Name: Le misurazioni spaziali di perfusione, interstiziale pressione del fluido e liposomi accumulo nei tumori solidi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min
Description: Scopri la mappatura spaziale della perfusione tumorale, della pressione interstiziale e dell'accumulo di liposomi nei tumori solidi. Questo metodo avanzato permette di studiare la distribuzione eterogenea delle nanoparticelle.

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Gli autori desiderano ringraziare il Dr. Javed Mahmood per l'assistenza nella coltura delle cellule MDA-MB-231 e nell'impianto degli xenotrapianti MDA-MB-231, Linyu Fan per la preparazione dei liposomi CT. Shawn Stapleton è grato per il finanziamento del programma di borse di studio post-laurea per la ricerca in scienze naturali e ingegneria e dell'iniziativa strategica della Terry Fox Foundation per l'eccellenza nella ricerca sulle radiazioni per il 21° secolo (EIRR21) presso il CIHR. Questo studio è stato supportato da sovvenzioni del Terry Fox New Frontiers Program (020005) e del Canadian Institutes of Health Research (102569).

Tutti gli esperimenti in vivo sono stati eseguiti in un protocollo approvato dal Comitato Istituzionale cura degli animali e Usa University Health Network. 1. Modello Animal <ol><li> Cultura tra i 5 a 7 x 10 6 MDA-MB-231 cellule di adenocarcinoma mammario tumorali in DMEM insieme con 10% siero fetale bovino (FBS) e 100x di diluizione della penicillina-streptomicina. </li><li> Celle di raccolta quando sono 80% confluenti utilizzando una soluzione di tripsina-EDTA 0,05%. Dopo 3-5 min neutralizzare tripsina-EDTA con un volume 3x di DMEM. Prendete una un&#39;aliquota 15 microlitri di cellule e contare con un emocitometro. Centrifugare le cellule in un pellet per 5 minuti a 200 xg, e risospendere in HBS ad una concentrazione di 10 x 10 6 cellule per ml. </li><li> Implant sottocutanea (SC) tumori iniettando 1 a 2 x 10 6 cellule dell&#39;arto posteriore di ogni 8 a 12 settimane di età topo femmina SCID (n = 5). Utilizzare un ago da 25 G standard per l&#39;iniezione. </li><li> Monitor tumor crescita usando pinze (Volume = 0,5 x lunghezza x larghezza 2) e avviare le misure una volta che i tumori SC hanno raggiunto un volume&gt; 200 mm 3 (circa 7 a 9 giorni). </li></ol> 2. CT-liposomi preparazione e caratterizzazione <ol><li> liposomi Preparazione <ol><li> Sciogliere i componenti lipidici (200 mmol / L) per CT-liposomi, tra cui 1,2-dipalmitoil-sn-glycero-3-phosphocholine (DPPC), il colesterolo (CH), e 1,2-distearoil-sn-glycero-3 -phosphoethanolamine-N-poli (glicole etilenico) (2000 DSPE-PEG2000) in etanolo anidro a 70 ° C in un rapporto molare di 55: 40: 5 DPPC: CH: DSPE-PEG2000. </li><li> Evaporare etanolo mantenendo calore a 70 ° C, quindi aggiungere l&#39;agente di contrasto iohexol CT (300 mg / ml di iodio) alla soluzione tale che la concentrazione di lipidi finale è di 100 mM. </li><li> Mantenere la soluzione a 70 ° C per 4 ore con vortex frequenti. </li><li> Per ottenere vescicole unilamellari, estrudere il campione 5 times attraverso due impilati 200 membrane con pori nm ad una pressione di 250 psi ed estrudere nuovamente 5 cicli attraverso due membrane impilate dimensione dei pori 80 nm a 400 psi utilizzando 10 ml di lipidi estrusore. Pipettare un volume di 10 ml di liposomi nell&#39;estrusore all&#39;inizio di ogni ciclo di estrusione e raccogliere in uno sterile conica tubo o fiala di vetro dopo ogni ciclo di estrusione. </li><li> Rimuovere il ioexolo non-incapsulato con 16 ore di dialisi, con un peso molecolare di 100 kDa tagliato (MWC) sacchetto di dialisi contro un volume in eccesso di 250 volte di 0,02 soluzione mM HEPES-buffered saline (HBS, pH 7,4). Ad esempio, inserire 1 ml di soluzione di liposomi all&#39;interno del sacchetto di dialisi con 250 ml di HBS fuori del sacchetto in un becher. </li><li> Concentrato CT-liposomi che utilizzano un sistema di flusso nomico 750.000 MWC commerciale tangenziale in base alle istruzioni del produttore. Concentrato ad una concentrazione di iodio finale di circa 55 mg ml -1. </li></ol></li><li> liposomi Caratterizzazione <ol><li> Misurare l&#39;efficienza di incapsulamento da rottura CT-liposomi con un volume in eccesso di 10 volte di etanolo per rilasciare il ioxehol e poi diluite con un volume in eccesso di 100 volte di acqua deionizzata (ossia 10 ml di liposomi rotti con 100 ml di etanolo e poi diluito ad un volume finale di 10 ml). </li><li> Determinare la concentrazione ioexolo usando uno spettrometro UV con rilevamento ad una lunghezza d&#39;onda di 245 nm. Calcolare l&#39;efficienza incapsula prendendo la quantità rapporto tra agente ioexolo rilasciato alla quantità di agente aggiunto durante la preparazione. </li><li> Misurare il potenziale zeta diametro e idrodinamico utilizzando un sistema analizzatore di dimensione delle particelle di dispersione della luce dinamica secondo le istruzioni del produttore. Diluire la soluzione CT-liposomi da 200x (cioè 5 ml di liposomi in 1 ml di volume finale) in acqua deionizzata per facilitare misurazioni. </li></ol></li></ol> 3. CT Imaging di Tumor microcircolazione e CT-liposomiDistribuzione NOTA: seguire le istruzioni del produttore per l&#39;esecuzione di una scansione volumetrica se si usa la versione differente o le attrezzature del software. <ol><li> Anestetizzare ogni