Name: Basato su palloncino ferita per indurre iperplasia Myointimal nellAorta addominale di Mouse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-07T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 32 s
Description: Scopri il modello murino di lesione aortica con palloncino per studiare l'iperplasia miointimale. Questo metodo permette di analizzare i fattori patogenetici e la progressione rapida della malattia nei topi transgenici.

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Gli autori ringraziano Christiane Pahrmann per la sua assistenza tecnica.
D.W. è stata sostenuta dalla Max Kade Foundation. T.D. ha ricevuto sovvenzioni dall'altro Kröner Fondation (2012_EKES.04) e la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1. _. S. S. ha ricevuto borse di ricerca dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3-1, SCHR992/4-1).

Animali ha ricevuto un'assistenza umana in conformità con la guida per i principi di animali da laboratorio, preparato da Istituto di laboratorio animale risorse e pubblicato da National Institutes of Health. Tutti i protocolli di animali sono stati approvati dall'autorità locale responsabile (' Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Fiuggi (ufficio per la salute e tutela dei consumatori) ').
1. preparazione del catetere
Nota: Fare riferimento alla Tabella materiali per informazioni per quanto riguarda il catetere.
<ol><li>Prendere catetere da titolare del catetere.</li>
	<li>Tirare il filo guida dal lume attraverso la porta distale fuori.</li>
	<li>Mettere in una goccia di adesivo cianoacrilato sull'estremità distale del catetere. Attenzione: Indossare guanti in lattice o nitrile.</li>
	<li>Inserire il filo guida al Porto RX del catetere e farlo avanzare attraverso il lume alla porta distale. In seguito, tirare la guida indietro leggermente per lasciare uno spazio di ~ 5 mm fino alla fine.</li>
	<li>Aspettare 5 minuti per consentire l'adesivo ad asciugare.</li>
	<li>Spostare il filo guida, dovrebbe essere fissato. Se è ancora mobile, ripetere i passaggi 1.3-1.6.</li>
	<li>Riempire una siringa da 3 mL con 1,5 mL di soluzione fisiologica 0,9% e collegarlo alla porta di gonfiaggio del palloncino.</li>
	<li>Spingere lo stantuffo della siringa per testare il gonfiaggio del palloncino. Lasciare 0,6 mL soluzione salina nella siringa.</li>
</ol>2. preparazione di Mouse
<ol><li>Ottenere topi maschi all'età di 14 settimane pesa circa 30 g. Nota: Abbiamo usato animali ottenuti dall'Istituto di animali da laboratorio. Abbiamo usato qui C57BL/6J.</li>
	<li>Utilizzare una camera di induzione per anestetizzare il mouse con 2.0-2.5% isofurane (500 mL/min portata di ossigeno).</li>
	<li>Posizionare il mouse sul dorso su un rilievo di riscaldamento e mantenere l'anestesia con una facciale che ricopre la bocca e il naso del mouse. Verifica per sufficiente profondità dell'anestesia pizzicando le zampe posteriori e la coda per verificare l'assenza di riflessi.</li>
	<li>Rimuovere i capelli addominali utilizzando un tagliacapelli.</li>
	<li>Allargare le gambe posteriori e fissare la loro posizione con del nastro.</li>
	<li>Disinfettare la zona addominale con povidone-iodio, seguito da 80% di etanolo. Ripetere questo passaggio altre due volte.</li>
	<li>Utilizzare un telo chirurgico per garantire il sito chirurgico non avere contaminato. Aprire gli strati di pelle e muscolo lungo il linea alba con una forbice (o bisturi) per esporre gli organi addominali.</li>
	<li>Posare l'intestino in un guanto idratata fisiologica 0,9% e avvolgere per tenerli umidi.</li>
	<li>Utilizzare due una pinzetta per rimuovere il tessuto adiposo sopra l'aorta addominale.</li>
	<li>Usando una siringa da insulina (30G), iniettare 250 µ l di soluzione di eparina (50 U/mL) nella Vena Cava inferiore (IVC) e attendere 3 minuti per la sua distribuzione sistemica. Eparina sarà sopprimere l'emostasi e prevenire la coagulazione del indesiderati durante la chirurgia.</li>
	<li>Utilizzando due pinze, la dissezione dell'aorta di infrarenal fino alla relativa biforcazione e relativi vasi di ramo in uscita.</li>
	<li>Legare i vasi collaterali, che sono tenuti a essere collocato nell'area bloccata, con un cauterizzatore ad alta temperatura.</li>
	<li>Interrompere il flusso sanguigno dal serraggio di aorta di infrarenal direttamente sotto le arterie renali.</li>
