Name: Mouse trapianto renale: Modelli di Allograft Rifiuto (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 15 s
Description: Impara le tecniche chirurgiche per il trapianto renale nel topo, un modello essenziale per studiare il rigetto acuto e cronico dell'allograft. Questo protocollo riproducibile permette di investigare i meccanismi immunologici e le strategie terapeutiche.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Finanziamento da Rene Research UK, The Royal College of Surgeons di Edimburgo e la Società Europea di Trapianto sostenuto questo studio.

Adeguati etica istituzionali nazionali e locali dovrebbero essere a posto prima di eseguire esperimenti su animali. In particolare nel Regno Unito i seguenti esperimenti sono stati intrapresi sotto gli Animali (Scientific Procedures) Act 1986, in cui sono disponibili ad operare contemporaneamente due microsurgeons il chirurgo donatore deve eseguire i passaggi 1,1-1,16 poi da 3.1 a 3.5, mentre il chirurgo destinatario esegue 2.1 a 2.8 . Per un singolo operatore le fasi possono essere seguite in modo sequenziale. 1 donatore Preparazione Nota: La procedura qui presentata è un donatore C57BL / 6 BM12 e destinatario C57BL / 6 topi di sesso maschile di età compresa tra 8 a 16 settimane di vita con un peso corporeo superiore a 20 g. Tuttavia questa procedura può essere eseguita in modo riproducibile su una varietà di ceppi di topi. I dati presentati nella sezione risultati rappresentativi sono stati ottenuti da C57BL / 6, C57BL / 6 BM12 e topi BALB / c. <ol><li> Procedure di Condotta Using strumenti chirurgici sterili e di consumo (autoclave), con sforza di mantenere il campo operatorio sterile come possibile. Eseguire la preparazione del donatore in contemporanea con la preparazione destinatario, se due chirurghi sono disponibili. </li><li> Anestetizzare il mouse con un&#39;iniezione intraperitoneale (31G ago) di medetomidina (0,5 mg / kg) e ketamina cloridrato (200 mg / kg). Questo si traduce in un piano anestetico che viene mantenuta per 4 ore fornire tempo sufficiente per l&#39;intera procedura da eseguire. Anestesia supplementare non è necessario. </li><li> Verificare che il mouse è anestetizzato (nessuna risposta a pizzico tep). </li><li> Shave addome del mouse e rimuovere tutti i capelli sciolti con nastro adesivo. </li><li> Posizionare il mouse sulla sua schiena su una stuoia riscaldata sterilmente drappeggiato e vagamente immobilizzare gli arti con nastro adesivo sterile. </li><li> Monitorare il mouse durante tutta la procedura per le ustioni termiche. Se possibile, utilizzare una fonte di calore non elettriche. </li><li> Applicare un lubrificante occhio e sanitize la parete addominale con una soluzione diluita di iodio. </li><li> Eseguire un&#39;incisione mediana nell&#39;addome per entrare nella cavità peritoneale e inserire un tre centimetri Calibri divaricatore addominale. </li><li> Applicare salina riscaldata per mantenere l&#39;intestino e l&#39;area chirurgica umida ed evitare inutili essiccazione dei visceri. </li><li> Coprire il mouse con teli sterili e spostare l&#39;intestino alla sinistra dell&#39;operatore (a destra del mouse) per esporre l&#39;aorta, vena cava e il rene sinistro. </li><li> Applicare una pinza sfogo allo stomaco e tirare superiormente per esporre i principali vasi e rene sinistro completamente. Confezione umidi tamponi sterili (da 2 mm x 2 mm) nell&#39;addome di ritrattare tessuti lontano dalla zona chirurgica, come ad esempio i lobi del fegato, vescicole seminali, e intestino. </li><li> Isolare il rene sinistro da nell&#39;avventizia circostante, il grasso e la ghiandola surrenale sinistra nella cavità peritoneale senza mezzi termini dalla dissezione del tessuto connettivo con pinze punta fine. Posizionare le punte chiuse della pinza tra le aree che neEd da separare e lentamente lasciare le punte forcep per aprire a sezionare lo spazio. </li><li> Isolare la vena renale sinistra legando e dividendo la vena surrenalica e gonadica sinistra vena sinistra con 9 / O nylon. Posizionare la sutura vicino alla vena renale. </li><li> Legare