mouse utilizzando 2% isoflurano miscelato con aria o ossigeno medica e confermare pizzicando la punta e osservando alcuna reazione. Applicare una pomata per gli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. Immobilizzare animale in posizione prona con nastro adesivo zampe ad una scheda di plastica sottile. </li><li> Posizionare un personalizzato 27 G catetere, collegato a 20 cm di tubi PE10, nella vena della coda laterale e fissare con diversi pezzi di nastro adesivo. </li><li> Preparare una siringa da 1 ml a contenere almeno 200 ml di CT-liposomi. Preparare una siringa da 1 ml con soluzione salina da utilizzare per irrigare il catetere. Infine, preparare una siringa da 1 ml con almeno 150 ml di iohexolo libero mescolato con soluzione salina (9: 1 rapporto in volume). </li><li> Posizionare il mouse prona sul piano dello scanner micro-CT. Utilizzare il sistema di posizionamento del laser per posizionare il Tumor approssimativamente nello stesso orientamento per ogni scansione. </li><li> Posizionare la siringa CT-liposomi in una pompa a siringa e collegare il catetere alla siringa. Impostare la velocità della pompa di 10 ml al secondo. </li><li> Inizializzare il sistema effettuando una scansione calibrazione chiaro-scuro utilizzando il software console scanner CT. Selezionare l&#39;opzione di scansione chiaro-scuro per ogni protocollo di imaging di interesse, selezionare luminoso-scuro dal menu a discesa e premere il pulsante di scansione per avviare la calibrazione. </li><li> Eseguire volumetrico anatomica micro-CT del tumore prima di qualsiasi iniezione mezzo di contrasto. Guardate l&#39;indicatore software della console CT scanner per garantire la sicurezza CT scanner interblocchi sono state cancellate. Sulla console di scansione selezionare CT scanner selezionare una energia dei raggi X di 80 kV, una corrente tubo di 70 mA, e cattura 1.000 proiezioni di immagini nel corso del tempo 16 sec. Premere il pulsante di scansione per avviare la scansione. </li><li> Utilizzare la pompa a siringa per iniettare un bolo di CT-liposomi ad una concentrazione di 400 kg di iodio mg-1. Impostare la pompa per iniettare un volume di circa 150 ml (assumendo 25 g del mouse). Premere il pulsante &#39;start&#39; sulla pompa per iniettare. irrigare manualmente il catetere con 50 ml di soluzione fisiologica (il doppio del volume del catetere) per garantire la totalità agente è stato iniettato e il catetere è chiara. </li><li> Attendere 10 min dopo l&#39;iniezione di CT-liposomi e quindi eseguire una seconda scansione anatomica utilizzando lo stesso metodo e le impostazioni descritto al punto 3.5. </li><li> Eseguire una scansione DCE-CT impostando la pompa a siringa per iniettare un volume di 100 microlitri della iohexol libera mescolato con soluzione salina (9: 1 rapporto in volume) utilizzando la stessa impostazione velocità di iniezione descritto in 3.3. <ol><li> Sulla console CT scanner selezionare la scansione dinamica 5 minuti che utilizza un ambiente di energia dei raggi X di 80 kV, un&#39;energia tubo di 90mA, e cattura 416 proiezioni di immagini ogni secondo per i primi 30 secondi e seguito da un acquisto ogni 10 sec . Cattura 5 sec di dati DCE-CT e quindi premere il pulsante di avvio sul iniectiopompa n. </li><li> Dopo la scansione DCE-CT eseguire una scansione anatomica micro-CT volumetrica. </li></ol></li><li> Cattura immagini anatomiche CT tra le 48 e 72 ore dopo l&#39;iniezione di CT-liposomi, utilizzando le stesse impostazioni TC volumetriche come descritto nei passaggi 3.5. </li><li> Ricostruire i dati anatomici CT e DCE-CT utilizzando il software GPU-ricostruzione. <ol><li> Caricare l&#39;immagine nel software di ricostruzione. Selezionare la regione di interesse da ricostruire disegnando un ROI sull&#39;immagine utilizzando un mouse. Impostare il percorso di salvataggio e il nome del file per il ricostruito ripreso e selezionare il tipo di file di output come &#39;.mat&#39;. NOTA: Il software imposta automaticamente la dimensione voxel ricostruito a 0,153 x 0,153 x 0,153 mm 3 per le scansioni anatomiche e 0,153 x 0,153 x 0,462 millimetri 3 per le scansioni DCE-CT. Fare clic sul pulsante &#39;avviare la ricostruzione&#39;. </li></ol></li><li> Utilizzare la pre-iniezione e scansioni post-iniezione 10 min di CT-liposomi per calcolare lafrazione di volume del plasma come precedentemente descritto 3. Inoltre, utilizzare la pre-iniezione e 5 min scansioni post-iniezione di iohexolo per calcolare la frazione di volume interstiziale come precedentemente descritto 7. </li><li> Ottenere intensità tempo curve (TIC) importando i dati DCE-CT in un software che fornisce la capacità di identificare una regione di interesse (ROI) all&#39;interno del volume del tumore. Quindi calcolare il CT miglioramento medio nella ROI in funzione del tempo. In questo esperimento di software personalizzato è stato sviluppato per identificare un ROI e calcolare il TIC. </li><li> Ottenere stime quantitative di perfusione e permeabilità vascolare montando TIC misurati utilizzando un modello cinetico due compartimenti tracciante. Montaggio può essere effettuata utilizzando il software di analisi DCE-CT e utilizzare le stime a priori della frazione di volume del plasma e frazioni di volume interstiziale come parametri fissi nel modello cinetico due compartimenti tracciante. Utilizzare