Name: Strategie sperimentali per colmare grandi lacune tessuto nel midollo leso spinale dopo acuta e cronica Lesione (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-04-05T16:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 14 s
Description: Scopri strategie sperimentali per colmare grandi difetti tessutali nel midollo spinale lesione utilizzando un sistema di microconnettori meccanici nei ratti. Questo metodo promuove la rigenerazione tissutale e il recupero funzionale.

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Assicurazione Tedesca contro gli Infortuni Legali (DGUV), Commissione di Ricerca della Facoltà di Medicina dell'Università Heinrich-Heine

linee guida istituzionali per la sicurezza degli animali e il comfort sono stati rispettati, e tutti gli interventi chirurgici e la cura degli animali pre e post-chirurgica sono stati forniti nel rispetto della legge sulla protezione degli animali tedesca (Ufficio di Stato, ambientale e tutela dei consumatori del Nord Reno-Westfalia, LANUV NRW ). 1. transezione completa del midollo spinale toracico di ratti femmina Wistar (220 - 250 g) <ol><li> Preparazione del midollo spinale <ol><li> Utilizzare isoflurano anestesia per inalazione (2 - 3% di isoflurano in O 2 / NO 2 con un rapporto di 1: 2) e bolo di Carprofen (sottocutanea [sc] 5 mg / kg). Si raccomanda la combinazione di carprofen e buprenorfina oppioidi (0,02 mg / kg sc). Inizia chirurgia quando palpebra riflesso al tocco leggero con un batuffolo di cotone e zampa ritiro reflex a pizzicare stimolo con una pinza non sono più rispettate. </li><li> Posto l&#39;animale su una coperta di riscaldamento a 37 ° C per mantenere la tempe corpore durante l&#39;intervento e mettere pomata occhio sugli occhi per evitare la secchezza mentre sotto anestesia. </li><li> Shave dorso dell&#39;animale e preparare la pelle con un disinfettante pelle. </li><li> Tagliare la pelle sulla linea mediana lungo le vertebre toraciche per 4 cm con una lama chirurgica e aprirlo. Da questo punto in poi, utilizzare strumenti chirurgici sterilizzati per tutte le procedure (in autoclave o immersione-sterilizzato). </li><li> Ritrarre i muscoli sopra le vertebre toraciche con la fascetta a piccoli muscoli. </li><li> Rimuovere i processi spinosi a livello toracico 8 (Th8) e Th9 con un rongeur osso da clipping cautamente piccoli pezzi di osso fino a quando le ossa vertebrali sono piatte. </li><li> Utilizzare pinze anatomiche per sollevare la colonna vertebrale al processo spinoso Th7 e utilizzare un rongeur per ritagliare piccoli pezzi di osso vertebrale da caudale a rostrale fino a quando una laminectomia viene eseguita a Th8 e Th9. Esporre la dura madre senza danneggiarlo rimuovendo accuratamente pochi e molto piccoli pezzi di osso vertebrale alla volta.</li><li> Bloccare la spina dorsale con 2 pinze di stabilizzazione a processi spinosi Th7 e D10, sollevare l&#39;animale a disaccoppiare i movimenti respiratori dalle vertebre. </li></ol></li><li> Completare Transezione midollo spinale a livello toracico 8/9 <ol><li> Sollevare la dura madre con una pinza sottile, tagliare la dura madre con le forbici occhio fini in direzione trasversale. </li><li> Tenere l&#39;estremità del taglio laterale della dura madre con una pinza sottile e inserire un gancio spinale nello spazio subarachnoidic tra la dura madre e arachnoidea. Evitare danni delle meningi, non pungendo nella pia o dura madre sia con una pinza o il gancio del midollo spinale. </li><li> Ruotare lentamente il gancio per posizionarlo lungo tutto il tessuto del midollo spinale, facendo attenzione a non pungere nella dura (pia è ancora intatto). </li><li> Sollevare il midollo spinale per circa 1 - 2 mm verso l&#39;alto, fino a quando uno spazio è visto dalla parte ventrale tra il tessuto del midollo spinale e dura. </li><li> Inserire le forbici occhi sottili nello spazio between dura e pia e tagliare il midollo spinale, mentre il gancio vertebrale viene lasciato in sede. </li><li> Sollevare i due monconi del midollo spinale con due pinze e garantire la completa visivamente transection. </li><li> Per gli animali di controllo-lesionati e animali con una lesione cronica, chiudere la dura dai punti staccati con monofilamento non assorbibili 9,0 discussioni. </li><li> Per le lesioni croniche seguire parte 1.6. </li></ol></li><li> Mms impianto <ol><li> Posizionare MMS sopra il sito della lesione con i due tubi che si trovano su ciascun lato laterale della vertebra e abbassarlo nella cavità lesione. </li><li> tubi sutura ai muscoli a lato della vertebra con non riassorbibile 4-0 filo per assicurare la stabilizzazione del MMS. Garantire una fissazione degli MMS utilizzando forcipe durante questa fase. </li><li> Rimuovere il pin del connettore MMS tagliando