Name: 3-D imaging e analisi di neuroni infetti In Vivo Con Toxoplasma gondii (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 33 s
Description: Impara l'imaging 3D di neuroni infetti da Toxoplasma gondii in vivo. Questo metodo consente la visualizzazione e l'analisi delle relazioni spaziali tra cisti parassitarie e neuroni ospiti.

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Ringraziamo l&#39;intero laboratorio Koshy per utili discussioni. Ringraziamo Patty Jansma e la University of Arizona Dipartimento di Neuroscienze per la consulenza e assistenza per l&#39;imaging. Ringraziamo anche il laboratorio Porreca per l&#39;uso del loro Vibratome. Questa ricerca è stata sostenuta dal National Institutes of Health (NIH NS065116, AAK).

NOTA: I topi sono stati allevati e mantenuti in temperatura e umidità ambiente controllata con 12 hr invertito cicli di luce / buio, con cibo e acqua ad libitum presso la University of Arizona. Gli esperimenti sono stati condotti secondo le linee guida e l&#39;approvazione della Cura e uso Comitato Animal Istituzionale della University of Arizona. Sono stati fatti tutti gli sforzi per ridurre al minimo le sofferenze. I topi Cre-giornalista sono su un C57BL / 6 di fondo 11 e sono disponibili in commercio. 1. mouse Infezione NOTA: Il metodo di infezione mouse con Toxoplasma gondii descritto qui di seguito è stato utilizzato in studi precedentemente pubblicati 10 - 12. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Grow ceppi Toxoplasma nell&#39;uomo prepuzio fibroblasti (HFFS) coltivate in Dulbecco alta glucosio Modificato (DMEM) integrato con il 10% FBS, 100 U / ml di penicillina, 100 mg / ml streptomycin, e 2 mM L-glutammina (cDMEM) in un pallone T-25 all&#39;interno di un incubatore CO 2 5% fino parassiti hanno costituito grandi vacuoli parassitoforo. </li><li> Parassiti Siringa a rilascio raschiando cellule dal fondo del pallone e passando la soluzione risultante attraverso un ago calibro 25 collegato ad una siringa da 3 ml 2 volte all&#39;interno del pallone poi trasferire la soluzione in un caso siringa da 5 ml collegato ad un ago calibro 27 che è stato collocato capovolto all&#39;interno di un tubo da 15 ml. Collegare lo stantuffo alla siringa e passare la soluzione del parassita nel tubo conico. </li><li> Centrifugare la provetta per 10 min a 300 x g. Aspirare il surnatante quindi risospendere il pellet in 4-6 ml sterile di grado USP 1x tampone fosfato (PBS) pH 7.4 (Soluzione Stock). </li><li> Caricare un emocitometro con 10 ml di soluzione madre, aspettare 5-10 min per i parassiti di stabilirsi poi contare il numero di parassiti nei quattro angoli e centrali piazze della grande piazza centrale. </li><li> Diluire parasiti di adeguata dimensione inoculo di 100K / 200 ml PBS 1X poi iniettare topi per via intraperitoneale (ip) con un volume totale di 200 microlitri. NOTA: Per questa procedura, i topi sono stati inoculati con 100K tipo III (CEP) 13 tachizoiti a 200 microlitri 1x PBS. Quando infettare topi con altri ceppi di Toxoplasma, concentrazione di inoculo può essere necessario un aggiustamento per tenere conto di livello di virulenza. </li></ol> 2. perfusione cerebrale e raccolta NOTA: Questo protocollo è stato condotto a 21 giorni dopo l&#39;infezione (dpi) in quanto questo rappresenta il punto di tempo in cui un picco di cisti si trovano nel cervello di topo, ma altri punti di tempo può essere utilizzato. Size, il numero, la posizione e la presenza o assenza di cisti dipende da molti fattori, tra cui ceppo di topi, parassiti ceppo così come il formato inoculo 7,14 - 17. Gli investigatori dovranno stabilire individualmente l&#39;inoculo appropriato per il mouse e Toxoplasceppo ma lui / lei usa. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Installazione di tutti gli strumenti di raccolta chirurgici (Figura 1). </li><li> Per ogni mouse, preparare e tenere in ghiaccio: siringa 20ml riempito di sodio cloruro 0,9% (NaCl) + 10 U / ml di eparina in 1x sterile grado USP PBS (Eparina / Saline); Siringa da 20 ml riempito con 4% paraformaldeide (PFA); Scintillazione flaconcino con 15 ml 4% PFA. Per di più i topi, preparare un bicchiere pieno di l&#39;intero importo di ogni soluzione necessaria per tutti i mouse poi elaborare una siringa nuova completa di soluzioni per ogni perfusione. </li><li> Anestetizzare l&#39;ip mouse con 200 microlitri / 25 g di peso corporeo di ketamina / xilazina cocktail (24 mg / ml e 4,8 mg / ml) del giorno di interesse. Monitorare il mouse per il livello di anestesia controllando pizzico punta reflex. Continuare con protocollo solo quando il mouse mostra alcuna risposta ad una presa punta ferma. NOTA: Altri