e sezionare l&#39;uretere con 7 / O sutura di seta vicino alla vescica lasciando la sutura termina lungo. Queste estremità lunga di sutura verranno utilizzati quando il rene è raccolto e sono necessari per l&#39;anastomosi ureterale. </li><li> Per mobilitare e sezionare completamente l&#39;aorta e vena cava inferiore e superiormente l&#39;arteria renale e la vena utilizzare pinze punta fine di sezionare senza mezzi termini vasi linfatici e il grasso dalla parte anteriore e sui lati dei vasi. </li><li> Trovare il piano di tessuto tra l&#39;aorta e vena cava e diffondere lentamente il forcipe. Aprire lentamente le punte delle belle pinze a punta a diffondere il tessuto con il minimo trauma. </li><li> Legare un sciolto 7 / O seta intorno all&#39;aorta superiore ed inferiore per l&#39;arteria renale passando un bel angolatopinze punta intorno alla parte posteriore dei vasi e di disegno attraverso una sutura. Questi punti di sutura saranno serrati prima di recupero rene per consentire la perfusione retrograda della University of Wisconsin soluzione. </li></ol> 2 Destinatario Preparazione Come per la preparazione donatore follow passi da 1.2 a 1.8. <ol><li> Spostare l&#39;intestino alla destra dell&#39;operatore (a sinistra del mouse) per esporre l&#39;aorta, vena cava. Coprire l&#39;intestino con una soluzione salina sterile tampone imbevuto. </li><li> Eseguire una nefrectomia destra legando l&#39;arteria renale destra e la vena con 7/0 sutura di seta e poi dividere. </li><li> Legare l&#39;uretere destro con 7 / O sutura di seta e dividere. </li><li> Mobilitare e sezionare completamente l&#39;aorta e vena cava inferiore per l&#39;arteria renale e la vena come descritto al punto 1.14 e 1.15. Garantire la completa dissezione tra l&#39;aorta e vena cava. Fare attenzione a preservare l&#39;arteria spermatica interna che corre anteriormente alla vena cava e aortun insieme con il fascio linfatico. </li><li> Identificare i vasi lombari esecuzione in retroperitoneo dalla vena cava e vena alla colonna vertebrale, legare con 9 / O seta in continuità, non c&#39;è bisogno di dividere i vasi. </li><li> Identificare lo spazio sufficiente per posizionare i morsetti microvascolari con spazio tra di anastomosi vascolari. </li><li> Somministrare eparina per via endovenosa (5 unità) con pene dorsale vena. </li></ol> 3. donatori di rene Retrieval Serrare i 7 / O cravatte di seta che sono stati posti in giro per l&#39;aorta inferiore e superiore per isolare il rene dalla circolazione arteriosa. <ol><li> Infondere retrograde freddo 0,2-0,5 ml della University of Wisconsin soluzione con un ago (31G) nell&#39;aorta. </li><li> Dividere l&#39;aorta entro le suture e dividere la vena renale alla sua giunzione con la vena cava per rimuovere il rene e l&#39;arteria renale con una lunghezza dell&#39;aorta. Dividere vasi lombari derivanti dall&#39;aorta, se presenti, wenza legatura. </li><li> Posizionare il rene in soluzione salina fredda su un tampone sterile in un piatto di cultura. </li><li> Euthanize il topo donatore per dislocazione cervicale. </li></ol> 4. Trapianto di Rene - Rene Preparazione <ol><li> Creare una patch aortica dividendo la parete dell&#39;aorta longitudinalmente di fronte l&#39;arteria renale. Identificare i lumi dei vasi nella patch che devono essere ligato o evitati quando si esegue l&#39;anastomosi arteriosa. </li><li> Collocare una sutura 10 / O dall&#39;esterno all&#39;interno del lume della vena renale superiormente ed una seconda sutura separata inferiormente. Le suture utilizzati per dividere la vena surrenale e vena gonadica possono essere utilizzati per orientare la nave. </li><li> Posizionare il rene nel fianco destro del destinatario (Figura 1.1) e verificare che i punti di sutura sono in grado di garantire la anastomosi vascolari possono essere completate senza suture diventare intrecciati in tamponi o altri strumenti. </li></ol> 5. Rene Transplanzione - anastomosi vascolare Applicare fascette microvascolari prima inferiormente poi superiormente che comprende la vena cava e aorta. <ol><li> Fare un ventomy