluminale sull&#39;arteria carotide di ratto e d&#39;ora in poi suscitare iperplasia neointimale. Questo è un modello consolidato per lo studio dei meccanismi di rimodellamento vascolare in risposta al danno. È inoltre ampiamente utilizzato per determinare la validità dei potenziali approcci terapeutici.

Vascolare Balloon Lesioni e intraluminale Amministrazione in Rat carotide

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di fornire una piattaforma in vivo per studiare le basi molecolari delle malattie vascolari in un ratto. La carotide del lato sinistro è esposta e temporaneamente tagliata fuori dal flusso sanguigno. Il secondo passo consiste nell'inserire un catetere a palloncino nel lume ed eseguire una lesione con palloncino.Successivamente, un reagente di prova viene perfuso nel lume del vaso danneggiato. Il passaggio finale consiste nel legare l'arteria carotide esterna e restituire il flusso di sangue. Infine, l'arteria lesa viene raccolta due settimane dopo e utilizzata per studiare le risposte morfologiche e cellulari alla lesione e l'effetto relativo dell'agente in esame.Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave riguardanti i meccanismi molecolari del rimodellamento della muscolatura liscia, che si verifica durante malattie cardiovascolari come la restenosi, l'aterosclerosi e l'ipertensione. In generale, gli individui che non conoscono questo metodo avranno difficoltà perché troveranno difficoltà nel localizzare l'arteria carotide interbloccata. E nell'inserire il catetere a palloncino nel lume dell'arteria, assicurarsi di utilizzare una tecnica sterile.Tutti gli strumenti chirurgici devono essere sterilizzati in autoclave o con perle asciutte e la soluzione salina deve essere sterilizzata mediante filtrazione. Dopo aver anestetizzato il ratto e verificato un piano chirurgico di anestesia con un pizzico di punta, iniettare tre millilitri di soluzione fisiologica per via sottocutanea per l'idratazione. Quindi applicare un unguento oftalmico con un batuffolo di cotone su entrambi gli occhi.Ora, posiziona il ratto in posizione supina su un termoforo caldo sulla piattaforma chirurgica lì. Rimuovere completamente i peli dalla regione ventrale del collo utilizzando un unguento depilatorio Rimuovere l'unguento dopo 30 secondi e pulire la pelle con applicazioni alternate di iodio ed etanolo al 70%. Ora indossa l'equipaggiamento protettivo.Prepara gli strumenti e drappeggia il topo. Quindi procedere con l'intervento Ogni 15 minuti. Durante la procedura chirurgica, ricontrollare la risposta dell'animale a un pizzico di dito del piede.In caso di risposta, somministrare una dose del 10% di cocktail anestetico. Iniziare l'intervento con la dissezione dell'arteria carotide comune. Per prima cosa, usa un bisturi per praticare un'incisione attraverso il collo.Quindi, senza mezzi termini, seziona il tessuto connettivo dalla pelle, facendo attenzione a non perforare i tessuti sottostanti. In secondo luogo, sezionare lo strato muscolare lungo il lato sinistro della trachea per visualizzare l'arteria carotide comune sinistra e il nervo vago ad essa collegato. Quindi separare con cura il nervo dall'arteria in modo da non danneggiare o allungare il nervo.Ora, continuare la dissezione distalmente fino alla biforcazione arteriosa. Quindi continuare lungo i due rami fino a quando non sono stati isolati uno e mezzo o due centimetri dell'arteria. Prepararsi a fare la lesione con il palloncino legando prima l'ECA sul lato prossimale del ramo superiore della tiroide.Successivamente, si lega il ramo occipitale dell'ECA. Questo è molto vicino alla biforcazione della Corte dei conti europea e dell'ICA. Quindi agganciare l'estremità prossimale del CCA e l'estremità distale dell'IC.Il flusso sanguigno dovrebbe ora essere interrotto in modo permanente attraverso la legatura e temporaneamente attraverso il clipping.Pertanto, il contenuto luminale nell'area della biforcazione è stato isolato. Ora, utilizzando piccole micro forbici, praticare un'incisione per otomia arteriosa sull'ECA vicino al nodo della sutura distale, se necessario, pulire il sangue con soluzione fisiologica e tamponi di cotone. Assicurati di aver isolato una lunga porzione dell'arteria esterna carrellata perché il catetere a palloncino allargherà l'incisione quando lo spingi in avanti e lo tiri indietro.Il passo successivo consiste nell'inserire un catetere a palloncino a due F non gonfiato nel lume dell'ECA. Far avanzare il catetere prossimalmente al lume CCA fino a quando la sua punta non raggiunge la posizione