Name: Utilizzando la tecnica di manica in un modello murino di trapianto aortico - un Video didattico (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 55 s
Description: Impara la tecnica di manica per il trapianto aortico ortotopico nel topo, un metodo rapido di anastomosi per studiare le malattie vascolari. Questo modello facilita la ricerca sui topi geneticamente modificati.

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Vorremmo ringraziare Roma Wieczorek e Peter Kurdybacha per la loro eccellente assistenza editing e Leon Decker e Uli Heuter per la loro eccellente assistenza tecnica.

procedure che coinvolgono soggetti animali sono state approvate dal istituzionale Animal Care ed uso Committee (IACUC) presso RWTH Aachen University, AZ 84-02.04.2012.A234.
 Nota: la procedura è dimostrata utilizzando topi adulto maschio wild type con sfondo CD1. Tenere i topi in un'unità di laboratorio specializzato prima e dopo l'intervento chirurgico, assicurando il corretto accesso al cibo, controllo veterinario specializzato ed il trattamento. Se gli animali vengono acquistati all'esterno, consentono una settimana acclimatazione prima di eseguire chirurgia.
 1. preparazione del donatore <ol><li>utilizzare materiali sterili e strumenti per mantenere condizioni di sterilità durante la chirurgia per evitare infezioni.</li>
	<li>Anestetizzare ogni mouse con una miscela di 1,5% di volume isoflurano e 100% ossigeno attraverso una maschera. Posare il mouse su una piattaforma nella posizione supina e nastro tutte le sue gambe al tavolo operatorio. Controllare i suoi riflessi pizzicando le zampe posteriori per essere sicuri che il mouse è sufficientemente anestetizzato. Posto unguento oftalmico sugli occhi per prevenire la secchezza durante la procedura.</li>
	<li>Rimuovere tutti i capelli dall'addome utilizzando un gel depilatorio o utilizzare un rasoio. Eseguire l'operazione in condizioni di sterilità. Disinfettare l'addome con alternanza di scrub di clorexidina e acqua sterile.</li>
	<li>Rimuovere l'aorta del donatore attraverso un'incisione addominale del midline con forbici o bisturi. Ritrarre l'intestino manualmente a destra. Delicatamente manualmente riflettono gli intestini sopra al lato utilizzando guanti senza polvere.
	<ol><li>Posizionare l'intestino su un pezzo di garza imbevuto di soluzione fisiologica per mantenerla umida.</li>
		<li>Distanza sezionare l'aorta addominale molto attentamente dal tessuto circostante utilizzando una dissezione smussa con una pinzetta.</li>
		<li>Separare il segmento dell'aorta tra le arterie renali e relativa biforcazione dalla vena cava con le pinzette.</li>
		<li>Secure tutti i piccoli rami di questo segmento molto attentamente, usando filo di sutura singola 11-0 monofilamento.</li>
		<li>Prima di rimuovere l'aorta, iniettare 0,5 millilitri (mL) di soluzione fisiologica contenente 50 U di eparina in vena cava inferiore.</li>
		<li>Lasciare l'animale donatore prosciugare dopo il segmento dell'aorta è stato rimosso.</li>
		<li>Sciacquare l'innesto completamente con soluzione fisiologica e poi trasferirlo immediatamente a un contenitore di soluzione salina ghiacciata.</li>
	</ol></li></ol> 2. Preparazione del destinatario <ol><li>anestetizzare l'animale destinatario con una miscela di 1,5% di volume isoflurano e 100% ossigeno attraverso una maschera, quindi rimuovere i capelli e disinfettare (sezione 1). Praticare un'incisione della linea mediana al xifoideo al bacino con un bisturi e ritrarre le pareti addominali. Posto unguento oftalmico sugli occhi per prevenire la secchezza durante la procedura.</li>
	<li>Avvolgere le viscere in soluzione salina inumidito garza e spostare molto delicatamente all'animale &#39; destra di s.</li>
	<li>Dissezionare l'aorta di infrarenal libero tra le arterie renali prossimalmente e la biforcazione distalmente con pinzette.</li>
	<li>Secure tutti i piccoli rami di questo segmento molto attentamente, usando filo di sutura singola 11-0 monofilamento.</li>
	<li>Morsetto le porzioni prossimali e distali dell'aorta con una sutura in seta singolo 6-0.</li>
	<li>Dividere l'aorta a metà tra i morsetti e irrigare le estremità tagliate con soluzione fisiologica eparinizzata per irrigare il lume aperto.</li>
	<li>Inserire l'innesto in posizione ortotopica con l'estremità di vaso d'alimentazione inserito nella nave ricevente seguita da sutura con 11-0 monofilamento avendo cura di evitare qualsiasi torsione dell'aorta allineando correttamente il donatore ed il destinatario ( Figura 1) 10.</li> <li>rilasciare con attenzione le legature dopo aver condotto un'ispezione dell'anastomosi. Rilasciare prima il morsetto distale. Questo si traduce in bassa pressione che tiene le pareti insieme prima di rilasciare il lato ad alta pressione prossimale.</li>
	<li>Irrorare l'innesto immediatamente e controllare per un impulso visibile. Rimuovere delicatamente i resti della seta. La lunghezza di sovrapposizione ottimale tra donatore e destinatario dell'aorta è 1-2 mm.</li>
	<li>Restituire il contenuto addominale alla cavità addominale e chiudere tutta la ferita con un suturare di acido poliglicolico 3-0 corrente.</li>
	<li>Dare la buprenorfina mouse (0,05 mg/kg di peso corporeo per via sottocutanea (SC)) prima di terminare l'anestesia.</li>
	<li>Non lasciare incustodito un animale fino a quando non è pienamente cosciente. Gestire il dolore terapia con buprenophine 0,05 mg/kg di peso corporeo somministrato SC tre volte al giorno per tre giorni dopo l'operazione come approvato dall'organismo di vigilanza istituzionale.</li>
	<li>Per tessuto raccolta, anestetizzare i topi destinatari come descritto sopra e a filo i vasi con tampone fosfato salino (PBS) seguirono da 4% formaldeide/PBS, (pH = 7,4) dalla puntura cardiaca. Rimuovere delicatamente gli innesti. Dopo la fissazione durante la notte in 4% formaldeide/PBS, processo esemplari maggiori e incorporare nella paraffina.</li>
</ol>