con un ago (31G) per pungere la parete anteriore della vena cava. Lavare il sangue dalla vena cava iniettando circa 50 microlitri di 0.9% NaCl. </li><li> Ampliare la venotomy utilizzando una pinza punta fine con la loro apertura nel venotomy modo che la lunghezza è equivalente al diametro della vena renale donatore. </li><li> Inserire la sutura superiore 10 / O (che è già nel lume della vena renale) prima all&#39;apice del venotomy (Figura 1.2) ed entra nella parete posteriore della anastomosi in una sutura continua fino a raggiungere l&#39;apice inferiore (Figura 1.3). </li><li> Posizionare il 10 / O sutura inferiore e legare prima con un singolo nodo (Figura 1.4), poi legare la sutura che va dalla parete di fondo. </li><li> Utilizzando la sutura inferiore creare il fronte wall della anastomosi (Figura 1.5) con una sutura continua e legare alla fine sutura superiore al vertice superiore (Figura 1.6). </li><li> Crea un aortotomy sollevando la parete dell&#39;aorta con una pinza e taglio di una patch ellittica con le forbici (circa il aortotomy dovrebbe essere un quinto della circonferenza dell&#39;aorta e tre volte il lume dell&#39;arteria renale di lunghezza). </li><li> Inserire un 10 / O sutura nel punto superiore della patch aortico dall&#39;esterno all&#39;interno (Figura 1.7) e passare attraverso l&#39;aorta per legare fuori dei vasi all&#39;apice superiore della aortotomy. </li><li> Creare l&#39;anastomosi arteriosa con una sutura continua a partire superiormente (Figura 1.8) anastomosing la patch donatore al destinatario aorta, fare attenzione a non costringere l&#39;anastomosi legando la sutura troppo stretto (Figura 1.9). </li><li> Rimuovere le pinze vascolari inferiori prima poi il morsetto superiore al reperfuse rene (Figura 1.10 e 1.11). Visibile peristalsi dell&#39;uretere forse vede se viene raggiunto un adeguato apporto di sangue al uretere. </li></ol> 6 Trapianto di Rene - Anastomosi Ureteric <ol><li> Dividere eventuali allegati della vescica dalla parete addominale. </li><li> Far passare un ago (21G) da sinistra a destra della vescica attraverso entrambe le pareti. </li><li> Inserire punte forcep diritte nel lume dell&#39;ago e passare sia indietro attraverso la vescica tale che le pinze sono ora passando da destra a sinistra dal lato sinistro della vescica. </li><li> Tracciare la sutura sul uretere donatore attraverso la vescica tale che l&#39;uretere passa nel difetto vescica sinistra poi dal lato destro. </li><li> Suturare la avventizia dell&#39;uretere alla avventizia della vescica con tre singoli punti staccati in giro per il punto di ingresso con 9 / O nylon sutura su un ago rotondo e corposo. </li><li> Tagliare il prossimale dell&#39;uretere alla legatura, aprendo così the uretere per consentire l&#39;urina di fluire e permettere al fine uretere per ritrarre nel corpo della vescica. Visibile produzione di urina può essere osservata con sanguinamento da peri-ureterali vasi. </li><li> Chiudere il diritto difetto vescicale laterale con un solo interrotto 9 / O sutura di seta. </li></ol> 7 Recupero e assistenza post-operatoria Sostituire i visceri gastro-intestinale in addome secondo l&#39;orientamento originale e chiudere la parete addominale mediante il ravvicinamento delle muscoli retti con 6 / O sutura assorbibile. <ol><li> Approssimare la pelle con clip in metallo pelle. </li><li> Parzialmente invertire l&#39;anestesia con una iniezione sottocutanea di cloridrato atipamazole (10 ml / g). </li><li> Somministrare analgesia sottocutanea buprenorfina cloridrato (0,05 mg / kg) e il supporto per l&#39;iniezione di fluido 1 ml di sottocutanea 0,9% NaCl. </li><li> Recuperare il mouse in un armadio riscaldamento a 28 ° C per 24-48 ore. Osservare il mouse per malattia fino allacompletamento dell&#39;esperimento. </li><li> Rimuovere le clip di pelle metallo 7 - 10 giorni dopo l&#39;intervento. </li><li> Una volta che l&#39;esperimento è completo eutanasia il mouse per dislocazione cervicale. </li><li> Togliere e raccogliere il rene controlaterale e allogenico per l&#39;analisi istologica. </li></ol>