i metodi riportati in precedenza per ottenere stime a priori del plasmauna e le frazioni di volume interstiziali 14. </li></ol> 4. Le misurazioni spaziali di tumore interstiziale pressione del fluido <ol><li> Per misurare IFP collegare l&#39;ago spinale 25 G al trasduttore di pressione ed al sistema di acquisizione IFP attraverso 50 cm di PE20 tubo di polietilene. Lavare l&#39;intero sistema con una soluzione di solfato di eparina / soluzione salina (1,10). Sterilizzare l&#39;ago con il 70% isopropilico prima dell&#39;uso. </li><li> Accendere il sistema di acquisizione e avviare il software di acquisizione IFP e caricare i file delle impostazioni per calibrare il sistema di acquisire misurazioni IFP in mmHg. Fare clic sul pulsante acquisiscono per raccogliere continuamente dati di IFP. </li><li> Effettuare misure IFP tra 48 e 72 ore dopo l&#39;iniezione di CT-liposomi (questo corrisponde al tempo approssimativo di accumulo picco del CT-liposomi nel tumore), utilizzando i metodi descritti in 4.8. Attaccare l&#39;ago IFP al robot CT-IFP. </li><li> Eseguire scansioni di calibrazione per allineare i sistemi di coordinate peril robot CT-IFP e lo scanner CT. Aggiungere l&#39;attaccamento marcatore fiduciali al robot CT-IFP ed eseguire una TAC volumetrica quattro con il marcatore fiducial in quattro posizioni diverse. <ol><li> Avviare il software di controllo del robot CT-IFP, inizializzare il robot, e spostare il robot per le tre posizioni inserendo i x, y, z mira posizioni e facendo clic sul pulsante &#39;go&#39;. </li><li> Prendere una TAC al seguente x, y, z coordinate: (1) 0,0,0; (2) -10,0,0; (3) 0,7,0; e (4) 0,0,10. Selezionare un 90 kV, 10 mA, 16 scansione sec utilizzando il software CT scanner e premere il tasto &#39;Start&#39; per avviare la scansione. Ricostruire la scansione come descritto in 3.10. </li></ol></li><li> Avviare il software di allineamento del robot CT-IFP. Fare clic sul pulsante &#39;add&#39; caricata nella regione &#39;Dati di Registrazione &quot;e selezionare le quattro scansioni di registrazione ricostruiti ottenuti in 4.3, quindi fare clic su&#39; aperto &#39;. NOTA: La posizione dei pixel del marker fiduciali verrà automaticamente inserito nella softwari. <ol><li> Fare clic sul pulsante &#39;Calcola Transform&#39; e fare clic sul pulsante &#39;Applica Transform&#39;. Questo genera dati di allineamento che verrà utilizzato per convertire il sistema di coordinate del robot CT-IFP allo scanner CT sistema di coordinate. Dopo la calibrazione, collegare la piattaforma animali al robot CT-IFP. </li></ol></li><li> Anestetizzare ogni mouse utilizzando 2% isoflurano miscelato con aria o ossigeno medica e confermare pizzicando la punta e osservando alcuna reazione. Immobilizzare animale sulla piattaforma robotica CT-IFP e posizionare il mouse tale che il tumore è accessibile al sistema robotico CT-IFP. Immobilizzare il tumore con del nastro in modo tale che non si sposti durante l&#39;inserimento dell&#39;ago IFP. </li><li> Eseguire una scansione di micro-CT anatomica prima di inserire l&#39;ago IFP. Ricostruire i dati CT utilizzando la procedura descritta in 3.10. </li><li> Caricare i dati inserimento CT pre-ago nel software di allineamento del robot CT-IFP. Regolare la finestra e livello per visualizzare il tumore. Clicca su °e orlo del tumore in qualsiasi immagine, quindi fare clic su una seconda posizione cerchio. NOTA: Il software calcola una serie di posizioni lungo una linea lineare tra le due posizioni. Nota la x, y, z coordinate per una serie di 5 a 8 punti distribuiti uniformemente dalla lista. </li><li> Preparare il sistema IFP irrigando l&#39;ago con soluzione salina eparina prima dell&#39;inserimento. </li><li> Inserire le prime posizioni dell&#39;ago predeterminati in x, y, z, nel software di controllo del robot CT-IFP e premere-move per pulsante &#39;GO&#39; per spostare il robot nella posizione desiderata. Fare clic sul pulsante &#39;Insert Ago&#39; per inserire l&#39;ago nel tessuto. <ol><li> Dopo aver inserito l&#39;ago garantire una buona comunicazione fluida tra l&#39;ago IFP e il tessuto pizzicando e rilasciando il tubo PE20, notando che la misura IFP aumenta e ritorna al valore di pre-pizzicare sul software di acquisizione IFP. Rifiuta le misure che non restituiscono al basale. </li></ol></li><li> acquisire unTAC anatomica con l&#39;ago inserito, quindi fare clic sul pulsante &#39;ritirare l&#39; ago &#39;sul software di controllo del robot CT-IFP per ritrarre l&#39;ago dal tessuto. Rifiuta qualsiasi misurazione IFP in cui il valore di IFP non ritorna al valore di inserimento pre-ago dopo il ritiro dell&#39;ago. Questo significa che l&#39;ago può essere ostruito durante la misurazione. Ripetere i passaggi 4,8-4,10 per ogni posizione dell&#39;ago. </li><li> Determinare la posizione dell&#39;ago all&#39;interno del volume del tumore calcolando x, yez posizioni del porto dell&#39;ago rispetto al centro di massa del volume del tumore, come identificato nel post-inserimento volumetrica CT scan dell&#39;ago. </li><li> Rientro animali per gabbia, dopo tutte le misurazioni sono state completate. Non lasciare gli animali incustoditi, e prendersi cura di osservare loro fino a quando la coscienza è stato ripreso e sono in grado di mantenere decubito sternale. </li></ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare

I metodi di misurazione basato su immagini qui presentati consentono di determinare la distribuzione spaziale delle proprietà del tumore microcircolazione, IFP, e l&#39;accumulo di CT-liposomi. I precedenti tentativi di mettere in relazione queste proprietà hanno fatto affidamento su come eseguire misurazioni di massa su più animali portatori di tumore e quindi manca la sensibilità per chiarire i meccanismi responsabili della eterogeneità accumulo intra-tumorale che è stato comunemente osservato per i sistemi di consegn...

Misurare l&#39;accumulo intra-tumorale di drug delivery systems nanoparticelle possono prevedere uno strumento importante per determinare se una adeguata concentrazione di farmaco citotossico è stato raggiunto all&#39;interno del tumore. Lo sviluppo di sistemi liposomiali &quot;immagine-grado&quot; permette di non invasiva e quantitativa in vivo di rilevamento del veicolo di consegna della droga utilizzando modalità di imaging come la tomografia ad emissione di positroni (PET) 1, la fluorescenza ottica 2, e la tomografia computerizzata (CT) 3, 4 e la risonanza magnetica (MRI) 5. Imaging è stata utilizzata per determinare la farmacocinetica e biodistribuzione di sistemi di lancio di liposomi e di rivelare il grado di eterogeneità tra soggetto e intra-tumorale in accumulo di nanoparticelle 6,7. Tuttavia, l&#39;imaging di nanoparticelle sola non identificare le barriere biologiche che hanno contribuito alla scarsa accumulo e distribuzione. Questa conoscenza è fondamentale per la Rlo sviluppo azionale di formulazioni più efficaci e strategie per migliorare l&#39;accumulo intra-tumorale 8. È stato dimostrato che le strategie terapeutiche possono essere applicate per modulare specifiche barriere biologiche con conseguente miglioramento dei trasporti nanoparticelle 9. Inoltre, le formulazioni di nanoparticelle sono state sviluppate per superare specificamente specifica barriera trasporto biologica 10. In entrambi i casi, le misurazioni di barriere biologiche possono essere usati per guidare l&#39;uso di un appropriato strategia drug delivery nanoparticelle. Microcircolazione tumorale ed elevata IFP si ritiene siano due fattori determinanti della accumulo intra-tumorale di nanoparticelle, come i liposomi, nei tumori solidi 9,11. Tuttavia, altre barriere che al contribuiscono all&#39;accumulo liposomi poveri includono una matrice extracellulare densa, vascolarizzazione impermeabili, e la pressione tessuto solido 12. Queste barriere sono legati in un spazio-temporalemodo, con il flusso di sangue anormale e l&#39;elevata pressione del fluido interstiziale essere due fattori importanti che guidano il consegna iniziale e stravaso di nanoparticelle. Come precedentemente discusso, stabilire il rapporto tra la microcircolazione tumorale, elevata IFP, e l&#39;accumulo intra-tumorale di liposomi è fondamentale per la corretta interpretazione dei dati di imaging liposomi. Qui metodi quantitativi per misurare il rapporto tra la microcircolazione tumorale, elevata IFP, e l&#39;accumulo nanoparticelle in un tumore solido sono rappresentati. Questo si ottiene effettuando misurazioni co-localizzate della distribuzione intra-tumorale di un agente di contrasto liposomi CT utilizzando TC volumetrica, la microcircolazione del tumore utilizzando contrasto dinamico Enhanced Imaging tomografia computerizzata, e IFP tumore utilizzando un sistema di posizionamento dell&#39;ago robotica guidata dalle immagini, chiamato il robot CT-IFP 13.