	<li>Posizionare una seconda fascetta una posizione distale appena sopra la biforcazione aortica.</li>
	<li>Eseguire una piccola incisione orizzontale utilizzando forbici a metà tra i morsetti lungo la nave. Nota: La dimensione dell'incisione deve essere pari ad 1/3 della circonferenza del vaso.</li>
	<li>Inserire una siringa con un ago (30G) nell'incisione e lavare l'aorta con 250 µ l di soluzione di eparina (50 U/mL).</li>
	<li>Usando i suturare 10-0, mettere un singolo nodo su ciascun lato dell'incisione.</li>
	<li>Dilatare l'aorta con l'inserimento di un dilatatore nell'incisione e diffondere il vaso leggermente. Ripetere la dilatazione 2 o 3 volte.</li>
	<li>Idratare il catetere a palloncino con soluzione fisiologica allo 0,9%.</li>
	<li>Inserire il catetere a palloncino appiattito nell'aorta e farlo avanzare verso il morsetto prossimale sull'aorta.</li>
	<li>Quando si raggiunge il morsetto prossimale, aprire il morsetto prossimale con cautela e gonfiare il palloncino per evitare perdite di sangue, iniettando ~0.6 mL di soluzione fisiologica. Nota: Il rapporto del palloncino gonfiato al vaso è 1,5: 1.</li>
	<li>Far avanzare il catetere retrogrado per circa 2 cm.</li>
	<li>Sfilare il catetere espanso indietro, mentre lo sgonfiamento del palloncino leggermente rilasciando la siringa.</li>
	<li>Ricollegare il morsetto prossimale quando il catetere raggiunge l'incisione dell'aorta. Sgonfiare il palloncino completamente e rimuoverlo.</li>
	<li>Sciacquare l'aorta con 250 µ l di soluzione di eparina (50 U/mL) usando una siringa da 30G.</li>
	<li>Chiudere l'incisione aortica usando i suturare 10-0. Luogo interrotto punti su ogni lato laterale, seguita da uno o due punti sul lato ventrale.</li>
	<li>Aprire il morsetto distale. In caso di sanguinamento, richiudere la pinza e inserire ulteriori punti.</li>
	<li>Aprire il morsetto prossimale con attenzione.</li>
	<li>Posizionare due tamponi sulla sutura per sostenerla e interrompere qualsiasi sanguinamento.</li>
	<li>Posto emostatiche assorbibili sulla sutura per sostenerla. Nota: Un impulso aortico deve essere visibile distalmente dall'incisione.</li>
	<li>Gli intestini sono inserire nuovamente l'addome.</li>
	<li>Sciacquare la cavità addominale con soluzione fisiologica 0,9% sterile, che è stato pre-riscaldato a 37 ° C.</li>
	<li>Chiudere lo strato del muscolo addominale utilizzando suture in esecuzione 6-0.</li>
	<li>Chiudere la pelle con suture in esecuzione 5-0.</li>
	<li>Iniettare Carprofen 4-5 mg/kg per via sottocutanea prima di consentire il mouse a svegliarsi. Monitorare l'animale fino a quando ha acquisito coscienza, mantenere decubito sternale. Tenere l'animale da solo in una gabbia fino al recupero completo.</li>
	<li>Aggiungere metamizolo per l'acqua potabile (50 mg/100 mL) come farmaco di dolore per 3 giorni e monitorare l'animale al giorno. Di solito topi come il dolce sapore di metamizolo e iniziano a bere immediatamente dopo l'intervento chirurgico. Se si preferisce, agenti iniettabili a rilascio prolungato possono essere utilizzati invece di metamizolo. Nota: Il periodo di osservazione per questo modello è di 28 giorni.</li>
</ol>3. istopatologia
<ol><li>Raccogliere l'aorta palloncino-danneggiati dopo 28 giorni preparando i topi come descritto ai punti 2.2 a 2,9.</li>
	<li>Usare le forbici per rimuovere l'aorta palloncino-danneggiati (tra la biforcazione e 0,3 mm sopra i vasi renali) ed eutanasia il mouse tagliando fuori il suo cuore.</li>
	<li>Lavare il lume del vaso con 0,9% NaCl.</li>
	<li>Difficoltà durante la notte la nave raccolta in paraformaldeide al 4% (PFA) e si disidratano in aumento delle concentrazioni di etanolo, a partire con etanolo al 70% per 2 ore, etanolo di 80% per 1 ora, etanolo al 95% per 2 ore e 100% etanolo per 5 ore. Quindi, incubare i campioni in xilene per 2 ore 3 volte, prima che si infiltrano i campioni con paraffina. Nota: invece di vampate di calore la nave raccolta con 0,9% NaCl, esso può essere lavata con 4% PFA. Attenzione: PFA e xilene sono tossici e devono essere maneggiati con cura speciale.</li>
	<li>Incorporare il campione in paraffina e tagliati in fette di 5 µm spessore utilizzando un microtomo.</li>
	<li>Deparaffinizzare le diapositive con xilene 3 volte per 5 minuti.</li>
	<li>Reidratare i vetrini di tessuto utilizzando una serie decrescente di etanolo. Iniziare con etanolo 100% 2 volte per 5 min, seguiti da 3 minuti di etanolo 95%, 80% e 70%.</li>