<ol><li>Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+homotransplantation+of+the+kidney+in+an+identical+twin%5BTitle%5D)+AND+%22Trans.+Am.+Clin.+Climatol+Assoc%22%5BJournal%5D)">Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin.</a> Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).</li>
<li>Wolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis%2C+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation%2C+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).</li>
<li>Nankivell, B. J., Alexander, S. I. Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).</li>
<li>Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+review+of+mouse+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+International%22%5BJournal%5D)">Systematic review of mouse kidney transplantation.</a> Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).</li>
<li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.+Transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc%22%5BJournal%5D)">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant.</a> Proc. 5, 721-725 (1973).</li>
<li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pattern+of+liver%2C+kidney%2C+heart%2C+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).</li>
<li>Qi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depletion+of+cells+of+monocyte+lineage+prevents+loss+of+renal+microvasculature+in+murine+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation.</a> Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).</li>
<li>Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93, 477-484 (2012).</li>
<li>Jabs, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterogeneity+in+the+Evolution+and+Mechanisms+of+the+Lesions+of+Kidney+Allograft+Rejection+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice.</a> Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).</li>
<li>Lin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deficiency+of+C4+from+Donor+or+Recipient+Mouse+Fails+to+Prevent+Renal+Allograft+Rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection.</a> Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Il modo più ben descritto effettuare l&#39;anastomosi arteriosa è utilizzare l&#39;aorta distale del donatore, con l&#39;arteria renale in continuazione, in modo end-to-side all&#39;aorta destinatario. Descriviamo l&#39;uso di una patch aortica, simile al mirroring &#39;Carrell cerotto&#39; che ha effettuato nel trapianto di rene umano che riteniamo essere più conveniente. Anche se segnalazioni in letteratura di tempo donatore e ricevente operativa sono scarsi crediamo che utilizzando una patch aortico al destinatario a...