con un paio di forbici sottili. </li><li> Chiudere la dura sopra l&#39;MMS e suturare con 9,0 fili. </li><li> Attaccare un tubo alla pompa da vuoto, e sigillarel&#39;altra da bloccaggio. </li><li> Applicare una leggera pressione negativa per l&#39;MMS da una pompa a vuoto attraverso il tubo aperto, succhiando i ceppi del midollo spinale nel lume MMS. Applicare la pressione negativa per alcuni minuti (al massimo per 10 minuti) e monitorare da sensori (250 - 350 mbar). </li><li> Tagliare i tubi vicino alle MMS e rimuovere i tubi. Continuare con passo 1.6. </li></ol></li><li> Resezione di tessuto del midollo spinale Compresa la cicatrice lesione cronica alla settimana 5 dopo lesione iniziale <ol><li> Seguire i punti 1.1.1 - 1.1.5. </li><li> Identificare tessuto cicatriziale da comparsa marrone-giallo e del tessuto rigido sulla parte superiore del midollo spinale. Rimuovere delicatamente gli strati superficiali del tessuto cicatriziale tenendo con una pinza sottile e il taglio con le forbici sottili. Con questo metodo, riaprire il sito di laminectomia per esporre il tessuto che contiene l&#39;area lesioni del midollo spinale. Smettere di preparazione quando la sutura dura è identificato visivamente. </li><li> Bloccare la spina dorsale del 2 stabilizzazione morsetti a rotazioneprocessi OU TH7 e TH10, e quindi elevare l&#39;animale a disaccoppiare i movimenti respiratori dalle vertebre. </li><li> Con un piccolo righello cartone misurare l&#39;area del midollo spinale che deve essere asportato (lunghezza: 4 mm) e segnare i bordi di questo rispettiva area di tessuto con incisioni trasversali per consentire la successiva rimozione del tessuto. </li><li> Rimuovere tessuto cicatriziale tramite una combinazione di taglio e aspirazione. Estrarre il tessuto che è stato separato dal midollo spinale con le incisioni trasversali. Utilizzare una leggera aspirazione ogni volta che è sufficiente per consentire la rimozione del tessuto. Inoltre, ogni volta che la consistenza rigida del tessuto cicatriziale rende aspirazione dei tessuti troppo difficile, usare le forbici sottili per tagliare e rimuovere questo tessuto. </li><li> Inserire un pezzo (circa 5 mm x 5 mm x 5 mm cubo) di emostatico spugna di gelatina nella fessura del tessuto fino placa sanguinamento. La spugna di gelatina si stringe appena è imbevuto di liquido. </li></ol></li><li> IMPLAntazione di PEG 600 <ol><li> Preparare 1 ml di puro diluito PEG 600 iniettabile per riscaldamento a 37 ° C. </li><li> Rimuovere spugna di gelatina. </li><li> Inserire quantità sufficiente (circa 5 - 7 ml) del PEG nella fessura utilizzando una siringa da 10 microlitri o una pipetta 10 microlitri. </li><li> coprire con cura la zona con un pezzo (circa 5 mm x 4 mm) di sostituzione del sigillante / dura. </li><li> Fissare il sigillante circonda il tessuto muscolare con qualche goccia di colla tessuto. Posizionare il sigillante sulla parte superiore del gap resezione PEG-riempita. Per evitare lo slittamento del sigillante, utilizzare piccole gocce di colla tessuto per fissare gli angoli del sigillante al tessuto muscolare circostante. Nota: evitare la fuoriuscita del collante del tessuto sul tessuto del midollo spinale! </li></ol></li><li> Chiusura di tessuti e postoperatoria cura <ol><li> muscoli di sutura e strato di pelle per lo strato con punti staccati con intrecciati assorbibili 4-0 discussioni </li><li> Iniettare 2 × 2,5 ml di cloruro di sodio (NaCl[0.9%]) a 36 ° C sc per la reidratazione dopo l&#39;intervento. Una singola iniezione di 5 ml NaCl allungherebbe pelle dell&#39;animale e potrebbe causare danni inutili per l&#39;animale. Non lasciare incustoditi animale fino a quando viene ripreso piena coscienza. </li><li> Iniettare carprofen giornaliero (sc 5 mg / kg) per almeno 2 giorni dopo l&#39;intervento. Animal House in un&#39;unica gabbia durante i primi 2 giorni, poi in gruppi di 2-3. </li><li> Applicare trattamento antibiotico (somministrazione orale giornaliera dell&#39;enrofloxacina) per la prima settimana post-operatorio. </li><li> Fare vescica manuale svuotamento a due o tre volte al giorno da accarezzando delicatamente il ventre dell&#39;animale da rostrale a caudale. Fare attenzione a non spostare la colonna vertebrale dell&#39;animale e non sollevare l&#39;animale in coda. annullare manualmente la vescica dell&#39;animale completamente spinalized tutti i giorni durante il tempo di sopravvivenza generale. Bisogna fare attenzione a posizionare pellet cibo e bottiglie d&#39;acqua in una altezza che può essere raggiunto dagli animali senzain piedi sulle loro hindpaws. Anche se essere lesi nella funzione posteriori trimestre, gli animali si muovono ed esplorare le gabbie attivamente subito dopo l&#39;intervento chirurgico. Si raccomanda di tenere i topi in gruppi socievoli. </li><li> Per le lesioni croniche lasciare un tempo di sopravvivenza degli animali di cinque settimane prima resezione cicatrice. Seguire i punti 1.4. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Ramer, L. M., Ramer, M. S., Bradbury, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restoring+function+after+spinal+cord+injury%3A+towards+clinical+translation+of+experimental+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet.+Neurology%22%5BJournal%5D)">Restoring function after spinal cord injury: towards clinical translation of experimental strategies.</a> The Lancet. Neurology. 13 (12), 1241-1256 (2014).</li>