metodi di anestesia può essere usato fino a quando il livello appropriato di anestesia viene raggiunto primaprocedere con il protocollo. </li><li> Posizionare il mouse in posizione supina sulla piattaforma di schiuma coperto. Pin tutti e quattro gli arti fuori ai piedi poi spruzzare il petto e l&#39;addome con il 70% di etanolo (EtOH) (Figura 2A). L&#39;aggiunta di alcuni asciugamani di carta sterili sotto il mouse può essere utilizzato per assorbire troppo pieno di liquidi di perfusione. </li><li> Sollevare la pelle appena sotto lo sterno con una pinza poi usare le forbici per fare un&#39;incisione. Tirate la pelle per esporre il torace (Figura 2B). </li><li> Sollevare xiphoid processo ed effettuare una incisione addominale appena sotto il diaframma, esponendo il fegato che viene bruscamente sezionato distanza dal diaframma. Fare due incisioni, uno a sinistra e uno a destra attraverso il diaframma e la parte inferiore delle costole. Estendere le incisioni sinistro e destro circa 1 / 2-2 / 3 fino alla cassa toracica, che viene poi riflessa indietro per aprire la cavità toracica (Figura 2C). NOTA: Fare attenzione a non tagliare tutti gli organi o vasi sanguigni principali duanello questa procedura come in questo modo si compromette la qualità di perfusione. </li><li> Profumato transcardiaca con 10-20 ml eparina / Saline seguita da 10-20 ml 4% PFA. NOTA: Se la perfusione è fatto correttamente, il fegato si trasformerà da rosso a marrone (Figura 2D). Se non fatto correttamente, i vasi sanguigni saranno visibili (Figura 2E). </li><li> Capovolgere il mouse sul suo addome, i piedi ri-pin poi spruzzare testa e il collo con il 70% EtOH. Sollevare pelle dalla base del collo e fare una incisione. Togliere la pelle per esporre il cranio (Figura 2F). Decapitare testa a livello delle spalle. Rimuovere il cranio, rimuovere delicatamente il cervello, e metterlo in una fiala di scintillazione pieno di 4% PFA (Figura 2G-H). NOTA: Se ben perfuso, il cervello appare bianca senza vasi sanguigni visibili (Figura 2i). Se il cervello non è ben perfuso, vasi sanguigni saranno visibili (Figura 2J). </li><li> Posizionare la scintillazione flaconcino con cervello in 4% PFA a 4 ° C durante la notte, coperto dalla luce. Sciacquare il cervello in non-USP grado 1x PBS e trasferimento in un nuovo flacone scintillazione piena di freddo 1x PBS. Conservare il cervello in 1x PBS a 4 ° C, coperto dalla luce. NOTA: compensazione di successo e di imaging è stato realizzato con sezioni memorizzati in 1x PBS per fino a un mese, ma è meglio sezione cervello in pochi giorni lo stoccaggio prolungato in PBS inverte la fissazione PFA e potrebbe portare a meno di immagini ottimali . Autofluorescenza e una maggiore sfocatura sono stati notati in alcuni tratti imaged dopo stoccaggio in 1x PBS per un mese o più. </li></ol> 3. Cervello sezionamento <ol style="margin-left: 40px;"><li> Rimuovere il cervello da 1x PBS e metterlo in una matrice cerebrale (Figura 3A) per consentire una maggiore precisione e taglia anche attraverso il cervello. Tagliare i bulbi olfattivi cervelletto e, se presente, e poi tagliare il cervello coronale in 2 o 3 sezioni. <br /&gt; NOTA: rifilatura e taglio del cervello può essere fatto senza l&#39;aiuto di una matrice cerebrale. Numero di sezioni tagliate coronale dipenderà dalla distanza di taglio del Vibratome utilizzato. Il cervello può essere sezionato in qualsiasi orientamento, anche se le sezioni sagittali e coronali sono più comunemente utilizzati per l&#39;identificazione neuroanatomica. </li><li> Fissare ciascuna sezione del cervello su un blocco di montaggio campione con cianoacrilato. Applicare un piccolo blocco di 5% agarosio gel dietro la parte del cervello per il supporto (Figura 3B). NOTA: altri meccanismi di sostegno possono essere utilizzati, ma senza il sostegno, la Vibratome possono spingere sul cervello provocando sezionamento irregolare. </li><li> Tagliare il tessuto in 160 micron (distanza di lavoro dell&#39;obiettivo utilizzata per l&#39;imaging) sezioni spesse con Vibratome impostati ad una velocità di 4 e ampiezza 9. NOTA: Le impostazioni per la velocità e l&#39;ampiezza può essere regolata a seconda della particolare macchina utilizzata per ottenere anche, sezioni lisce. Se le impostazioni sononon è corretto, il risultato può essere sezioni irregolari, lacerazione dei tessuti marchi o chiacchiere. </li><li> Raccogliere sezioni di tessuto in una fiala di scintillazione pieno di fresche, refrigerate 1x PBS se stanno per essere liquidati entro una settimana. Se le sezioni non stanno per essere liquidati entro una settimana, luogo sezioni in provette da 1,5 ml microcentrifuga riempiti con una soluzione crioconservante e conservare a -20 ° C. </li></ol> 4. Compensazione ottica di tessuto cerebrale Sezioni NOTA: Questo protocollo è stato modificato da un metodo precedentemente pubblicato 8. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Preparare 25%, 50%, 75% e 90% vol / vol glicerolo in PBS 1x + 2% Tween-20 (Gl / PBST). </li><li> Rimuovere le sezioni da 1x PBS o, se in crioconservante, sciacquare in 1x PBS e trasferimento in una fiala di scintillazione contenente 10 ml di 25% Gl / PBST. Posizionare flaconcino su un agitatore a 4 ° C, coperto dalla luce, per 12 hr. </li><li> Verificare che tutte le sezioni sono affondate al bottom della fiala. Aspirare il 25% Gl / PBST, lasciando appena sufficiente a coprire le sezioni poi riempire la fiala con 10 ml 50% Gl / PBST e posto su un agitatore a 4 ° C, coperto dalla esposizione alla luce, per 12 ore. Ripetere questo processo per il 75% Gl / PBST poi il 90% Gl / PBST. Lasciare sezioni del 90% Gl / PBST per 24 ore per raggiungere la massima compensazione. Nel corso del processo di compensazione, osservare compensazione ottica graduale (Figura 4). NOTA: Questo processo può essere accelerato se le soluzioni sono cambiati immediatamente dopo sezioni sono affondate al fondo della fiala. Nelle soluzioni 75% e 90%, sezioni non affondare fino al fondo del flacone, ma galleggia nel mezzo. </li></ol> 5. montaggio Sezioni tessuto cerebrale <ol style="margin-left: 40px;"><li> Tagliare un No. 1.5 coprioggetto in 5 pezzi per creare un distanziatore. Con una matita righello e diamantata a segnare e rompere il vetrino lungo le linee tratteggiate in Figura 5A. Elimina tegli pezzo centrale, organizzare i 4 pezzi esterni su un vetrino semplice per creare una finestra, e poi spazzolare smalto trasparente sulle cuciture di aderire i pezzi del distanziale alla diapositiva nella configurazione corretta (Figura 5B). NOTA: Il distanziale viene utilizzato per creare lo spazio necessario tra il vetrino e coprioggetto per il montaggio delle sezioni eliminato. Il coprioggetto può essere tagliato in modi diversi per creare qualsiasi finestra dimensione necessaria. Pre-taglio distanziali schiuma sono anche disponibili in commercio. Per consentire smalto si asciughi completamente, è meglio fare le diapositive con distanziatori almeno un giorno prima le sezioni di montaggio. </li><li> Sezioni Trasferire una diapositiva con una pipetta di trasferimento in plastica con la punta tagliata. Assicurati di inserire dintorni con il 90% Gl / PBST. Abbassare delicatamente un coprioggetto sopra sezioni facendo attenzione a non introdurre bolle. Eccesso Gl / PBST può essere malvagio via con un libero di pelucchi. </li><li> Immagine GFP + neuroni contenenti RFP + <em&gt; Cisti Toxoplasma gondii con un microscopio confocale immediatamente (Figura 7A-B), quindi conservare i vetrini piano e coperto dalla luce a 4 ° C. NOTA: In alternativa, tenuta scivola completamente intorno tutti i bordi per memorizzare e ripreso in un secondo momento. L&#39;uso di smalto trasparente per sigillare diapositiva è opzionale e può rendere più difficile da rimuovere coprioggetto se si dovesse rimuovere le sezioni dal vetrino in un secondo momento per ulteriori elaborazioni. </li></ol> 6. Imaging NOTA: Ogni microscopio può essere utilizzato che ha la capacità di ottenere alta risoluzione z-stack. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Dopo aver trovato inizialmente piano focale a 10X, passare ad un obiettivo 20X e la scansione attraverso la sezione di identificare una ciste situata all&#39;interno di una GFP + cellule. Centra la regione di interesse (ROI) nel campo visivo. </li><li> Passare a un obiettivo 40X. Fuoco su e giù attraverso l&#39;intero ROI per assicurarsi che l&#39;intera cella e cyst sono visibili. NOTA: Le immagini sono state ottenute utilizzando un microscopio confocale con un obiettivo 40X / 1.30 Olio DIC M27. </li><li> Utilizzando il software di imaging installati, ottenere una z-stack che include l&#39;intera cella con cisti. Impostazioni medi utilizzati per ottenere immagini sono mostrate in Figura 6. NOTA: Le impostazioni possono essere necessario modificare a seconda di ogni sezioni investigatori di tessuto e capacità microscopio. </li><li> Ottenere una immagine massima sporgenza del z-stack impostando il numero di proiezioni a 1. Ottenere una vista rotazionale intero impostando il numero di proiezioni a 64. NOTA: Altri pacchetti software sono disponibili e possono essere utilizzati per ottenere la sporgenza massima, rotazionale nonché altre viste immagini z-stack. </li><li> Analizzare l&#39;immagine con il software di analisi delle immagini. </li></ol>