<ol><li>Rowinska, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-+invasive+in+vivo+analysis+of+a+murine+aortic+graft+using+high+resolution+ultrasound+microimaging%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Radiol%22%5BJournal%5D)">Non- invasive in vivo analysis of a murine aortic graft using high resolution ultrasound microimaging.</a> Eur J Radiol. 81 (2), 244-249 (2012).</li>
<li>Daugherty, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Med+Sci%22%5BJournal%5D)">Mouse models of atherosclerosis.</a> Am J Med Sci. 323 (1), 3-10 (2002).</li>
<li>Xu, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+arteriosclerosis%3A+from+arterial+injuries+to+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Mouse models of arteriosclerosis: from arterial injuries to vascular grafts.</a> Am J Pathol. 165 (1), 1-10 (2004).</li>
<li>Daugherty, A., Cassis, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+abdominal+aortic+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+.Biol%22%5BJournal%5D)">Mouse models of abdominal aortic aneurysms.</a> Arterioscler Thromb Vasc .Biol. 24 (3), 429-434 (2004).</li>
<li>Zernecke, A., Shagdarsuren, E., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemokines+in+atherosclerosis%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Chemokines in atherosclerosis: an update.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28 (11), 1897-1908 (2008).</li>
<li>Chereshnev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+heterotopic+aortic+arch+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation.</a> J Surg Res. 111 (2), 171-176 (2003).</li>
<li>Koulack, J., McAlister, V. C., Giacomantonio, C. A., Bitter-Suermann, H., MacDonald, A. S., Lee, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+aortic+transplant+model+of+chronic+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection.</a> Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).</li>
<li>Engelbrecht, G., Kahn, D., Duminy, F., Hickman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+rapid+technique+for+renal+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">New rapid technique for renal transplantation in the rat.</a> Microsurgery. 13 (6), 340-344 (1992).</li>
<li>Baxter, K., Hao, P. M., Howden, B. O., Saunder, A., Jablonski, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+technique+of+abdominal+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Modified technique of abdominal heart transplantation in the rat.</a> J Heart Lung Transplant. 17 (11), 1057-1064 (1998).</li>
<li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice%3A+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J Heart Lung Transplant. 18 (10), 946-951 (1999).</li>
<li>Siemionow, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histopathology+of+microarterial+anastomoses%3A+end-to-end+versus+end-in-end+%28sleeve%29+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hand+Surg+Am%22%5BJournal%5D)">Histopathology of microarterial anastomoses: end-to-end versus end-in-end (sleeve) technique.</a> J Hand Surg Am. 15, 619-625 (1990).</li>
<li>Charo, I. F., Ransohoff, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+many+roles+of+chemokines+and+chemokine+receptors+in+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">The many roles of chemokines and chemokine receptors in inflammation.</a> N Engl J Med. 354 (6), 610-621 (2006).</li>
<li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18 (6), 368-371 (1998).</li>
<li>Guo, L., Agarwal, A., George, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice+for+the+study+of+vascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease.</a> J Vis Exp. (69), e4338(2012).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere nessun concorrenti interessi finanziari.