<table><tbody><tr><td>MDA-MB-231 cellule tumorali metastatiche dell'adenocarcinoma mammario&nbsp;</td><td>ATCC</td><td>HTB-26</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM)&nbsp;</td><td>Life Technologies</td><td>11965-092</td><td></td></tr><tr><td>Siero fetale bovino (FBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F1051</td><td></td></tr><tr><td>HyClone Penicillina-Streptomicina 100x Soluzione</td><td>GE Healthcare Life Sciences</td><td>SV30010</td><td></td></tr><tr><td>Tripsina-EDTA (0,05%), rosso fenolo</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>25300-054</td><td></td></tr><tr><td>1,2-dipalmitoil-sn-glicero-3-fosfocolina (DPPC)</td><td>Avanti Lipids Inc., USA</td><td>850355P</td><td></td></tr><tr><td>Colesterolo (CH)</td><td>Avanti Lipids Inc., USA</td><td>700000P</td><td></td></tr><tr><td>1,2-distearoil-sn-glicero-3-fosfoetanolammina-N-poli(glicole etilenico) 2000 (DSPE-PEG2000)</td><td>Avanti Lipids Inc., USA</td><td>880128P</td><td></td></tr><tr><td>Omnipaque (Iohexol) 300 mg di iodio/ml&nbsp;</td><td>GE Healthcare, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Membrane in policarbonato Track-Etch con dimensione dei pori di 80 nm</td><td>Whatman Inc., USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Membrana in policarbonato Track-Etch con dimensione dei pori di 200 nm</td><td>Whatman Inc., USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Estrusore Lipex da 10 m&nbsp;</td><td>Nothern Lipids Inc, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dialysis Bag Molecular Weight Cut Off (MWCO) di 8 kDa</td><td>Spectrum Labs, USA&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>750.000 Colonna di flusso tangenziale NMWC (Nomical Molecular Weight Cut Off)&nbsp;</td><td>Cartuccia di ultrafiltrazione MidGee, GE Healthcare, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pompa peristaltica&nbsp;</td><td>Watson Marlow Inc., Stati Uniti</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spettrometro UV</td><td>Helios &gamma;, Spectronic Unicam,&nbsp; Analizzatore</td> granulometrico USA <td></td><td></td></tr><tr><td>90Plus&nbsp;</td><td>Brookhaven, Holtsville, Stati Uniti d'America</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sistema eXplore Locus Ultra micro-CT</td><td>GE Healthcare, CA</td><td></td><td>Manipolato utilizzando il software CT-Console</td></tr><tr><td>Ricostruzione basata su GPU AxRecon</td><td>&nbsp; Catetere CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>27 G SURFLO Set per infusione alato SURFLO</td><td>Terumo Medical Products, USA</td><td>SV*27EL</td><td></td></tr><tr><td>PE20 tubo in polietilina</td><td>Becton Dickinson, USA</td><td>427406</td><td></td></tr><tr><td>punta della penna 25 G & volte; 3,5&prime; &prime; Ago spinale Whitacre</td><td>Becton Dickinson, USA</td><td>405140</td><td>Ago IFP</td></tr><tr><td>P23XL&nbsp; trasduttore di pressione&nbsp;</td><td>Harvard Apparatus, CA</td><td>P23XL</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 4/35, Bridge Amp, con LabChart Pro 7.0</td><td>ADInstruments Pty Ltd., USA</td><td>PL3504, FE221</td><td>IFP sistema di acquisizione e software di acquisizione</td></tr><tr><td>CT-Sabre Small Animall Intervention system (CT-IFP Robot)</td><td>Parallax Innovations, CA</td><td></td><td>Manipolato utilizzando il software di controllo del robot CT-IFP</td></tr><tr>Software <td></td><td></td><td>di allineamento del robot CT-IFP</td><td>Custom Software Matlab</td></tr><tr>Software <td></td><td></td><td>di analisi DCE-CT</td><td>Software Matlab personalizzato</td></tr><tr><td>Matlab 2013b</td><td>Mathworks, USA</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