<ol><li>Luft, B., Remington, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxoplasmic+encephalitis+in+AIDS%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Toxoplasmic encephalitis in AIDS.</a> Clin Infect Dis. 15 (2), 211-222 (1992).</li>
<li>Hill, D., Dubey, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxoplasma+gondii%3A+transmission%2C+diagnosis+and+prevention%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Microbiol+Infect%22%5BJournal%5D)">Toxoplasma gondii: transmission, diagnosis and prevention.</a> Clin Microbiol Infect. 8 (10), 634-640 (2002).</li>
<li>Ingram, W. M., Goodrich, L. M., Robey, E., Eisen, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mice+infected+with+low-virulence+strains+of+Toxoplasma+gondii+lose+their+innate+aversion+to+cat+urine%2C+even+after+extensive+parasite+clearance%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Mice infected with low-virulence strains of Toxoplasma gondii lose their innate aversion to cat urine, even after extensive parasite clearance.</a> PloS one. 8 (9), 75246(2013).</li>
<li>Evans, A. K., Strassmann, P. S., Lee, I. -P., Sapolsky, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterns+of+Toxoplasma+gondii+cyst+distribution+in+the+forebrain+associate+with+individual+variation+in+predator+odor+avoidance+and+anxiety-related+behavior+in+male+Long-Evans+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Behav+Immun%22%5BJournal%5D)">Patterns of Toxoplasma gondii cyst distribution in the forebrain associate with individual variation in predator odor avoidance and anxiety-related behavior in male Long-Evans rats.</a> Brain Behav Immun. 37, 122-133 (2013).</li>
<li>Ferguson, D. J., Hutchison, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+host-parasite+relationship+of+Toxoplasma+gondii+in+the+brains+of+chronically+infected+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Virchows+Arch+A+Pathol+Anat+Histopathol%22%5BJournal%5D)">The host-parasite relationship of Toxoplasma gondii in the brains of chronically infected mice.</a> Virchows Arch A Pathol Anat Histopathol. 411 (1), 39-43 (1987).</li>
<li>Ferguson, D. J., Graham, D. I., Hutchison, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathological+changes+in+the+brains+of+mice+infected+with+Toxoplasma+gondii%3A+a+histological%2C+immunocytochemical+and+ultrastructural+study%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Exp+Pathol%22%5BJournal%5D)">Pathological changes in the brains of mice infected with Toxoplasma gondii: a histological, immunocytochemical and ultrastructural study.</a> Int J Exp Pathol. 72 (4), 463-474 (1991).</li>
<li>Melzer, T. C., Cranston, H. J., Weiss, L. M., Halonen, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+Cell+Preference+of+Toxoplasma+gondii+Cysts+in+Murine+Brain%3A+A+Confocal+Study%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neuroparasitology%22%5BJournal%5D)">Host Cell Preference of Toxoplasma gondii Cysts in Murine Brain: A Confocal Study.</a> J Neuroparasitology. , (2010).</li>
<li>Selever, J., Kong, J. -Q., Arenkiel, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rapid+approach+to+high-resolution+fluorescence+imaging+in+semi-thick+brain+slices%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A rapid approach to high-resolution fluorescence imaging in semi-thick brain slices.</a> J Vis Exp. (53), (2011).</li>
<li>Koshy, A., Fouts, A., Lodoen, M., Alkan, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxoplasma+secreting+Cre+recombinase+for+analysis+of+host-parasite+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Toxoplasma secreting Cre recombinase for analysis of host-parasite interactions.</a> Nat Methods. 7 (4), 307-309 (2010).</li>
<li>Koshy, A. a, Dietrich, H. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxoplasma+co-opts+host+cells+it+does+not+invade%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+pathog%22%5BJournal%5D)">Toxoplasma co-opts host cells it does not invade.</a> PLoS pathog. 8 (7), (2012).</li>
<li>Madisen, L., Zwingman, T. a, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+robust+and+high-throughput+Cre+reporting+and+characterization+system+for+the+whole+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A robust and high-throughput Cre reporting and characterization system for the whole mouse brain.</a> Nat Neurosci. 13 (1), 133-140 (2010).</li>
<li>Caffaro, C. E., Koshy, A. s, Liu, L., Zeiner, G. M., Hirschberg, C. B., Boothroyd, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+nucleotide+sugar+transporter+involved+in+glycosylation+of+the+Toxoplasma+tissue+cyst+wall+is+required+for+efficient+persistence+of+bradyzoites%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+pathog%22%5BJournal%5D)">A nucleotide sugar transporter involved in glycosylation of the Toxoplasma tissue cyst wall is required for efficient persistence of bradyzoites.</a> PLoS pathog. 9 (5), (2013).</li>
<li>Saeij, J. P. J., Boyle, J. P., Boothroyd, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differences+among+the+three+major+strains+of+Toxoplasma+gondii+and+their+specific+interactions+with+the+infected+host%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+parasitology%22%5BJournal%5D)">Differences among the three major strains of Toxoplasma gondii and their specific interactions with the infected host.</a> Trends in parasitology. 21 (10), 476-481 (2005).</li>
<li>Dubey, J. P., Lindsay, D. S., Speer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((a+Structures+of+Toxoplasma+gondii+tachyzoites%2C+bradyzoites%2C+and+sporozoites+and+biology+and+development+of+tissue+cysts%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Microbiol+Rev%22%5BJournal%5D)">a Structures of Toxoplasma gondii tachyzoites, bradyzoites, and sporozoites and biology and development of tissue cysts.</a> Clin Microbiol Rev. 11 (2), 267-299 Forthcoming.</li>
<li>Prandota, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Possible+Link+Between+Toxoplasma+Gondii+and+the+Anosmia+Associated+With+Neurodegenerative+Diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Alzheimers+Dis+Other+Demen%22%5BJournal%5D)">Possible Link Between Toxoplasma Gondii and the Anosmia Associated With Neurodegenerative Diseases.</a> Am J Alzheimers Dis Other Demen. 29 (3), 205-214 (2014).</li>
<li>Berenreiterová, M., Flegr, J., Kuběna, A., Němec, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+distribution+of+Toxoplasma+gondii+cysts+in+the+brain+of+a+mouse+with+latent+toxoplasmosis%3A+implications+for+the+behavioral+manipulation+hypothesis%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">The distribution of Toxoplasma gondii cysts in the brain of a mouse with latent toxoplasmosis: implications for the behavioral manipulation hypothesis.</a> PloS one. 6 (12), 28925(2011).</li>
<li>Ferguson, D. J., Hutchison, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+ultrastructural+study+of+the+early+development+and+tissue+cyst+formation+of+Toxoplasma+gondii+in+the+brains+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitol+Res%22%5BJournal%5D)">An ultrastructural study of the early development and tissue cyst formation of Toxoplasma gondii in the brains of mice.</a> Parasitol Res. 73 (6), 483-491 (1987).</li>
<li>De Chiara, G., Marcocci, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infectious+agents+and+neurodegeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Infectious agents and neurodegeneration.</a> Mol Neurobiol. 46 (3), 614-638 (2012).</li>
<li>Scott, C. a, Rossiter, J. P., Andrew, R. D., Jackson, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+abnormalities+in+neurons+are+sufficient+to+explain+the+clinical+disease+and+fatal+outcome+of+experimental+rabies+in+yellow+fluorescent+protein-expressing+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">Structural abnormalities in neurons are sufficient to explain the clinical disease and fatal outcome of experimental rabies in yellow fluorescent protein-expressing transgenic mice.</a> J Virol. 82 (1), 513-521 (2008).</li>
<li>Ke, M. -T., Fujimoto, S., Imai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SeeDB%3A+a+simple+and+morphology-preserving+optical+clearing+agent+for+neuronal+circuit+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">SeeDB: a simple and morphology-preserving optical clearing agent for neuronal circuit reconstruction.</a> Nat Neurosci. 16 (8), 1154-1161 (2013).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Dato che i cambiamenti cellulari nelle cellule ospiti infette sono stati collegati a risultati malattia in infezioni da altri organismi intracellulari come l&#39;HIV, la rabbia, e Chlamydia 18,19, abbiamo sviluppato una tecnica che permetta di studiare le interazioni intime che si verificano tra il sistema nervoso centrale ospitare cellulare e Toxoplasma. Il metodo descritto qui realizza questo obiettivo, consentendo immagini efficiente di neuroni con infezione cronica. Prima dello sviluppo di questo...