<li>McDonald, J. W., Howard, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repairing+the+damaged+spinal+cord%3A+a+summary+of+our+early+success+with+embryonic+stem+cell+transplantation+and+remyelination%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Repairing the damaged spinal cord: a summary of our early success with embryonic stem cell transplantation and remyelination.</a> Prog. Brain Res. 137, 299-309 (2002).</li>
<li>Yoon, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+spinal+cord+injury+treatment+using+autologous+bone+marrow+cell+transplantation+and+bone+marrow+stimulation+with+granulocyte+macrophage-colony+stimulating+factor%3A+Phase+I%2FII+clinical+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Complete spinal cord injury treatment using autologous bone marrow cell transplantation and bone marrow stimulation with granulocyte macrophage-colony stimulating factor: Phase I/II clinical trial.</a> Stem Cells. 25 (8), 2066-2073 (2007).</li>
<li>Brotchi, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrinsic+spinal+cord+tumor+resection%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Intrinsic spinal cord tumor resection.</a> Neurosurgery. 50 (5), 1059-1063 (2002).</li>
<li>Estrada, V., Tekinay, A., Muller, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+ECM+mimetics%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Neural ECM mimetics.</a> Prog. Brain Res. 214, Chapter 16 391-413 (2014).</li>
<li>Tetzlaff, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Systematic+Review+of+Cellular+Transplantation+Therapies+for+Spinal+Cord+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22J.Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">A Systematic Review of Cellular Transplantation Therapies for Spinal Cord Injury.</a> J.Neurotrauma. 28 (8), 1611-1682 (2010).</li>
<li>Brazda, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mechanical+microconnector+system+for+restoration+of+tissue+continuity+and+long-term+drug+application+into+the+injured+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">A mechanical microconnector system for restoration of tissue continuity and long-term drug application into the injured spinal cord.</a> Biomaterials. 34 (38), 10056-10064 (2013).</li>
<li>Estrada, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-lasting+significant+functional+improvement+in+chronic+severe+spinal+cord+injury+following+scar+resection+and+polyethylene+glycol+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol.+Dis%22%5BJournal%5D)">Long-lasting significant functional improvement in chronic severe spinal cord injury following scar resection and polyethylene glycol implantation.</a> Neurobiol. Dis. 67, 165-179 (2014).</li>
<li>Rasouli, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resection+of+glial+scar+following+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J.Orthop.Res%22%5BJournal%5D)">Resection of glial scar following spinal cord injury.</a> J.Orthop.Res. 27 (7), 931-936 (2009).</li>
<li>Schira, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Significant+clinical%2C+neuropathological+and+behavioural+recovery+from+acute+spinal+cord+trauma+by+transplantation+of+a+well-defined+somatic+stem+cell+from+human+umbilical+cord+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Significant clinical, neuropathological and behavioural recovery from acute spinal cord trauma by transplantation of a well-defined somatic stem cell from human umbilical cord blood.</a> Brain. 135, Pt 2 431-446 (2011).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Qui due diversi approcci chirurgici vengono presentati per colmare le lacune del tessuto del midollo spinale dopo (1) transezione completa acuta e MMS impianto e (2) cronica lesione del midollo spinale e la rimozione della cicatrice fibrosa più PEG matrice impianto. Entrambe le strategie portano alla conservazione dei tessuti e la rigenerazione assonale nonché significativo locomotoria miglioramento funzionale degli animali trattati. Per MMS impianto un&#39;adeguata fissazione dei MMS all&#39;interno del midollo spinale...