Prima di questo studio diversi altri modelli di trapianto in topi sono stati accuratamente analizzati3,6,7,10,13,14. Il modello di trapianto aortico usando la tecnica di manica con modifiche di altresí et al è stato selezionato come e ' abbinato ai nostri criteri e hanno mostrato un'elevata affidabilità dell'anastomosi manica rispetto ai metodi convenzionali-to-end sutura 1 , 10.
Questa tecnica è favorevole in molti modi con tempo di cross-clamp notevolmente ridotto riducendo al minimo i danni all'aorta durante la chirurgia. Oltre ad evitare una potenziale mancata corrispondenza nel calibro di nave tra il donatore e il ricevente è stata osservata una bassa incidenza di trombosi. Le osservazioni di cui sopra rendono questa tecnica altamente adatto per indagare la malattia vascolare nei trapianti aortici nei topi.
In uno studio di follow-up in cui l'ecografia è stata effettuata 8 settimane dopo il trapianto, senza i cambiamenti significativi sono stati rilevati. Questo confermato le ipotesi che eventuali danni all'aorta durante la chirurgia sarebbe minima1.
La procedura d'innesto presentata in questo articolo non garantisce nessun danno sia per l'integrità dell'innesto e la sua funzione. Pertanto, si può concludere che questo modello sperimentale di trapianto può servire come uno strumento prezioso per le indagini molecolari e farmacologici futuri della malattia degenerativa del vaso in topi geneticamente modificati.
Noi crediamo che la video guida può funzionare come materiale che illustrano l'utilizzo di questo semplice modello di artero-arteriosa di insegnamento e che ciò contribuirà ulteriormente fecondo dibattito su molte questioni importanti nella patologia vascolare. Questo metodo di anastomosi molto rapido può essere utilizzato per studiare la malattia vascolare in topi geneticamente modificati. Può anche essere utilizzato come una modifica nel modello aneurisma combinato con trapianto.
Ci sono punti critici durante la procedura. L'immissione della sutura stessa è la fase più critica. Il chirurgo deve aver cura di evitare qualsiasi torsione dell'aorta da un allineamento corretto del donatore e del ricevente. I morsetti vengono accuratamente rimossi dopo l'ispezione dell'anastomosi. Il morsetto distale dovrebbe essere rilasciato sempre prima con conseguente bassa pressione che tiene le pareti insieme prima del rilascio di lato ad alta pressione prossimale. La conseguenza di non correttamente seguendo la sequenza di rilascio sarebbe essere sanguinamento.