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 Anita A. Koshy, Carla M. Cabral
to:
Carla M. Cabral, Anita A. Koshy

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Erratum: 3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

L&#39;obiettivo generale di questo metodo è quello di ottenere alta risoluzione, immagini tridimensionali di singoli neuroni che sono infettati dal parassita intracellulare obbligato Toxoplasma gondii. Toxoplasma è spesso considerato uno dei parassiti di maggior successo per la sua vasta gamma ospite intermedio, che comprende l&#39;uomo e roditori. In entrambi gli esseri umani e roditori, dopo l&#39;infezione acuta attraverso l&#39;ingestione di cibo o acqua contaminati, Toxoplasma è in grado di causare una infezione persistente del sistema nervoso centrale convertendo dalla sua forma replica veloce (il tachizoite) per la sua lenta replicante e encysting forma (il bradyzoite ). In individui immunocompetenti, questa infezione CNS latente è pensato per essere relativamente asintomatica, ma in individui immunocompromessi, come i malati di AIDS o pazienti sottoposti a trapianto, recrudescenza del parassita può portare alla fatale encefalite toxoplasmic 1,2. Inoltre, studi recenti have dimostrato che l&#39;infezione latente da Toxoplasma può portare a cambiamenti comportamentali nei roditori 3,4, anche se il meccanismo rimane sconosciuto. Sorprendentemente, nonostante questi dati evidenziano l&#39;importanza dell&#39;interazione CNS- Toxoplasma, relativamente poco si sa su questo rapporto, soprattutto a livello cellulare e molecolare. La possibilità di studiare gli aspetti anche semplici dell&#39;interazione cervello parassita è stata ostacolata in parte dalle limitazioni tecnologiche. Ad esempio, la maggior parte del lavoro dimostrando che i neuroni sono le cellule in cui cisti persistono è stato fatto con microscopia elettronica (EM) 5,6. Anche se EM dà alta risoluzione, è ad alta intensità di tempo, di lavoro, e costoso. Immunofluorescenza (IF) saggi sono stati recentemente utilizzato in combinazione con la microscopia confocale per confermare il lavoro fatto da EM 7. Se le analisi sono tecnicamente facili da eseguire e relativamente poco costoso, ma utilizzando queste tecniche per undertand il rapporto spaziale tra la cisti e il neurone infettato richiede la ricostruzione di serie, che richiede molto tempo, tecnicamente difficile, e può portare alla perdita di preziose informazioni. Così, abbiamo sviluppato un metodo che può essere utilizzato con il modello murino di CNS toxoplasmosi e ci permette di immagine la totalità dei neuroni infetti senza EM o immunoistochimica (IHC). Sviluppando tale tecnica, possiamo cominciare a esplorare il rapporto cellulare tra la cellula infettata e la cisti in modo relativamente rapido e poco costoso. Il metodo abbiamo sviluppato combina più recenti tecniche di compensazione otticamente e sezioni di cervello spessore di imaging mediante microscopia confocale 8 con un sistema che segna in cellule in vivo che sono stati iniettati con proteine ​​parassita 9,10. In questo sistema, abbiamo infettare topi Cre-giornalista che esprimono una proteina fluorescente verde (GFP) solo dopo 11 ricombinazione Cre-mediata con Toxoplasma </em&gt; Ceppi che esprimono una proteina fluorescente rossa (RFP) e iniettano Cre ricombinasi nelle cellule ospiti 9. Questa combinazione ci permette di raccogliere il cervello infetto del mouse dopo l&#39;infezione del sistema nervoso centrale è stabilita, tagliare sezioni di cervello di spessore, e rapidamente individuare le aree di pertinenza immagine trovando la RFP + cisti. È importante notare che, come espressione della GFP cellula ospite dipende unicamente dalla iniezione di Cre da parassiti, infezioni e non su una serie di cellule GFP + non contengono parassiti 10. Poiché l&#39;obiettivo di questo protocollo è quello di essere in grado di immagine intere neuroni infettati, l&#39;attenzione è solo sulla GFP + neuroni che contengono anche un RFP + cisti, ma il protocollo può essere utilizzato anche per l&#39;immagine della GFP + / RFP - neuroni. Una volta che il cervello infetto è raccolto e sezionata, le sezioni sono resi trasparente glicerolo compensazione. Regioni appropriate di sezioni sono poi ripreso con microscopia confocale, almuggito visualizzazione senza precedenti di cellule ospiti infette e parassiti incistate nella loro interezza. Qui forniamo un protocollo completo per l&#39;identificazione, la compensazione ottica, e di imaging infetti neuroni.