Una lesione traumatica al midollo spinale porta non solo alla perdita di assoni ma ulteriori risultati in difetti del tessuto che impediscono tutte le risposte rigenerativi (per una rassegna vedi 1,2). tessuto del midollo spinale spesso si perde attraverso la degenerazione secondaria che porta alla formazione di cisti o buchi dentro e intorno alla zona della lesione. La maggior parte degli interventi terapeutici sperimentali si concentrano su incompleti danni al midollo spinale come transezione, schiacciare o contusione lesioni parziali con un bordo residuo di tessuto sano. Per le lesioni complete come transections totali derivanti da incidenti traumatici o interventi chirurgici, come la resezione del tumore, sono disponibili solo le opzioni di trattamento molto limitate oggi 3,4. Dopo la completa resezione, la tensione meccanica dei risultati di tessuto del midollo retrazione ceppo, lasciando un piccolo spazio nel midollo spinale. La maggior parte delle strategie si concentrano su colmare questa lacuna con tessuti, cellule o matrici 5,6. Qui, una strategia differentesi presenta, cioè riadattamento dei monconi separati mediante un dispositivo microconnettore novel 7. Per riadattare i due monconi, forza meccanica deve essere applicata come una pressione leggermente negativa per raggiungere questo (Figura 1). Il sistema microconnettore meccanico (MMS) è un sistema multi-canale di polimetilmetacrilato (PMMA) con fori a forma di nido d&#39;ape (Figura 1A) e provvisto di un sistema tubo di uscita. Si è impiantato nella fessura tessuto risultante dalla completa transection midollo spinale nel ratto (Figura 1C). Un tubo può essere collegato ad una pompa a vuoto per applicare una pressione negativa alle MMS (Figura 1D). La pressione tira le sconnesse ceppi del midollo spinale nei fori a forma di nido d&#39;ape dei MMS, che hanno pareti microstrutturate per tenere il tessuto in posizione quando la pressione viene rilasciata (Figura 1B). Il tubo può essere lasciato intatto dopo l&#39;intervento e collegato ad un minipompa osmotica in ordineinfondere sostanze nel nucleo lesione (Figura 1E-F). Oltre ad una transezione acuta del midollo spinale altro tipo di risultati completi lesione da rimozione chirurgica di un tumore spinale o un solido cicatriziale lesione cronica che porta a grandi lacune del tessuto di alcuni millimetri, che non possono essere superati mediante i MMS finora. La maggior parte dei pazienti con trauma del midollo spinale soffrono di lesioni croniche. In questi pazienti, una cicatrice completamente sviluppato occupa il nucleo lesione. La rimozione chirurgica della cicatrice lesione è un concetto per il trattamento che è attualmente indagato dopo SCI sperimentale 8,9. Mentre la procedura di resezione stessa può essere eseguita senza causare notevoli danni aggiuntivi, il divario tessuto risultante deve essere colmato con una matrice adatta che consente e promuove la rigenerazione dei tessuti e, nel caso specifico delle lesioni del midollo spinale, la rigenerazione delle fibre nervose per mantenere e promuovere le funzioni dell&#39;apparato locomotore. Eratrovato che a basso peso molecolare polietilene glicole (PEG 600) è un materiale molto adatto per questo scopo. La sua mancanza di immunogenicità e la viscosità molto bassa consentono un&#39;agevole integrazione nel tessuto circostante. Inserimento del biopolimero solo promuove l&#39;invasione delle cellule benefiche, comprese le cellule endoteliali, cellule di Schwann periferiche e astrociti, e - molto importante - la rigenerazione e l&#39;allungamento degli assoni di discendente e ascendente tratti di fibre così come la loro ensheathment da mielina compact 8. Queste risposte rigenerativa sono stati trovati ad essere accompagnato da lunga durata miglioramenti funzionali. La combinazione della resezione di tessuto cicatriziale e conseguente impianto di PEG 600 presenta un mezzo sicuro e semplice, ma molto efficace per colmare notevoli difetti del tessuto del midollo spinale.