le misurazioni spaziali di perfusione, interstiziale pressione del fluido e liposomi accumulo nei tumori solidi

Spatial Measurements of Perfusion, Interstitial Fluid Pressure and Liposomes Accumulation in Solid Tumors

L&#39;accumulo eterogeneo intra-tumorale di liposomi è un determinante fondamentale della loro efficacia. Sia la microcircolazione tumorale caotica ed elevato IFP sono legati alla distribuzione eterogenea intra-tumorale di sistemi di rilascio di farmaci basati sulle nanotecnologie come liposomi. Nel presente studio, il rapporto tra microcircolo tumorale, elevata IFP, e l&#39;accumulo di nanoparticelle è stata studiata attraverso in vivo la sperimentazione. Ciò è stato realizzato valutazione del microcircolo tumorale utilizzando contrasto dinamico tomografia computerizzata (DCE-CT) e la misurazione di IFP tumore usando un nuovo sistema di posizionamento dell&#39;ago robotico immagine guidata collegata allo scanner micro-CT. L&#39;accumulo intra-tumorale di liposomi è stata determinata dalla valutazione CT basato su immagini di una formulazione liposomiale nanoparticelle che stabilmente incapsulare il ioexolo mezzo di contrasto (CT-liposomi). TC consentito per co-localizzazione della distribuzione spaziale diemodinamica tumorali, l&#39;IFP e l&#39;accumulo CT-liposomi in un individuo sottocutaneo modello di xenotrapianto del mouse di cancro al seno. Misurazioni portato alla scoperta che perfusione e frazione di volume plasmatico sono potenti mediatori della distribuzione intra-tumorale di liposomi. Inoltre, i risultati suggeriscono che l&#39;IFP svolge un ruolo indiretto nel mediare la distribuzione liposomi attraverso modulando il flusso di sangue.