Trapianto renale con successo per il trattamento di insufficienza renale è stata descritta per la prima nel 1955 tra gemelli monozigoti 1, da allora è diventato un rivoluzionario trattamento per i pazienti con insufficienza renale allo stadio terminale in tutto il mondo, che offre sia un miglioramento nella durata e la qualità della vita 2. Tuttavia la sopravvivenza del trapianto a lungo termine è stata ostacolata da una moltitudine di processi patologici con conseguente danno cronica del trapianto 3. Rifiuto del rene trapiantato negli esseri umani rimane una delle principali cause di morbilità, nonostante i significativi miglioramenti nei regimi immunosupporessive. L&#39;obiettivo di sviluppare un modello murino di trapianto renale è replicare da vicino il processo e la patologia trovato nel trapianto renale umano 4. Skoskiewicz et al. Prima descritto il modello murino di trapianto di rene nel 1973 5. Anche se sono richieste competenze avanzate microchirurgiche, è una preziosa tool per diversi motivi: il genoma del topo è stato ben caratterizzato e c&#39;è una grande varietà di metodi e tecniche disponibili per studi sui topi sperimentali. Molti gruppi che utilizzano il modello murino di trapianto renale hanno usato il rene trapiantato come un organo di supporto vitale, ma in altri studi e nella nostra metodologia descritta uno dei reni nativi del topo destinatario viene lasciato in situ per tutta la durata dell&#39;esperimento 4. Il vantaggio è che il mouse subisce una sola anestesia e il funzionamento riducendo la morbilità per il mouse e il rischio di morte per una seconda procedura. Inoltre, il mouse non soffre gli effetti negativi di insufficienza renale progressiva. Sebbene esistano modelli di rigetto allogenico in altri organi come il cuore e la pelle, queste non sono sempre direttamente rilevanti per il trapianto renale. Ci sono prove che questi modelli suscitano diverse modalità e dynamics di rifiuto, per esempio, l&#39;andamento nel tempo del rigetto in allotrapianto cardiaco e trapianto renale differisce in modo significativo in determinate combinazioni di deformazione 6. Abbiamo descritto i modelli renale acuta rigetto allogenico in BALB donatori / c in non-transgenici topi FVB / NJ, questo modello ha mostrato lesioni mediato cellulare con accumulo di cellule T e macrofagi 7. In alternativa abbiamo anche descritto un modello di danno cronica del trapianto che presenta fibrosi interstiziale e atrofia tubulare, questo risulta dal trapianto di un rene da C57BL / 6 BM12 donatori in C57BL / 6 destinatari, in quanto questi mouse sono caratterizzati da un unico MHC di classe II mis loci -match 8. Molteplici aspetti del trapianto sono stati studiati utilizzando il modello murino di trapianto renale tra cui rigetto acuto, rigetto cellulare e umorale, ischemia riperfusione, e sperimentando nuovi agenti terapeutici. Abbiamo modificato la t chirurgicaecnica per ridurre il tempo di funzionamento e migliorare la facilità di intervento chirurgico. In particolare abbiamo descritto donatore simultanea e la preparazione destinatario e un semplificato tecnica di anastomosi vascolare utilizzando un continuo aortica patch di anastomosi. Questo video e manoscritto forniranno punti chiave per aiutare nella creazione di questa tecnica.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Strumenti chirurgici Forbici</td></tr> da <tr><td>dissezione smussate</td><td>Strumenti per la scienza fine</td><td>&nbsp; 14072-10</td><td>Per il taglio della pelle</td></tr><tr><td>Forbici curve Castoviejo</td><td>Strumenti per la scienza fine</td><td>15017-10</td><td>Per il taglio dei tessuti</td></tr><tr><td>Forbici a molla - dritte</td><td>Strumenti per la scienza</td> fine <td>15000-08</td><td>Per il taglio della sutura</td></tr><tr><td>Pinze dentate 1x2 denti</td><td>Strumenti per le scienze</td><td>11021-12</td><td></td></tr><tr><td>2 pinze a punta fine (Dumont No.5)</td><td>Strumenti per le scienze fini</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Pinze angolate a punta fine (Dumont n. 5/45)</td><td>Strumenti per le scienze</td><td>11253-25</td><td>Per la dissezione smussata</td></tr><tr><td>Pinze a punta fine curva (Dumont n. 7)</td><td>Strumenti per le