<table><tbody><tr><td>PEG 600 Ph Eur&nbsp;</td><td>Merck/VWR&nbsp;</td><td>8.170.041.000</td><td></td></tr><tr><td>Spugna di gelatina Gelastypt &nbsp;</td><td>sanofi Aventis</td><td>PZN-8789582</td><td></td></tr><tr><td>Sigillante Nescofilm&nbsp;</td><td>Roth</td><td>2569.1</td><td></td></tr><tr><td>Baytril</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl (Carpofen)</td><td>Pfizer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Forene (Isoflurano)</td><td>Abbvie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kodan (disinfettante per la pelle)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Histoacryl (colla per tessuti)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Friedman-Pearson Rongeur, tazza da 1 mm, dritta&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>16020-14</td><td></td></tr><tr><td>Micro Spatola due in uno - 12 cm&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>10091-12</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 Pinze - Inox Medical&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>11273-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Pinze - Inox Medical&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-25</td><td></td></tr><tr><td>Gancio per midollo spinale&nbsp;</td><td>Strumenti per la scienza fine</td><td>10162-12</td><td></td></tr><tr><td>Forbici&nbsp;</td><td>Strumenti per scienze fini</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Morsetto&nbsp;</td><td>Aesculap</td><td>EA016R</td><td></td></tr><tr><td>Ethicon Vicryl 4-0</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Augen- und Nasensalbe</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Forcipe anatomico&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>11000-13</td><td></td></tr><tr><td>Divaricatore autobloccante&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>Morsetto per la pelle&nbsp;</td><td>Strumenti per le scienze fini</td><td>13008-12</td><td></td></tr><tr><td>Aluspray&nbsp;</td><td>Selectavet</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