Come sottolineato in un precedente studio, grande attenzione è stata dedicata ai modelli murini trapianto aortico che permettono la distinzione tra specifiche risposte vascolari causate tramite l'innesto stesso e determinati fattori sistemici connessi con un ambiente di arteriogenica 1 , 2 , 3. il fattore principale che svolge un ruolo cruciale qui è la disponibilità di knockout e transgenici. Loro coinvolgimento in tale modello offre la possibilità di identificare e determinare nuovi percorsi fisiopatologici associati con lo sviluppo della malattia vascolare degenerante, quali aterosclerosi e aneurisma formazione4, 5.
Vale la pena notare che durante l'innesto di un intrinseco ischemia/riperfusione possono comparire lesioni ai vasi destinati al trapianto. Pertanto, il verificarsi di problemi specifici con l'integrità dell'innesto o un'inaspettata reazione infiammatoria durante il periodo post-operatorio non si può escludere eventualmente precludendo cambiamenti patofisiologici in malattie vascolari degenerative3 ,4,5,6,7. Anastomosi manica è il metodo alternativo in fine per anastomosi arteriosa dei vasi con un diametro di meno di un millimetro ed è stato applicato con successo nel trapianto renale e cardiaco in ratti che è stato successivamente adattato per aortica trapianto in topi da altresí et al. 8 , 9 , 10 , 11.
Aortico danni usando la tecnica di trapianto di manica sono ridotto al minimo con un tasso di guasti tecnici molto bassa, a causa di esso dura solo 20 minuti in media. I nostri risultati precedenti hanno dimostrato eccellenti proprietà funzionali e strutturali di un isograft in vivo dopo trapianto usando la tecnica di manica1. Altresí et al descrivere che dopo una breve curva di apprendimento, il tasso di successo è stato oltre il 78%10. Le complicazioni quali trombosi sono rare, ad esempio Engelbrecht et al non ha rispettato la trombosi utilizzando la tecnica di manica nel trapianto renale nel ratto8.
Il modello murino trapianto aortico con manica anastomosi è uno strumento rapido e facile per studiare le reazioni di iso/del documento non autografo nel vaso trapiantato. Questo video illustra la procedura di trapianto aortico effettuata nel nostro laboratorio. Questo modello di trapianto può essere utile nel definire i meccanismi patologici della malattia degenerativa vascolare e può contribuire a un'ulteriore valutazione di interventi farmacologici e molecolari12.

<table><tbody><tr><td>Halsey Needle Holder Fine</td><td>Science Tools</td><td>12001-13</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinze -</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Lexer-Baby Forbici</td><td>Fine Science Tools</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holder Fine Science</td><td>Tools</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Forbici</td><td>Aesculap, Germania</td><td>Typ OC498R</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Suture Forceps</td><td>Geuder, Germania</td><td>19015</td><td></td></tr><tr><td>6-0 seta nera (Seta)</td><td>Deknatel, Research Triangle Park NC, USA</td><td>18020-60- FST</td><td></td></tr><tr><td>11-0 monofilamento (Ethilon)</td><td>Ethicon, Norderstedt, Germania</td><td>EH7438G</td><td></td></tr><tr><td>3-0 sutura all'acido poliglicolico (Serafit)</td><td>Serag-Wiessner, Naila, Germania</td><td>60203214</td><td></td></tr><tr><td>Isofluorane</td><td>Qualsiasi genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Eparina</td><td>Qualsiasi genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,9% soluzione salina</td><td>Qualsiasi genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Qualsiasi genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bepanthene crema per occhi e naso</td><td>Bayer, Germania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscop</td><td>Zeiss</td><td>Opmi MDO/S5</td><td></td></tr><tr><td>Vaporizzatore</td><td>Eickemeyer</td><td>TEC3</td><td></td></tr><tr><td>Ecografia</td><td>Vevo, Canada</td><td>770,2100</td><td></td></tr></tbody></table>

utilizzando la tecnica di manica in un modello murino di trapianto aortico - un video didattico

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Trapianto orthotopic aortica utilizzando la tecnica di manica riduce la lesione all'aorta con tasso di fallimento di solo 10-20%. Il tempo per anastomotizzare l'aorta nei topi utilizzando il metodo di Manica era breve e facile con una media di 20 min, permettendo studi di iso/allo innesti. Il seguente articolo descrive la procedura di trapianto aortico utilizzata nel nostro laboratorio. I topi sono stati anestetizzati con una miscela di 1,5% volume isoflurano e 100% ossigeno attraverso una maschera. A questo punto, il segmento dell'aorta tra le arterie renali e relativa biforcazione è stato separato dalla vena cava, liberamente preparato e clampedat i segmenti prossimali e distali con una singola sutura seta. Prima della rimozione dell'aorta, una soluzione salina contenente eparina è stata iniettata in vena cava inferiore. L'aorta è stato tagliato tra i morsetti, quindi una soluzione salina eparinizzata era utilizzata per irrigare il lume. La tecnica di manica con suture monofilamento è stata usata per trapianto di aorta addominale nella posizione ortotopica.