scienze</td><td>11273-22</td><td>Utile per passare intorno ai vasi</td></tr><tr><td>Crile Haemostat curvo</td><td>Strumenti per le scienze</td><td>1300-04</td><td></td></tr><tr><td>Applicatore di micro clip con blocco</td><td>Strumenti per le scienze</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>2 x Micro serrefines larghezza molla 2 mm, lunghezza ganascia 4 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Morsetti microvascolari</td></tr><tr><td>2 x Divaricatore a filo Colibri da 3 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-03</td><td></td></tr><tr><td>Porta aghi Castroviejo con blocco</td><td>Fine Science Tools</td><td>120660-01</td><td></td></tr><tr><td>Applicatore di clip per ferite</td><td>Fine Science Tools</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>Clip per ferite da 7 mm</td><td>Fine Science Strumenti</td><td>12032-07</td><td>Rimuovere da 7 a 10 giorni dopo l'intervento</td></tr><tr><td colspan="4">Attrezzatura</td></tr><tr><td>Microscopio OPMI pico</td><td>Carl Zeiss</td><td>S100</td><td></td></tr><tr><td>Unità di cauterizzazione termica con punta fine</td><td>Geiger</td><td>150A</td><td></td></tr><tr><td>Pad elettronico termico</td><td>Cozee Cumfort</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Euroklav 23-S</td><td>Melag</td><td>n/a</td><td>Autoclave</td></tr><tr><td colspan="4">Monouso attrezzatura</td></tr><tr><td>7/O Sutura intrecciata in seta</td><td>Pearsall</td><td>30514</td><td></td></tr><tr><td>10/O Sutura Dafilon (poliammide)</td><td>B-Braun</td><td>&nbsp; </td><td></td>G1118099</tr><tr><td>6/O Vicryl (plygalectin)</td><td>Ethicon</td><td>W9537</td><td></td></tr><tr><td>Ago smussato regolare, 1 pollice, 21G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>305175</td><td>Per anastamosi ureterale</td></tr><tr><td>Ago smussato regolare, 5/8 pollici, 25G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Ago smussato regolare, 1/2 pollice, 30G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>304000</td><td></td></tr><tr><td>Ago da insulina 1ml, 29G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>324827</td><td></td></tr><tr><td>Ago da insulina 0,3ml, 30G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>324826</td> siringa da <td></td></tr><tr><td>1 ml con punta a slitta</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>300184</td><td></td></tr><tr><td>siringa da 5 ml con punta a slitta</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>302187</td><td></td></tr><tr><td>Tamponi di carta Wypall</td><td>Kimberley-Clark</td><td>L40</td><td>sterilizzato in autoclave</td></tr><tr><td>Cotton fioc</td><td>Johnson and Johnson</td><td>n/a</td><td>sterilizzato in autoclave</td></tr><tr><td>Teli lisci</td><td>Guardian</td><td>CB03</td><td>sterilizzato in autoclave</td></tr><tr><td>Piatto di coltura cellulare 60 mm x 15 mm</td><td>Corning Incorporated</td><td>430166</td><td></td></tr><tr><td>Spillo di erogazione</td><td>B-Braun</td><td>DP3500L / 413501</td><td>Utilizzato con NaCl 0,9%</td></tr><tr><td>Reagenti e farmaci</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>(Lacri-Lube) Paraffina morbida bianca 57,3%, olio minerale 42,5% e alcoli di lanolina 0,2%</td><td>Allergan Ltd</td><td>21956GB10X</td><td></td></tr><tr><td>(Videne) Povidone-iodio 10%</td><td>Ecolab Ltd</td><td>PL 04509/0041</td><td></td></tr><tr><td>(Vetalar V) Ketamina cloridrato</td><td>Pfizer Animal Health</td><td>Vm 42058/4165</td><td>100mg/ml soluzione (dose 200mg/kg)</td></tr><tr><td>(Domitor) Medetomidina cloridrato&nbsp;</td><td>Orion Pharma</td><td>Vm 06043/4003</td><td>1mg/ml (dose 0,5mg/kg)</td></tr> <tr><td>(Vetergesic) Bupernorfina cloridrato&nbsp;</td><td>Alsto Animal Health</td><td>Vm 00063/4002</td><td>0,3 mg/ml (dose 0,05 mg/kg)</td></tr> <tr><td>(Antisedan) Atipamezolo idrocoruro</td><td>Orion Pharma</td><td>Vm 06043/4004</td><td>5 mg/ml (dose 2 mg/kg)</td></tr><tr><td>Soluzione dell'Università del Wisconsin</td><td>Belzer Bridge to Life</td><td>n/a</td><td>dose circa 500 microlitri/topo</td></tr><tr><td>NaCl 0,9%</td><td>Baxter</td><td>FKE1323</td><td></td></tr><tr><td>Eparina solfato</td><td>non proprietario</td><td>n/a</td><td>5000 unità/ml (dose 5 unità/mouse)</td></tr></tbody></table>