strategie sperimentali per colmare grandi lacune tessuto nel midollo leso spinale dopo acuta e cronica lesione

Experimental Strategies to Bridge Large Tissue Gaps in the Injured Spinal Cord after Acute and Chronic Lesion

Dopo una lesione del midollo spinale (SCI) si forma una cicatrice nel nucleo della lesione che ostacola la rigenerazione assonale. Colmare il luogo della ferita dopo un insulto al midollo spinale, resezioni tumorali, o difetti del tessuto derivanti da incidenti traumatici possono aiutare a facilitare la riparazione dei tessuti in generale, così come la crescita di rigenerazione delle fibre nervose nella e oltre la zona interessata. Due strategie terapeutiche sperimentali sono presentati: (1) l&#39;impianto di un nuovo dispositivo microconnettore in una toracico midollo spinale di ratto acutamente e completamente sezionato per riadattare reciso ceppi tessuto del midollo spinale, e (2) riempimento polietilenglicole del sito SIC nei ratti cronicamente lesionati dopo la resezione cicatrice. La lesione del midollo spinale cronica in questo modello è un transection del midollo spinale completo che è stato inflitto 5 settimane prima del trattamento. Entrambi i metodi hanno recentemente ottenuto risultati molto promettenti e promosso ricrescita assonale, benefica invasione cellulare e miglioramenti funzionaliin modelli di roditori di lesioni del midollo spinale. Il sistema microconnettore meccanico (MMS) è un sistema multi-canale composto da polimetilmetacrilato (PMMA) con un sistema di tubo di uscita per applicare pressione negativa per l&#39;MMS lume tirando così i monconi del midollo spinale nei fori a nido d&#39;ape-strutturato. Dopo il suo impianto nella fessura tessuto 1 millimetro il tessuto viene aspirata nel dispositivo. Inoltre, le pareti interne delle MMS sono microstrutturata per una migliore aderenza dei tessuti. Nel caso dell&#39;approccio cronica lesioni del midollo spinale, midollo spinale tessuto - compresa la zona della lesione cicatriziale-riempita - viene resecato su una superficie di 4 mm di lunghezza. Dopo resezione cicatriziale microchirurgico la cavità risultante è riempita con polietilene glicole (PEG 600), che è stato trovato fornire un eccellente substrato per invasione cellulare, rivascolarizzazione, rigenerazione assonale e anche remyelination compatta in vivo.

Tissue Conservazione, assonale ricrescita e beneficio funzionale di MMS impianto dopo acuta transezione completa del midollo spinale E &#39;dimostrato che l&#39;impianto acuta degli MMS stabilizzato i completamente sezionato ceppi midollo spinale e diminuito il restringimento del tessuto (Figura 2A contro B). Come visualizzato da Trichrome colorazione nelle sezioni sagittali, il verde colorazione del tessuto connettivo de...

Le gravi lesioni del midollo spinale spesso provocano difetti tissutali. Vengono descritte due possibilità per colmare con successo tali lacune per promuovere l'adattamento tissutale, le risposte rigenerative e il miglioramento funzionale nei ratti attraverso l'impianto di un sistema di microconnettori meccanici dopo una lesione acuta e cinque settimane dopo la completa transezione del midollo spinale.

Strategie sperimentali per colmare grandi lacune tessuto nel midollo leso spinale dopo acuta e cronica Lesione

After a spinal cord injury (SCI) a scar forms in the lesion core which hinders axonal regeneration. Bridging the site of injury after an insult to the ...