della clip. Quindi collegare il gonfiatore del palloncino a un blocco dell'esca femminile su un rubinetto di arresto a tre vie e collegare un blocco dell'esca maschile del rubinetto di arresto a tre vie al catetere del palloncino.Ora, utilizzando circa un'atmosfera e mezza di pressione, gonfiare lentamente il palloncino, dilatando l'arteria carotide a circa una volta e mezza il suo diametro iniziale. Una volta gonfiato, tira delicatamente indietro il palloncino mentre lo ruoti verso la biforcazione. Quindi sgonfiare il palloncino e farlo avanzare fino alla sua estremità prossimale.Ripeti questo processo di deflazione che tira l'inflazione altre due volte. Quindi estrarre il catetere a palloncino dal lume dell'arteria. Per questa dimostrazione.Le particelle lentivirali che codificano per l'RNA a forcina corta vengono testate utilizzando un catetere intravascolare sopra l'ago con una siringa aspirando 30 microlitri di reagenti per il test. Quindi inserire il catetere nell'incisione ECA e farlo avanzare nel CCA. Per fissare il catetere, utilizzare un anello di sutura annodato sull'EC per chiudere temporaneamente l'incisione.Quindi, iniettare il reagente di prova e lasciarlo incubare nel lume del CCA per 30 minuti. Durante questo periodo, non lasciare che i tessuti si secchino. Non lasciare mai l'animale da solo durante il periodo di incubazione di 30 minuti.Assicurati che il ratto sia sedato e che la soluzione di incubazione rimanga nel lume senza alcuna perdita. Dopo l'incubazione, aspirare la soluzione dal recipiente. Allentare il nodo e rimuovere il catetere.Quindi legare l'ECA con un pezzo di sutura prossimale all'incisione e il più vicino possibile alla biforcazione perché la lesione può causare una perdita o perforare i vasi sanguigni. Rimuovere la clip sull'ICA, ispezionare eventuali danni e tamponare eventuali sanguinamenti. Quindi rimuovere la clip sul CCA e ripetere il processo con tutto il sanguinamento curato.Rimuovere le pinze, gli altri strumenti chirurgici e la sutura in eccesso. Quindi chiudere la ferita con punti di sutura cutanei. Seguire con lo scrub delicato di antisettico battericida o ide.Agente per l'idratazione. Somministrare tre millilitri di soluzione fisiologica sterile per via sottocutanea. Ora, osserva il ratto su un cuscinetto termico, somministra una dose di buprenorfina per via intramuscolare e fino a quando non viene svegliato ambulante, mantieni gli occhi e la bocca umidi dell'animale.Quando sarà completamente recuperato. Riporta il topo nella stanza degli animali e ospitalo individualmente. Due settimane dopo l'infortunio, le arterie carotidi sono state sezionate trasversalmente e colorate con h e d Normalmente, le pareti dei vasi contengono quattro strati di lamina elastica, che appaiono come linee rosa nel tessuto sottoposto alla lesione del palloncino.C'è un'evidente formazione di neointima e avventizia e ispessimento dei media. Lo spessore della neointima è di dimensioni uguali o maggiori dello spessore del mezzo nello stesso stelo arterioso, uno S-H-R-N-A è stato utilizzato per testare il ruolo di STEM one nella formazione della neointima First DPI e stim one immunofluorescenza sono stati controllati per confermare il knockdown dell'espressione dello stelo uno nella condizione sperimentale. H e d in piedi hanno poi rivelato che l'espressione del gambo uno diminuisce la neointima del vaso danneggiato rispetto al controllo.È importante che i chirurghi siano cauti e non gonfino eccessivamente. Il palloncino Un rigonfiamento improprio provoca una formazione neointima eccentrica anziché concentrica. Un danno eccessivo al palloncino può provocare una rottura della parete del vaso con conseguente formazione di trombi robusti sia nel lume che sulla superficie esterna dell'arteria.Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in un'ora e mezza se eseguita correttamente. L'uso di questa tecnica in vivo ha permesso ai ricercatori che studiano le malattie cardiovascolari di esplorare i meccanismi molecolari coinvolti nel rimodellamento della muscolatura liscia vascolare e determinare l'idoneità di nuovi bersagli terapeutici per il controllo dell'iperplasia neointimale. In un in vivo se.

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Iperplasia neointimale è la causa primaria di stenosi nelle vene arterializzato. Proponiamo un nuovo protocollo per cui si innesta la vena giugulare esterna destra con la tecnica bracciale in carotide comune di ratti Sprague Dawley. Il tasso di sopravvivenza è stata del 100% per il punto temporale di sacrificio.