Il protocollo di cui sopra dovrebbe produrre CT-liposomi con una concentrazione di incapsulato ioexolo, diametro medio liposomi, e il potenziale zeta di 55 mg ml -1, 91,8 ± 0,3 nm e -45,5 ± 2,5 mV, rispettivamente. Figura 1a comprende rappresentante di imaging DCE-CT i risultati, producendo una serie storica di dati volumetrici che mostrano i cambiamenti temporali in accumulo intra-tumorale di ioexolo. Selezione di una ROI all&#39;interno del tumore produce un...

L'accumulo eterogeneo intra-tumorale di liposomi è stato collegato a un microambiente tumorale anormale. Qui vengono presentati i metodi per misurare la microcircolazione tumorale mediante imaging di perfusione e pressione elevata del fluido interstiziale (IFP) utilizzando un sistema robotico guidato da immagini. Le misurazioni sono confrontate con l'accumulo intratumorale di liposomi, determinato utilizzando l'imaging micro-CT volumetrico.

Le misurazioni spaziali di perfusione, interstiziale pressione del fluido e liposomi accumulo nei tumori solidi

The heterogeneous intra-tumoral accumulation of liposomes is a critical determinant of their efficacy. Both the chaotic tumor microcirculation and ...

L'obiettivo generale di questo esperimento è mettere in relazione l'accumulo intratumorale dei nanofarmaci con le proprietà del microambiente tumorale, inclusa la microcircolazione tumorale e la pressione elevata del liquido interstiziale, o IFP. Questo metodo ci permette di rispondere a domande importanti sui nanofarmaci, come ad esempio: cosa determina l'assorbimento eterogeneo delle nanoparticelle all'interno di un tumore?Il vantaggio principale di questa tecnica è che consente una mappatura spaziale co-localizzata delle proprietà del microambiente tumorale e della distribuzione intratumorale delle nanoparticelle. Dopo aver confermato il livello adeguato di anestesia mediante toponge, applicare un unguento sugli occhi del topo e fissare gli arti dell'animale in posizione prona su una sottile tavola di plastica. Successivamente, inserire un catetere personalizzato da 27 gauge collegato a un tratto di tubo PE10 lungo 20 centimetri nella vena laterale della coda e fissare il tubo con diversi pezzi di nastro.Ora, riempire una siringa da un millilitro con almeno 200 microlitri di liposomi di tomografia computerizzata, o liposomi CT, e una siringa da un millilitro con almeno 150 micro

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Flusso di fluido interstiziale è elevata in tumori solidi e in grado di modulare l'invasione delle cellule tumorali. Qui si descrive una tecnica per applicare il flusso di fluido interstiziale alle cellule incorporati in una matrice e quindi misurare i suoi effetti sulla invasione cellulare. Questa tecnica può essere facilmente adattato per studiare altri sistemi.

Tridimensionale Cultura modello cellulare per misurare gli effetti del flusso del fluido interstiziale sulla Invasion cellule tumorali

Il nuovo protocollo riportato nel presente studio permette la rilevazione selettiva delle metastasi polmonari con una risoluzione singola cellula nei topi...

Una migliore visualizzazione delle metastasi polmonari a risoluzione singola cella in Mouse di combinata<em&gt; In-situ</emPerfusione&gt; del tessuto polmonare e X-Gal colorazione del<em&gt; LacZ</em&gt;-Tagged cellule tumorali

Questo video descrive una tecnica per misurare la pressione del fluido interstiziale all'interno di un tumore mediante imaging di perfusione utilizzando un sistema robotico guidato da immagini. Le misurazioni sono confrontate con l'accumulo intra-tumorale di liposomi, all'interno di un tumore solido.