mouse trapianto renale: modelli di allograft rifiuto

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Il rigetto del rene trapiantato nell'uomo è ancora una delle principali cause di morbilità e mortalità. Il modello murino di trapianto renale replica fedelmente sia i processi tecnici che patologici che si verificano nel trapianto renale umano. Sebbene esistano modelli murini di rigetto allogenico in organi diversi dal rene e siano tecnicamente più fattibili, ci sono prove che organi diversi suscitano modalità e dinamiche di rigetto disparate, ad esempio il decorso temporale del rigetto nell'allotrapianto cardiaco e renale differisce significativamente in alcune combinazioni di ceppi. Questo modello è uno strumento interessante per molte ragioni, nonostante le sue sfide tecniche. Poiché gli aplotipi del ceppo di topo consanguineo sono ben caratterizzati, è possibile scegliere combinazioni di donatore e ricevente per modellare il rigetto acuto dell'allotrapianto mediante trapianto in loci MHC di classe I e II. Al contrario, con il trapianto tra ceppi con aplotipi simili, può essere indotto un processo cronico in cui il rene allotrapianto sviluppa fibrosi interstiziale e atrofia tubulare. Abbiamo modificato la tecnica chirurgica per ridurre i tempi operatori e migliorare la facilità dell'intervento, tuttavia è ancora necessario superare una curva di apprendimento per replicare fedelmente il modello. Questo studio fornirà i punti chiave della procedura chirurgica e aiuterà il processo di creazione di questa tecnica.

Renale rigetto del trapianto allogenico può essere valutata mediante analisi istologica di sezioni di tessuto incluse in paraffina methacarn-fisso del rene trapiantato (Figura 2). Trapianto di reni tra Isograft risultati topi singenici in renale danno da riperfusione ischemica, comunque da 4 settimane di tubuli hanno recuperato e sono istologicamente paragonabili a reni nativi. Rigetto acuto può essere modellato da C57BL / 6 trapianto renale in riceventi BALB / c, entro 1 settimana non vi è diffusa infi...

Qui, presentiamo un protocollo per studiare l'immunologia del rigetto. Il modello chirurgico presentato riporta un breve tempo operatorio e una tecnica concisa. A seconda della combinazione di ceppo donatore-ricevente, il rene trapiantato può sviluppare rigetto cellulare acuto o danno cronico da allotrapianto, definito da fibrosi interstiziale e atrofia tubulare.

Mouse trapianto renale: Modelli di Allograft Rifiuto

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Questo video presenta un modello murino di trapianto di rene. Utilizzando i ceppi inbred multipli, che hanno le principali classi di istocompatibilità conosciute, siamo in grado di ricreare diversi aspetti del rigetto dell'allotrapianto renale. I dati presentati illustrano come questo sia un modello utile Nello studio di questi meccanismi, questo cartone animato schematico dimostra i passaggi principali di questo modello.Una nefrectomia sinistra viene eseguita su un topo donatore e il rene del donatore viene quindi preparato su un tampone sterile. In un piatto di coltura, il topo ricevente viene sottoposto a una nefrectomia destra prima che il rene del donatore venga trapiantato. La procedura viene eseguita utilizzando strumenti sterili autoclavati e materiali di consumo posizionati all'interno di un campo chirurgico sterile.Se vengono operati più animali, viene utilizzato un nuovo set di strumenti sterili per ciascuna procedura o gli strumenti vengono sterilizzati tra una procedura e l'altra. Utilizzando uno sterilizzatore a microsfere, l'operatore indosserà un camice sterile, una maschera, un cappello e guanti. Un solo operatore può eseguire questa procedura preparando il donator

mouse-kidney-transplantation-models-of-allograft-rejection

Research

Ricerca

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Trapianto allogenico pelle è un modello standard per le risposte T test della cellula ospite per diversi antigeni MHC-donatore. Questo video-articolo fornisce un tutorial visivo di ogni passo coinvolti in esecuzione di un trapianto di BALB/c--&gt; C57BL / 6 della pelle.