La formazione di una sofisticata tecnica microchirurgica: Interposizione della vena giugulare esterna innesto nella carotide comune in Rats

In questo video, dimostriamo una procedura chirurgica per incannulare l'arteria carotide sinistra in un modello di ratto.

Incannulamento dell'arteria carotide in un modello di ratto

Occlusione carotidea bilaterale accoppiato con ipotensione sistemica produce ischemia cerebrale globale nel ratto, con conseguenti danni al dell'ippocampo con severità riproducibile. Soggetti animali sono compromesse con modelli prevedibili di danni cerebrali, si riprendono speditamente, ed i tassi di mortalità sono relativamente bassi.

2-occlusione di vasi / Ipotensione: un modello di ratto di Global Ischemia cerebrale

Questi studi riportano l'attaccamento reversibile di vettori genici adenovirali a superfici metalliche senza rivestimento di stent e dischi a rete modello. Il rilascio prolungato di particelle virali competenti per la trasduzione, subordinato all'idrolisi dei reticolanti utilizzati per l'immobilizzazione del vettore, determina un'espressione transgenica sito-specifica duratura nelle cellule vascolari e nelle arterie con stent.

Trasferimento Gene vascolare da stent metallico superfici utilizzando Adenoviral Vettori Tethered tramite idrolizzabili Cross-linker

Il modello di lesione del palloncino carotideo di ratto descritto di seguito consente ai ricercatori di valutare farmaci o terapie che annullano l'iperplasia arteriosa indotta da lesioni. Vengono descritte in dettaglio la preparazione pre-chirurgica, la procedura chirurgica e le cure post-chirurgiche dell'animale.

Un ratto carotidea Pallone Lesioni modello per verificare Therapeutics ritocca Anti-vascolari

Questo studio descrive una procedura invasiva per l'induzione dell'aterosclerosi accelerata nei topi. Rispetto ad altri metodi che utilizzano lesioni indotte da elettricità o crioindotti, la lesione indotta dalla meccanica imita la condizione umana di mentonosi dopo le terapie di revascolazione ed è ideale per lo studio dei meccanismi molecolari coinvolti.

Induzione di aterosclerosi accelerata nei topi: il modello "Wire-Injury"

La comprensione dei meccanismi cellulari e molecolari di ri-endothelialization a seguito di infortunio denudazione arteriosa è di fondamentale importanza nella prevenzione della trombosi e ristenosi delle arterie. Qui si descrive un protocollo per riproducibili lesione arteriosa denudazione dell'aorta addominale sottorenale. La procedura è stata sviluppata per studiare i meccanismi di base che regolano la rigenerazione endoteliale utilizzando modelli murini.

Riproducibile arteriosa Denudation Lesioni da infrarenale aortico addominale di serraggio in un modello murino

Questo studio dimostra la tecnica per rendere un modello minimamente invasivo e facilmente riproducibile di ischemia del midollo spinale nei ratti. Vari gradi di deficit dell'utensile posteriore possono essere prodotti controllando il tempo di occlusione aortica.

Deficit motore riproducibile a seguito dell&#39;occlusione aortica in un modello di ratto dell&#39;ischemia del midollo spinale

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di fornire una tecnica altamente riproducibile per la valutazione in vivo della perturbazione barriera emato - encefalica nei modelli del ratto del colpo ischemico.

Una valutazione In Vivo di rottura della barriera emato - encefalica in un modello del ratto del colpo ischemico

La lesione del palloncino dell'arteria carotide del ratto imita la procedura di angioplastica clinica eseguita per ripristinare il flusso sanguigno nei vasi aterosclerotici. Questo modello induce la risposta alle lesioni arteriose tendendo la parete arteriosa e denudendo lo strato intimale delle cellule endoteliali, causando infine rimodellamento e una risposta iperplastica intimale.

Una lesione segmentale del palloncino segmentale controllato dalla pressione carotide del ratto con applicazione terapeutica periadventitiale

Il protocollo presenta un modello di roditore di sopravvivenza per testare interventi di palloncino per venoplastica (VB) in vene profonde non trombotiche, trombotiche e post-trombotiche.

Modello di palloncino per venoplastica della vena cava inferiore del roditore

Impara a creare lesioni vascolari con catetere a palloncino nell'arteria carotide del ratto per studiare l'iperplasia neointimale. Questo metodo permette di analizzare i meccanismi molecolari del rimodellamento muscolare liscio e valutare nuove terapie.

Vascolare Balloon Lesioni e intraluminale Amministrazione in Rat carotide

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