I topi hanno recuperato dall'anestesia entro 15-30 min con nessun danno fisico osservato, anche se c'era un rischio elevato di trombosi. Analisi ad ultrasuoni è stato utilizzato durante postoperatoria di follow up. I topi wild-type utilizzati nello studio non hanno esibito cambiamenti nelle dimensioni del loro lume. Di conseguenza, sono state osservate le stenosi né formazioni aneurismatiche. Gli animali di trapianto non è riuscita ad esporre lo sviluppo della placca delle pareti dei vasi (Figura 2).
Le procedure di colorazione convenzionali come immunohistology possono essere utilizzate per determinare la targa, modello delle cellule del muscolo liscio e l'accumulazione dei macrofagi. Nel nostro studio l'istologico e la macchiatura di immunohistochemical era eseguita 6 settimane dopo l'innesto per verificare l'integrità dell'innesto. Macchiatura istologica (ematossilina ed eosina (lui) e immunoistochimica (actina del muscolo liscio (SMA) e dei macrofagi (MAC2)) (Figura 3) ci ha mostrato invariati i modelli di distribuzione delle cellule di muscolo liscio, fodera intatta delle cellule endoteliali e no accumulo di cellule nell'intima. Questi risultati indicano che nessuna attivazione significativa lesione o delle cellule è stato rilevato nei vasi innestati (Figura 3).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig1.jpg"> 
Figura 1 : Manica tecnica. L'aorta addominale è stato trapiantato utilizzando la tecnica di manica. In questa procedura, dell'aorta del donatore è stato disposto nella posizione ortotopica con punture superficiali presenti nel vaso d'alimentazione. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig2.jpg"> 
Figura 2 : Intraoperative e immagini ecografiche. Esempi di visualizzazione intraoperatoria (autopsia) degli innesti 6 settimane dopo trapianto (A), l'ultrasuono tridimensionale (B) e B-modalità di visualizzazione (C). Il follow-up postoperatorio è stata condotta facendo uso dell'ultrasuono. Le immagini mostrano la pervietà dell'innesto con nessun cambiamento nelle dimensioni del lume. Inoltre, sono stati osservati senza stenosi o formazioni aneurismatiche. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig3.jpg"> 
Figura 3 : Istologica e immunoistochimica immagini. Le immagini rappresentative istologiche e immunoistochimica di animali trapiantati a 6 settimane dopo il trapianto. Nessun lesioni significative sono state osservate in aorte trapiantati dall'istologia (ematossilina ed eosina, egli, 100 ingrandimenti, barra della scala = 50 µm), immunoistochimica (SMA di actina del muscolo liscio (rosso), o del macrofago MAC2 (verde), 200 X ingrandimento, scala bar = 25 µm). I nuclei erano Counter-macchiati di DAPI (blu). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

Vi presentiamo un modello aortico trapianto ortotopico utilizzando la tecnica di manica in topi. È un metodo molto rapido anastomosi, che possa essere impiegato negli studi della malattia vascolare.

Utilizzando la tecnica di manica in un modello murino di trapianto aortico - un Video didattico