L'obiettivo generale di questo video è illustrare il metodo di assemblaggio-disassemblaggio-organizzazione-riassegnamento (ADOR) per preparare nuovi materiali zeolitici, disassemblando una zeolite preassemblata nei suoi componenti e successivamente riorganizzandoli e riunendoli in modi diversi per formare nuovi materiali. Le zeoliti sono solidi estremamente importanti utilizzati in diversi settori, dai catalizzatori per raffinerie petrolifere ai rivestimenti antibatterici su dispositivi medici. Il metodo ADOR per la preparazione delle zeoliti è molto diverso rispetto ai metodi tradizionali di sintesi zeolitica.E di conseguenza, i tipi di materiali che possiamo preparare differiscono altresì. Questo apre numerose opportunità per nuove applicazioni. In questo video vi mostreremo come sintetizzare due nuovi zeoliti con dimensioni di poro diverse: IPC-4, che presenta la dimensione di poro più piccola, e il più grande IPC-2.Per assemblare la zeolite germanio-UTL genitrice, sciogliere prima 1,08 grammi di biossido di germanio in 15 millilitri di una soluzione dell'agente indirizzante la struttura. Aggiungere 1,246 grammi di biossido di silicio fumato, in porzioni, alla soluzione e mescolare per ulteriori 30 minuti fino a formare una soluzione omogenea. Trasferire il gel risultante in un'autoclave rivestita in politetrafluoroetilene.Quindi posizionarlo in un forno e riscaldare a 175 gradi Celsius per 10 giorni. Dopo 10 giorni, rimuovere l'autoclave dal forno e lasciarlo raffreddare naturalmente a temperatura ambiente. Recuperare il prodotto zeolitico bianco mediante filtrazione.Sciacquare con abbondante quantità di acqua prima di asciugare il zeolite a 70 gradi Celsius durante la notte. Rimuovere l'agente direttivo della struttura dai pori del zeolite riscaldando il zeolite a 550 gradi Celsius a un ritmo di 1 grado Celsius al minuto, quindi mantenere la temperatura a 550 gradi Celsius per sei ore prima di raffreddare a temperatura ambiente a un ritmo di 2 gradi Celsius al minuto. Registrare un diffrattogramma a raggi X su polvere per confermare la struttura, seguendo il protocollo del produttore.Conservare la zeolite calcinata in un'atmosfera secca e inerte per prevenire l'idrolisi del materiale. Per disassemblare la zeolite madre, idrolizzare il germanosilicato UTL per formare IPC-1P aggiungendo 1 grammo di zeolite calcinata a 160 millilitri di una soluzione di acido cloridrico 0,1 molare. Dopo aver riscaldato questa miscela a 95 gradi Celsius per 18 ore, raffreddare a temperatura ambiente e recuperare il solido per filtrazione utilizzando carta da filtro.Lavare il solido con abbondante quantità di acqua ed essiccare a 70 gradi Celsius durante la notte. I passaggi finali consistono nell'organizzare e riassemblare l'IPC-1P nei nuovi zeoliti. Per preparare la zeolite IPC-4, mettere 0,5 grammi di IPC-1P in un crogiuolo di ceramica.Riscaldare il campione a 575 gradi Celsius con una velocità di riscaldamento di 1 grado Celsius al minuto. Successivamente, mantenere la temperatura a 575 gradi Celsius per sei ore, prima di raffreddare a temperatura ambiente con una velocità di 2 gradi Celsius al minuto. Acquisire uno spettro di diffrazione a raggi X su polvere per confermare la struttura, seguendo il protocollo del produttore.Per preparare il zeolite IPC-2, aggiungere 0,5 grammi di IPC-1P a 10 millilitri di soluzione di acido nitrico 1,0 molare. Successivamente, aggiungere 0,1 grammi di dietossilmetilsilano alla soluzione. Trasferire la soluzione in un'autoclave rivestita in politetrafluoroetilene.Riscaldare in forno a 175 gradi Celsius per 18 ore. Rimuovere l'autoclave dal forno e lasciarlo raffreddare naturalmente a temperatura ambiente. Recuperare il prodotto bianco per filtrazione, lavarlo con abbondante acqua e asciugarlo a 70 gradi Celsius per tutta la notte.Posizionare il prodotto in un crogiolo di ceramica e riscaldare seguendo un protocollo di riscaldamento e raffreddamento. Infine, acquisire uno spettro di diffrazione a raggi X su polvere per confermare la struttura, utilizzando il protocollo del produttore. La preparazione di IPC-4 inizia con il germanio UTL preassemblato.L'esposizione a una soluzione acida 0,1 molare provoca il disassemblaggio, che forma IPC-1P. Gli strati di IPC-1P vengono quindi organizzati in un'orientazione favorevole. A questo punto, gli strati vengono riassemblati in un zeolite attraverso una condensazione per formare IPC-4.Qui viene mostrato il processo generale per la preparazione di IPC-2. L'esposizione a una soluzione acida 0,1 molare porta alla formazione di IPC-1P, come in precedenza. Successivamente, vengono introdotte ulteriori specie di silicio tra gli strati dell'IPC-1P risultante per organizzare il sistema.Gli strati vengono quindi riassemblati in un zeolite tramite condensazione per formare IPC-2. La differenza tra i materiali finali IPC-2 e IPC-4 è la dimensione dei pori, causata dall'introduzione di silicio aggiuntivo tra gli strati. La differenza tra le due strutture può essere osservata nei pattern di diffrazione a raggi X.Il picco più intenso per IPC-2 si trova a un angolo 2-theta inferiore rispetto a quello di IPC-4, indicando che possiede una cella unitaria più grande. Altre tecniche, come esperimenti di adsorbimento di azoto, possono essere utilizzate per visualizzare la differenza nella dimensione dei pori tra i materiali. IPC-4 ha una capacità di adsorbimento dell'azoto inferiore rispetto a IPC-2, mentre la zeolite madre UTL presenta la capacità più elevata per l'azoto.Una volta padroneggiato, questo processo rappresenta un metodo affidabile e generale per la produzione di zeoliti. Le variazioni della procedura, reperibili in letteratura, possono portare ad altre zeoliti come IPC-6, IPC-7, IPC-9 e IPC-10. Dopo il suo sviluppo, questa tecnica ha aperto la strada ai ricercatori nel campo delle zeoliti per esplorare la sintesi di materiali precedentemente ritenuti irrealizzabili.Questo tipo di lavoro apre grandi possibilità per la preparazione di zeoliti con nuovi tipi di struttura, che speriamo possano successivamente portare a nuove applicazioni. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come eseguire il processo ADOR e, con un po' di pratica, si dovrebbe essere in grado di apportare le modifiche elencate nella letteratura scientifica per ottenere tutti gli altri zeoliti possibili. I principali vantaggi di questa tecnica sono che i materiali finali sono effettivamente prevedibili e che la porosità del solido finale è controllabile in un modo non possibile nella sintesi tradizionale delle zeoliti.Generalmente, le persone nuove a questo metodo incontrano difficoltà perché esso va contro il modo di pensare usualmente adottato. Piuttosto che costruire il materiale dal basso verso l'alto, si inizia prelevando un materiale e smontandolo, per poi ricostruirlo nuovamente in un materiale con una nuova struttura.