	<li>Colorare i vetrini con la colorazione tricromica di Masson come descritto18.</li>
	<li>Disidratare i vetrini colorati in etanolo 100% 2 volte per 10 minuti ciascuno. Chiaro con xilene 2 volte per 10 minuti ciascuno e montare in mezzo di montaggio.</li>
	<li>Mostra i vetrini con un microscopio a campo chiaro. Usare una lente con ingrandimento e un'apertura numerica di 0,12: 5x per una foto panoramica o una lente con 20 ingrandimenti x con un'apertura numerica di 0.35 per osservazione dettagliata.</li>
</ol>4. microscopia di immunofluorescenza
<ol><li>Reidratare i vetrini di tessuto utilizzando una serie decrescente di etanolo. Iniziare con etanolo 100% 2 volte per 5 min, seguita da 3 min di etanolo 95%, 80% e 70%.</li>
	<li>Eseguire ricupero dell'antigene riscaldando i vetrini nella soluzione di ricupero dell'antigene in un vapore per 20 min.</li>
	<li>Lasciate raffreddare il vetrini a temperatura ambiente.</li>
	<li>Dopo il lavaggio le diapositive per tre volte con tampone fosfato salino (PBS), applicare la soluzione bloccante antigene sulle sezioni per 30 min.</li>
	<li>Lavare i vetrini tre volte per 5 min con PBS.</li>
	<li>Incubare sezioni con l'anticorpo primario diluito in diluente per anticorpi primari. Nota: Il momento giusto di concentrazione e incubazione dovrebbe essere scelti separatamente per ogni anticorpo.</li>
	<li>Lavare i vetrini tre volte per 5 min con PBS per rimuovere l'anticorpo non legato.</li>
	<li>Incubare sezioni con un anticorpo secondario pre-coniugato diluito nel diluente di anticorpo secondario. Nota: Il momento giusto di concentrazione e incubazione dovrebbe essere scelti separatamente per ogni anticorpo.</li>
	<li>Rimuovere gli anticorpi non legati da lavare i vetrini per 5 minuti tre volte.</li>
	<li>Colorante di contrasto i nuclei cellulari utilizzando 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) per 15 min; la concentrazione finale di DAPI dovrebbe essere 350 nM.</li>
	<li>Montare diapositive in immunofluorescenza compatibile soluzione di montaggio. Nota: Utilizzando la soluzione di montaggio sbagliato può oscurare il segnale di fluorescenza.</li>
	<li>Visualizzare le diapositive con un microscopio a fluorescenza. Utilizzare una lente di ingrandimento 40x con un'apertura numerica di 1,3.</li>
</ol>

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<li>Stubbendorff, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inducing+myointimal+hyperplasia+versus+atherosclerosis+in+mice%3A+an+introduction+of+two+valid+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models.</a> J Vis Exp. (87), e51459(2014).</li>
<li>Deuse, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dichloroacetate+prevents+restenosis+in+preclinical+animal+models+of+vessel+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Dichloroacetate prevents restenosis in preclinical animal models of vessel injury.</a> Nature. 509 (7502), 641-644 (2014).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

In questo articolo viene illustrato un modello murino per studiare lo sviluppo dell'iperplasia myointimal e permette l'esplorazione dei processi patologici sottostanti e la sperimentazione di nuovi farmaci o opzioni terapeutiche.
La fase più critica in questo protocollo è il denudation dell'aorta. Cura speciale dovrebbe essere pagata durante questo passaggio come eccessiva decumulazione porterà alla formazione di aneurismi e il fallimento del modello. D'altra parte, se decumulazione viene eseg...

Stenosi arteriosa nelle arterie coronariche e periferiche ha un grande effetto sulla morbosità e della mortalità di pazienti1. Un meccanismo patologico di fondo è l'iperplasia myointima (MH), che è caratterizzato da aumentata proliferazione, migrazione e sintesi di proteine della matrice extracellulare da muscolo liscio vascolare cellule (SMC)2. SMC si trovano nello strato media della nave e migrare su stimolo alla superficie del lume. Segnali stimolatori includono fattori di crescita, citochine, contatto della cellula-cellula, lipidi, componenti della matrice extracellulare e cesoia meccanica e allungare le forze3,4,5,6. Lesioni della parete del vaso, patologica o iatrogena, causano delle cellule endoteliali e danno delle cellule di muscolo liscio e stimolano le reazioni infiammatorie e quindi portano ad MH7.