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

In questa procedura, l'aorta del donatore viene posta in posizione ortopneica e i morsi superficiali vengono prelevati nel vaso di alimentazione. Anestetizzare i topi con una miscela di isoflurano all'1,5% in volume e ossigeno al 100% attraverso una maschera facciale. Appoggiare il mouse su una piattaforma in posizione supina e fissare tutte le gambe al tavolo operatorio.Metti un unguento oftalmico sugli occhi per prevenire la secchezza durante la procedura. Controlla i riflessi, pizzicando le zampe posteriori per assicurarti che il topo sia sufficientemente anestetizzato. Rimuovi tutti i peli dall'addome.Applicare una crema depilatoria o utilizzare un rasoio. Eseguire l'operazione in condizioni sterili. Disinfettare l'addome.Per rimuovere l'aorta del donatore, praticare un'incisione addominale sulla linea mediana e ritrarre manualmente l'intestino verso destra. Riflettere delicatamente manualmente l'intestino di lato utilizzando guanti senza polvere. Metti le budella su un pezzo di garza inumidita con soluzione fisiologica per mantenerle umide.Sezionare l'aorta addominale con molta attenzione dal tessuto circostante utilizzando una dissezione smussata con una pinzetta. Sezionare il segmento dell'aorta tra l'arteria renale e la biforcazione dalla vena cava con le pinzette. Fissare tutti i piccoli rami di questo segmento utilizzando una sutura singola monofilamento 11-0.Prima di rimuovere l'aorta, iniettare 0,5 millilitri di soluzione salina contenente 50 unità di eparina nella vena cava inferiore. Lascia dissanguare l'animale donatore prima che il segmento dell'aorta sia stato rimosso. Sciacquare completamente l'innesto con soluzione fisiologica e metterlo immediatamente in un contenitore di soluzione salina ghiacciata.Per preparare il ricevente, anestetizzare l'animale attraverso una maschera facciale, rimuovere il pelo e disinfettare come sopra, e praticare un'incisione sulla linea mediana dallo xifoide al bacino con un bisturi. Ritrarre le pareti addominali con i divaricatori. Avvolgere l'intestino in una garza inumidita con soluzione salina e spostarlo molto delicatamente verso la destra dell'animale.Sezionare l'aorta infrarenale libera tra le arterie renali prossimalmente e la biforcazione distalmente con le pinzette. Fissare tutti i piccoli rami di questo segmento utilizzando una sutura singola monofilamento 11-0. Bloccare le porzioni prossimale e distale dell'aorta tramite una sutura di seta singola 6-0.Dividere l'aorta al centro tra le pinze e irrigare le estremità tagliate con soluzione salina eparinizzata per aprire il lume. Posizionare l'innesto in posizione ortopnoica. Eseguire l'anastomosi utilizzando la tecnica della manica con suture utilizzando il monofilamento 11-0.Con questo metodo, l'estremità del recipiente di alimentazione viene inserita nel recipiente ricevente. Posizionare l'estremità dell'aorta ricevente infrarenale all'interno dell'estremità prossimale dell'aorta del donatore. Eseguire l'anastomosi distale allo stesso modo.Posizionare l'estremità distale dell'aorta del donatore all'interno dell'estremità distale dell'aorta ricevente. Fare attenzione ad evitare qualsiasi torsione dell'aorta garantendo il perfetto allineamento dell'aorta donatrice e ricevente. Il momento del rilascio del morsetto è una fase molto importante della procedura e deve essere eseguito con molta attenzione.Dopo aver verificato che l'anastomosi sia in ordine, rilasciare i morsetti. Rilasciare prima delicatamente la pinza distale, seguita dalla pinza prossimale. In questo modo c'è una bassa pressione per tenere insieme le pareti prima che il lato di alta pressione venga rilasciato.L'innesto viene immediatamente perfuso ed è visibile un polso. Rimuovere delicatamente i resti della seta. Rimettere il contenuto addominale nella cavità addominale e chiudere la ferita utilizzando una sutura di acido poliglicolico 3-0.Somministrare buprenorfina 0,05 milligrammi per chilogrammo al topo prima di terminare l'anestesia. Presentiamo gli esempi delle immagini necroscopiche dell'innesto sei settimane dopo il trapianto e la sua vista ecografica tridimensionale e B-mode. Le immagini mostrano la pervietà dell'innesto.Non ci sono cambiamenti nelle dimensioni del lume mostrate dall'innesto. Inoltre, non abbiamo trovato stenosi o formazioni aneuristiche. Non abbiamo osservato lesioni significative nelle aorte trapiantate mediante colorazione istologica e immunoistochimica.I nuclei sono stati controcolorati da DAPI. In conclusione, questo metodo di anastomosi molto rapida potrebbe essere utilizzato per studiare le malattie vascolari nei topi geneticamente modificati.

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Descriviamo una tecnica in cui viene trapiantato una sezione dell'aorta addominale di un topo ortotopicamente a appena sotto le arterie renali di un destinatario allogenici o singenici. Questa tecnica può essere utile in studi in cui si considera il trapianto di grandi arterie di dimensioni uniformi vantaggiosa.