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La combinazione di innesto del nervo periferico e Matrix modulazione di riparare il cavo feriti Rat spinale

Fonte: Lee, Y., et.al. Trapianto di cellule di Schwann all'interno di condotti PVDF-TrFE per colmare i monconi del midollo spinale di ratto transetto per promuovere la rigenerazione degli assoni attraverso il divario. J. Vis. Exp. (2017)Questo video mostra l'uso di un condotto polimerico piezoelettrico seminato con cellule di Schwann per promuovere la rigenerazione degli assoni in un midollo spinale di ratto sezionato. Il condotto fornisce una guida strutturale, mentre le sue proprietà...

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Matrici di fibrina che contengono fattori di crescita sono stati usati per mantenere le cellule staminali neurali innestate nei siti di completo recisione del midollo spinale. Cellule trapiantate completamente riempite la cavità della lesione e differenziate in diversi tipi di cellule neurali, tra cui i neuroni che si estendevano assoni nel midollo spinale ospite su lunghe distanze.

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Il trattamento della lesione del midollo spinale cervicale sia con peptidi autoassemblanti (SAP) che con cellule precursori neurali (NPC), insieme a fattori di crescita, è un approccio promettente per promuovere la rigenerazione e il recupero. Viene stabilito un modello di ratto con clip per contusione/aneurisma da compressione di lesione spinale cervicale e un trattamento combinato che prevede l'iniezione di SAP e il trapianto di NPC.

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Lesioni del midollo spinale è una condizione traumatica che provoca grave morbilità e mortalità elevata. In questo lavoro descriviamo in dettaglio un modello contusione di lesioni del midollo spinale nei topi seguita da un trapianto di cellule staminali neurali.

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