Trapianto di pelle murina

I topi sono stati utilizzati come modello per studiare molte forme di trapianto, incluso il trapianto di cornea.  In questo rapporto descriviamo un modello murino sia per il trapianto di cornea acuto che per quello tardivo.

Murini trapianto di cornea: Un modello per studiare la forma più comune di trapianto di organi solidi

Descriviamo un protocollo per l'innesto di interposizione aortica nei topi. L'obiettivo del protocollo è quello di fornire un modello con cui studiare i processi patologici e le strategie terapeutiche rilevanti per le reazioni alloimmuni nelle arterie e le conseguenti modificazioni arteriose che contribuiscono al fallimento del trapianto d'organo.

Modello murino della alloimmune indotta Rifiuto vascolare e trapianto Arteriosclerosi

L'obiettivo di questo manoscritto è descrivere i passaggi necessari per eseguire un trapianto di rene in un topo, prestando particolare attenzione ai dettagli dell'anastomosi arteriosa.

Rene Murine Tecnica trapianto

Lo scopo di questo manoscritto e protocollo è quello di spiegare e dimostrare in dettaglio la procedura chirurgica del trapianto di rene ortotopico nei ratti. Questo metodo è semplificato per ottenere la corretta perfusione del rene donatore e abbreviare il tempo di riperfusione utilizzando la tecnica di anastomosi del polsino venoso e ureterale.

Trapianto di rene ortotopico ratto: un nuovo approccio chirurgico semplificato

Questo protocollo presenta una nuova tecnica chirurgica di trapianto di rene di topo incentrata su una strategia di anastomosi arteriosa modificata. Viene anche presentata una tecnica di sutura vascolare che include un metodo di anastomosi uretere-vescica semplice e più sicuro. Queste modifiche riducono i tempi di operazione e migliorano il tasso di successo della procedura di trapianto di rene di topo.

Una tecnica chirurgica modificata per il trapianto di rene nei topi

Il modello di trapianto renale ortotopico di ratto contribuisce a studiare il meccanismo di rigetto dell'allotrapianto renale. Il modello attuale aumenta la sopravvivenza dei riceventi senza interferenze con l'afflusso di sangue e il reflusso venoso della parte inferiore del corpo utilizzando un'anastomosi end-to-end dell'impianto renale e un metodo "tunnel" end-to-side di anastomosi uretere-vescica.

Un modello di trapianto renale ortotopico di ratto per il rigetto dell'allotrapianto renale

Il protocollo di trapianto di fegato ausiliario eterotopico di ratto qui descritto offre uno strumento sperimentale pratico per esplorare i meccanismi di rigetto dell'allotrapianto epatico. Questo modello aiuta ad alleviare gli ostacoli chirurgici e lo stress animale del trapianto di fegato ortotopico nei ratti.

Modello di trapianto di fegato intero di ratto ausiliario eterotopico che utilizza un'epaticoureterostomia per studi di rigetto dell'allotrapianto

Questo studio stabilisce due modelli standardizzati di xenotrapianto murino per replicare specificamente il rigetto cellulare acuto e il rigetto acuto mediato da anticorpi. Questi modelli rappresentano una piattaforma affidabile per indagare i meccanismi del rigetto immunitario degli xenotrapianti, valutare strategie immunosoppressive e far progredire la ricerca preclinica sugli xenotrapianti.

Un modello murino standardizzato con un flusso di lavoro a tre persone per studiare il rifiuto acuto cellulare e mediato dagli anticorpi nella xenotrapiantialità

Siamo qui presentiamo un modello di trapianto di rene di ratto per valutare in modo non invasivo rigetto acuto utilizzando la tomografia ad emissione di positroni con 18F-fluorodeossiglucosio.

Imaging non invasivo di acuta Alloinnesto rigetto dopo trapianto renale Rat Utilizzo<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

Impara le tecniche chirurgiche per il trapianto renale nel topo, un modello essenziale per studiare il rigetto acuto e cronico dell'allograft. Questo protocollo riproducibile permette di investigare i meccanismi immunologici e le strategie terapeutiche.

Mouse trapianto renale: Modelli di Allograft Rifiuto

Esplora altri video