<table><tbody><tr><td>Sistema di sezionamento Vibratome serie 1000</td><td>Technical Products International, Inc.</td><td></td><td>Altri vibratomi sono compatibili</td></tr>: <tr><td>Glicerolo</td>, <td>Fisher Scientific,</td><td>BP229-1</td><td></td></tr>, <tr><td>Tween-20</td>, <td>Fisher Scientific</td>, <td>BP337-500</td><td></td></tr>, <tr><td>Vetrini Premium,</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-544-2</td><td></td></tr><tr><td>#1.5, Vetrini coprioggetti</td>, <td>VWR</td><td>48393, 251</td><td></td></tr>, <tr><td>Diamond Scriber</td><td>, VWR</td><td>52865-005</td><td></td></tr>, <tr><td>Zeiss LSM 510 Microscopio metaconfocale</td><td>Zeiss</td><td>LSM 510</td><td></td></tr><tr><td>Ketaject&reg; Ketamina HCl Inj., USP 100 mg/ml</td><td>Western Medical Supply, Inc.</td><td>4165</td><td></td></tr><tr><td>AnaSed&reg; Iniezione di xilazina 20 mg/ml</td><td>Lloyd Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ZsGreen Mice</td><td>Jackson Laboratories</td><td>7906</td><td>B6. Cg-Gt(ROSA)26Sortm6(CAG-ZsGreen1)Hze/J</td></tr><tr>Attrezzature <td></td><td></td><td>chirurgiche</td><td>Pinze per pollice; Forbici fini angolate lateralmente, affilate; Forbici affilate; emostatici di Kelly; Forbici maionese; Micro spatola.</td></tr><tr>Cellule <td></td><td></td><td>dei fibroblasti del prepuzio umano (HFF)</td><td>Si tratta di cellule primarie di prepuzi umani. Li produciamo internamente, ma possono essere acquistati da fornitori esterni.</td></tr><tr><td>Dulbecco's High Glucose Modified Eagles Medium (DMEM)</td><td>HyClone</td><td>SH30081.01</td><td></td></tr><tr><td>Penicillina Streptomycin Solution, 100x</td><td>Corning</td><td>30-002-Cl</td><td></td></tr><tr><td>200 mM L-alanil-L-glutammina</td><td>Corning</td><td>25-015-Cl</td><td></td></tr><tr><td>25 cm2 Pallone a collo inclinato</td><td>Fisher Scientific</td><td>1012639</td><td></td></tr><tr><td>soluzione salina tamponata con fosfato, 1x senza Calcio e magnesio</td><td>VWR</td><td>45000-446</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione salina tamponata con fosfato, 10x, USP Sterile Ultra Pure Grade</td><td>amresco</td><td>K813-500ml</td><td></td></tr><tr><td>Siero fetale bovino</td><td>Gibco</td><td>26140-079</td><td></td></tr><tr><td>Emocitometro Bright-Line</td><td>Sigma-aldrich</td><td>Z359629-1EA</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Brain Slicer Matrix</td><td>Zivic Instruments</td><td>BSMAS005-1</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro di sodio</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP358-1</td><td></td></tr><tr><td>Eparina sale sodico dalla mucosa intestinale suina</td><td>Sigma-aldrich</td><td>H3393-100KU</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldeide</td><td>Fisher Scientific</td><td>O4042-500</td><td></td></tr><tr><td>20 ml Fiale a scintillazione monouso</td><td>Fisher Scientific</td><td>FS74500-20</td><td></td></tr><tr><td>Alcool, etilico, 95%, 190 Prova</td><td>17212945</td><td></td><td>Questo prodotto viene acquistato da un magazzino interno. Altre aziende sono compatibili.</td></tr><tr><td>Imaris Software</td><td>Bitplane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Smalto</td><td></td><td></td> trasparente Altre <td>marche sono compatibili</td></tr><tr><td>Siringa da 10 ml con Luer-Lok</td><td>VWR</td><td>BD309604</td><td>Altre siringhe sono compatibili</td></tr><tr><td>Rubinetto</td><td></td><td></td> a tre vie <td>Qualsiasi marca è compatibile</td></tr><tr><td>Ago</td><td></td><td></td> ipodermico <td>Qualsiasi marca è compatibile - utilizzato per bloccare il mouse.</td></tr><tr><td>Raschietto</td><td></td><td></td> cellulare <td>Qualsiasi marca è compatibile</td></tr><tr><td>Tubo da 25 G x 12", set di raccolta del sangue di sicurezza, con adattatore Luer</td><td>Greiner Bio-One</td><td>450099</td><td>Altre marche sono compatibili</td></tr></tbody></table>