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Descriviamo i protocolli per i nostri arteriosclerois innesto del mouse (GA) modelli che comportano l'interposizione di un segmento di vaso del mouse in un destinatario dello stesso ceppo inbred. Con backcrossing ulteriori cambiamenti genetici nella nave cedente, il modello è in grado di valutare l'effetto di geni specifici in GA.

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Il modello murino di trapianto di cuore cervicale è adatto per immunologica nonché studi danno da ischemia riperfusione. Abbiamo modificato la procedura utilizzando una tecnica bracciale non sutura ed eseguito più di 1.000 trapianti di successo con questo approccio.  Qui, forniamo ulteriori dettagli di questa tecnica per integrare il video.

Murino cervicale Cuore trapianto Modello utilizzando una tecnica Cuff Modificato

Il manoscritto descrive i passaggi necessari per eseguire il trapianto di cuore eterotopico nel topo.

Murini eterotopica cuore Tecnica Trapianto

Descriviamo un protocollo per l'innesto di interposizione aortica nei topi. L'obiettivo del protocollo è quello di fornire un modello con cui studiare i processi patologici e le strategie terapeutiche rilevanti per le reazioni alloimmuni nelle arterie e le conseguenti modificazioni arteriose che contribuiscono al fallimento del trapianto d'organo.

Modello murino della alloimmune indotta Rifiuto vascolare e trapianto Arteriosclerosi

La tecnica della cuffia accorcia e facilita il modello di trapianto eterotopico di cuore cervicale nei topi, evitando anastomosi di sutura tecnicamente impegnative di piccoli vasi. I dettagli tecnici mostrati in questo video paper dovrebbero consentire ai ricercatori di stabilire questo modello nei loro laboratori.

Eterotopico cervicale trapianto cardiaco nei topi

Questo nuovo modello per il trapianto degli arti posteriori ortotopico nel topo, applicando una tecnica bracciale non sutura per anastomosi super-microvascolare, fornisce un potente strumento per la ricerca in vivo meccanicistica immunologica relative al allotrapianto composito vascolarizzato (VCA).

Ortotopico degli arti posteriori del trapianto di mouse

Qui, presentiamo un protocollo di trapianto aortico eterotopico nei topi utilizzando la tecnica del bracciale non-suture in un modello di murino cervicale. Questo modello può essere utilizzato per studiare la patologia sottostante della vasculopatia allotrapianto cronica (CAV) e può aiutare a valutare nuovi agenti terapeutici al fine di prevenirne la formazione.

Modello di trapianto aortico cervicale murine utilizzando una tecnica di manette non sutura modificata

Introduciamo un approccio della camera d'aria alla tecnica del polsino per il trapianto di cuore eterotopico cervicale del topo per aiutare a evert il vaso sopra il polsino. Abbiamo scoperto che la cooperazione tra due chirurghi esperti riduce notevolmente i tempi di funzionamento.

Ottimizzazione della tecnica del bracciale per il trapianto di cuore di Murine

Nel presente protocollo, un modello di trapianto di cuore di topo viene utilizzato per studiare il meccanismo di rigetto dell'allotrapianto cardiaco. In questo modello di trapianto di cuore eterotopico, l'efficienza operativa è migliorata e la sopravvivenza degli innesti cardiaci è assicurata da un'anastomosi cervicale end-to-end dell'impianto cardiaco utilizzando una tecnica di bracciale modificata.

Una tecnica di bracciale modificata per il modello di trapianto di cuore eterotopico cervicale del topo

I modelli di trapianto cardiaco murino rappresentano preziosi strumenti di ricerca per lo studio dell'immunologia dei trapianti. Il presente protocollo descrive il trapianto cardiaco cervicale eterotopico di topo che prevede il posizionamento di polsini sull'arteria carotide comune del ricevente e sul tronco dell'arteria polmonare del donatore per consentire il flusso sanguigno laminare.

Trapianto cardiaco cervicale eterotopico di topo utilizzando bracciali vascolari

Impara la tecnica di manica per il trapianto aortico ortotopico nel topo, un metodo rapido di anastomosi per studiare le malattie vascolari. Questo modello facilita la ricerca sui topi geneticamente modificati.

Utilizzando la tecnica di manica in un modello murino di trapianto aortico - un Video didattico

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