Misurazione spaziale della pressione del fluido interstiziale tumorale: un metodo per misurare la pressione del fluido interstiziale

In questo articolo, vi presentiamo un metodo per analizzare microvasi tumorali in vivo utilizzando dinamico con mdc fluorescenza videomicroscopia. Due parametri quantitativi sono stati acquisiti: densità capillare funzionale che riflette la vascolarizzazione del tumore, e perdite indice che riflette la permeabilità della parete endoteliale.

In vivo imaging dell&#39;angiogenesi tumorale mediante fluorescenza confocale Videomicroscopy

Viene presentato un metodo per misurare la velocità del flusso sanguigno microcircolatorio nelle metastasi del cancro polmonare della superficie pleurica nei ratti in modo automatizzato, utilizzando la microscopia intravitale polmonare a torace chiuso. Questo modello ha il potenziale per essere utilizzato come strumento diffuso per eseguire ricerche fisiologiche sulle metastasi polmonari nei roditori.

Automated Misura di microcircolatorio Portata in polmonare Metastasi di Ratti

L'uso di fluorofori per l'imaging in vivo può essere notevolmente limitato dall'opsonizzazione, dalla rapida eliminazione, dalla bassa sensibilità di rilevamento e dagli effetti citotossici sull'ospite. L'incapsulamento dei fluorofori nei liposomi mediante idratazione ed estrusione del film porta al quenching e alla protezione della fluorescenza, consentendo l'imaging in vivo con un'elevata sensibilità di rilevamento.

Fluorescenza tempra di un vicino infrarosso Fluoroforo incapsulata all'interno di liposomi come strumento per In Vivo Optical Imaging

Questo protocollo descrive l'imaging videomicroscopia di topi transgenici che esprimono marcatori fluorescenti cellula-specifico. Videomicroscopia imaging fornisce un metodo non invasivo per osservazioni ad alta risoluzione in animali vivi utilizzando windows impiantabili attraverso il quale è possibile la visualizzazione microscopica dei processi. Questo metodo è particolarmente utile per studiare i processi longitudinali.

Videomicroscopia microscopia del sistema vascolare del tumore-associati utilizzando avanzate dorsale dello Skinfold finestra Chambers su topi transgenici fluorescenti

Descriviamo due metodi per valutare la permeabilità vascolare transitoria associata al microambiente tumorale della funzione di metastasi (TMEM) e all'intravasazione delle cellule tumorali utilizzando l'iniezione endovenosa di peso molecolare elevato (155 kDa) dextran nei topi. I metodi includono l'imaging intravitale in animali vivi e l'analisi dei tessuti fissi utilizzando l'immunofluorescenza.

Valutazione del microambiente tumorale della permeabilità vascolare mediata da Metastasi Doorway associata alla dissemimassione delle cellule tumorali utilizzando l'imaging intravitale e l'analisi dei tessuti fissi

L'obiettivo di questo protocollo è sintetizzare liposomi marcati con fluorescenza e utilizzare la citometria a flusso per identificare la localizzazione in vivo dei liposomi a livello cellulare.

Preparazione, somministrazione e valutazione dell'assorbimento cellulare tessuto-specifico in vivo di liposomi marcati con coloranti fluorescenti

Questo protocollo presenta un modello tumore-on-a-chip fisiologicamente rilevante per eseguire ricerche di base e traslazionali sul cancro umano ad alto rendimento, facendo progredire lo screening dei farmaci, la modellazione delle malattie e gli approcci di medicina personalizzata con una descrizione delle procedure di carico, manutenzione e valutazione.

Creazione di un modello fisiologico di microtumore vascolarizzato umano per la ricerca sul cancro

La traduzione dei risultati della microscopia intravitale è messa a dura prova dalla sua penetrazione a bassa profondità nei tessuti. Qui descriviamo un modello murino a camera a finestra dorsale che consente la co-registrazione della microscopia intravitale e delle modalità di imaging clinicamente applicabili (ad es. TC, MRI) per la correlazione spaziale diretta, semplificando potenzialmente la traduzione clinica dei risultati della microscopia intravitale.

Un modello murino tumorale della camera della finestra delle pliche cutanee dorsali per la microscopia intravitale combinata e la risonanza magnetica nella ricerca traslazionale sul cancro

Scopri la mappatura spaziale della perfusione tumorale, della pressione interstiziale e dell'accumulo di liposomi nei tumori solidi. Questo metodo avanzato permette di studiare la distribuzione eterogenea delle nanoparticelle.

Le misurazioni spaziali di perfusione, interstiziale pressione del fluido e liposomi accumulo nei tumori solidi

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