3-d imaging e analisi di neuroni infetti in vivo con toxoplasma gondii

3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

Toxoplasma gondii è un obbligato, parassita intracellulare con una gamma ampia di accoglienza, compresi gli esseri umani e roditori. In entrambi gli esseri umani e roditori, Toxoplasma stabilisce una infezione persistente per tutta la vita nel cervello. Mentre questa infezione cervello è asintomatica nella maggior parte delle persone immunocompetenti, nel feto in via di sviluppo o individui immunocompromessi, come sindrome da immunodeficienza acquisita (AIDS) pazienti, questa predilezione per la persistenza e nel cervello può portare a malattia neurologica devastante. Pertanto, è chiaro che l&#39;interazione cervelli Toxoplasma è fondamentale per la malattia sintomatica prodotto da Toxoplasma, ma abbiamo poco comprensione dell&#39;interazione cellulare o molecolare tra cellule del sistema nervoso centrale (CNS) e il parassita. Nel modello murino di CNS toxoplasmosi è noto da oltre 30 anni che i neuroni sono le cellule in cui il parassita persiste, ma poche informazioni sono disponibili su qualiparte del neurone è generalmente infettato (soma, dendriti, assoni) e se questo rapporto cellulare cambia tra i ceppi. In parte, questa mancanza è secondario alla difficoltà di imaging e visualizzazione interi neuroni infetti da un animale. Tali immagini richiede un complesso di sezionamento di serie e la cucitura del tessuto fotografato al microscopio elettronico o microscopia confocale dopo immunocolorazione. Combinando diverse tecniche, il metodo qui descritto consente l&#39;uso di sezioni spesse (160 micron) per identificare e celle di immagine intera che contengono cisti, permettendo la visualizzazione e analisi del singolo, neuroni cronicamente infette tridimensionale senza bisogno di immunocolorazione, microscopia elettronica , o sezionamento seriale e cuciture. Utilizzando questa tecnica, possiamo cominciare a capire il rapporto cellulare tra il parassita e il neurone infetto.

Figura 7 comprende immagini rappresentative di due cisti contenente GFP + neuroni da 160 micron due differenti sezioni spesse nonché una misurazione rappresentativa della distanza dal cisti-cellula-corpo Figura 7B. Figure 7 A e B illustrano che questa nuova protocollo permette la visualizzazione del neurone infetto nella sua interezza. Figura 7C mostra che con questa tecnica di imaging, è ora possibile quantificare la distanza tra la cisti e ...

Usando questo protocollo, siamo stati in grado di immagine di 160 micron di spessore sezioni di cervello di topi infettati con il parassita Toxoplasma gondii, che consente la visualizzazione e l&#39;analisi del rapporto spaziale tra il parassita encysting e il neurone infetto.

3-D imaging e analisi di neuroni infetti In Vivo Con Toxoplasma gondii

Toxoplasma gondii is an obligate, intracellular parasite with a broad host range, including humans and rodents. In both humans and rodents, Toxoplasma ...

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di visualizzare completamente i neuroni infettati da cisti di Toxoplasma Gandhi. Ciò si ottiene infettando per la prima volta intraperitonealmente i topi reporter Cree con parassiti che esprimono la ciliegia M e sono ingegnerizzati per iniettare la ricombinasi CRE nelle cellule ospiti. Una volta stabilita l'infezione del SNC, il secondo passo consiste nell'eseguire la perfusione transcardiaca con soluzione salina di eparina, seguita da paraldeide al 4%.Successivamente, raccogli il cervello, rimuovi e scarta i bulbi olfattivi e il cervelletto, taglia il cervello rimanente in due metà, quindi seziona le metà in sezioni spesse 160 micron. Il passaggio finale consiste nel pulire le sezioni con soluzioni di interpolazione di glicerolo PBS graduate e montarle su vetrini per l'imaging con microscopia confocale. In definitiva, le immagini possono essere analizzate con un software che consente il rendering e l'analisi 3D e questo metodo può essere utilizzato per mostrare la relazione cellulare tra la cisti e i neuroni infetti.Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti come la serializzazione, il sezionamento, la colorazione e la ricostruzione di sezioni spesse è che elimina i requisiti di colorazione e ricostruzione, entrambi i quali possono essere tecnicamente difficili e richiedere molto tempo. A dimostrare questa procedura sarà Carla Cabral, una specialista di ricerca del mio laboratorio. Inizia questa procedura posizionando il cervello del topo infettato da Toxoplasma Gandhi in una matrice cerebrale per tagli precisi e uniformi, tagliare il cervelletto e i bulbi olfattivi.Quindi tagliare il cervello in due sezioni coronali. A fissare ogni sezione del cervello su un blocco di montaggio del campione con Sano acrl. Successivamente applicare un piccolo blocco di gel Aros al 5% dietro la sezione del cervello per supporto.Tagliare il tessuto in sezioni fisse da 160 micron con un vioma impostato a una velocità di quattro e un'ampiezza di nove. Quindi trasferire le sezioni di tessuto in una fiala di scintillazione riempita con XPBS fresco e refrigerato se devono essere eliminate entro una settimana. Se le sezioni non verranno eliminate entro una settimana, metterle in provette da microcentrifuga da 1,5 millilitri riempite con soluzione conservante criogenica e conservarle a meno 20 gradi Celsius.Ora prepara il 25%50%75% e il 90% in volume di glicerolo in un XPBS più il 2% tra 20. Quindi, rimuovere le sezioni da un XPBS o, se sono in crioconservante, sciacquarle in un XPBS e trasferirle in una fiala di scintillazione contenente 10 millilitri di glicerolo PBST al 25%. Posizionare la fiala coperta su uno shaker.Coprire la fiala per evitare l'esposizione alla luce e incubare a quattro gradi Celsius per 12 ore. Dopo 12 ore, verificare che tutte le sezioni siano affondate sul fondo della fiala. Aspirare il 25% di glicerolo PBST, lasciandone quanto basta per coprire le sezioni.Quindi costruire una fiala con 10 millilitri di glicerolo PBST al 50%. Posizionare la fiala su uno shaker e proteggere dalla luce, incubare a quattro gradi Celsius per altre 12 ore. Ripetere questo processo per il 75% di glicerolo PBST e il 90% di glicerolo PBST, in cui le sezioni rimarranno fluttuanti al centro della fiala.Lasciare le sezioni nel 90% di glicerolo PBST per 24 ore per raggiungere la massima eliminazione. Ora crea un distanziatore tagliando un vetrino di copertura numero 1,5 in cinque pezzi con un righello e una matita con punta di diamante. Scartare il centrotavola e disporre i quattro pezzi esterni su uno scivolo di vetro liscio per creare una finestra.Quindi spennellare lo smalto trasparente sulle cuciture per far aderire i pezzi del distanziatore alla diapositiva nella configurazione corretta. Quindi, trasferire le sezioni su un vetrino utilizzando una pipetta di plastica con la punta tagliata. Assicurati di riempire l'area circostante con glicerolo PBST al 90%.Quindi posizionare con cura un vetrino coprioggetti sulle sezioni e fare attenzione a non introdurre bolle. L'eccesso di glicerolo PBST può essere eliminato con una salvietta priva di lanugine. Dopo. Immagine dei neuroni GFP positivi contenenti cisti di Toxoplasma Gandhi RFP positive con un microscopio confocale al termine, conservare i vetrini in piano e coperti dalla luce a quattro gradi Celsius.Qui sono mostrate le immagini di massima proiezione di neuroni GFP positivi contenenti cisti RFP positive. Questo è un filmato rotazionale 3D della cellula. Questa immagine mostra la misurazione della linea diretta generata dall'iride della distanza tra il bordo della cisti e il bordo del corpo cellulare.In questo esempio, la distanza è misurata come 149 micron, ed ecco un filmato 3D generato dall'IMS che mostra la misurazione dal centro al centro e dal bordo al bordo tra la cisti e il corpo cellulare Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in quattro o cinque giorni se eseguita correttamente seguendo questa procedura. Ulteriori analisi, come il conteggio del numero di manganelli tra dendriti infetti e dendriti non infetti, possono essere eseguite per rispondere a domande come se la cisti interrompa o meno la normale funzione neuronale.

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