Diversi modelli animali sono attualmente disponibili per studiare lesioni arteriose e iperplasia myointima. Grandi animali come maiali o cani hanno il vantaggio di condividere una simile arteria e anatomia coronaria con gli esseri umani e sono particolarmente adatti per gli studi che studiano l'angioplastica tecniche, procedure e dispositivi8. Tuttavia, modelli di maiale hanno lo svantaggio di superiore trombogenicità9,10, mentre i cani hanno solo una lieve risposta a nave ferita11. Inoltre, tutti i grandi modelli animali richiedono speciale alloggiamento, attrezzature e personale, che sono collegato con costi elevati e non sempre sono disponibili presso un'istituzione. Piccoli modelli animali includono ratti e topi. Rispetto ai ratti, topi hanno i vantaggi di costo inferiore e l'esistenza di una varietà di knock out modelli. Il modello descritto in questo video può essere combinato con ApoE-/-topi alimentati con una dieta occidentale a imitare molto attentamente la regolazione clinica di angioplastia in vasi aterosclerotici12. Modelli precedenti ha indotto la lesione vascolare via filo ferita13, fluido essiccazione14, primavera15o polsino ferita16. Poiché la natura del pregiudizio inciderà notevolmente lo sviluppo e la costituzione di MH, facendo uso di un catetere a palloncino per indurre la lesione del vaso è il modo migliore per imitare la regolazione clinica.
In questo articolo descriviamo un nuovo metodo per indurre MH con un catetere a palloncino in topi. L'uso di un catetere a palloncino (1,2 x 6 mm) con un RX-porta (Figura 1A) permette la raschiatura dello strato intimal e, allo stesso tempo, l'induzione di un overdistension della nave. Entrambi questi fattori sono importanti trigger per lo sviluppo di MH. Il tempo di osservazione per questo modello è di 28 giorni17.

<table><tbody><tr><td>10-0 Sutura Ethilon</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>Siringa da 3 ml</td><td>BD Medical</td><td>309658</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>Sutura 5-0 in prolene</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Sutura in prolene</td><td>Ethicon</td><td>8706H</td><td></td></tr><tr><td>Acid Fuchsin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Soluzione per il</td></tr><tr><td>recupero dell'antigene</td><td>Dako</td><td>S1699</td><td></td></tr><tr><td>Azophloxin</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Unguento per occhi e naso Bepanthen Unguento per occhi</td><td>1578675</td><td></td><td>Bayer</td></tr><tr><td>Soluzione di betadine Betadine</td><td>Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J</td><td>Charles River</td><td>Codice 000664</td><td></td></tr><tr><td>Applicatore a morsetto</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td>DIAMETRO DELLA GANASCIA: 4 x 0,75 mm
LUNGHEZZA: 13 mm</td></tr><tr><td>Collagene 3</td><td>abcam</td><td>ab7778</td><td>Anticorpo</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermo Fischer</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>Asino anti-capra IgG AF555</td><td>Invitrogen</td><td>A21432</td><td>Anticorpo secondario</td></tr><tr><td>Asino anti-Coniglio IgG AF488</td><td>Invitrogen</td><td>A21206</td><td>Anticorpo</td></tr><tr><td>secondario Asino anti-Coniglio IgG AF488</td><td>Invitrogen</td><td>A11055</td><td>Secondario anticorpo</td></tr><tr><td>Asino anti-coniglio IgG AF555</td><td>Invitrogen</td><td>A31572</td><td>Anticorpo secondario</td></tr><tr><td>Etanolo 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Etanolo 96%</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Etanolo assoluto</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>FAP</td><td>abcam</td><td>ab28246</td><td>Anticorpo</td></tr><tr><td>Pinze fini</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Pinze standard</td><td>Strumenti di Fine Science</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>Acido acetico glaciale</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>Tagliacapelli</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN 3862340</td><td>25.000 IE/mL</td></tr><tr><td>Kit cauterizzazione ad alta temperatura</td><td>Bovie</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Image-iT FX Signal Enhancer</td><td>Invitrogen</td><td>I36933</td><td>Soluzione di blocco</td></tr><tr><td>Verde chiaro SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Colorazione tricromatica</td></tr><tr><td>Morsetto microchirurgico</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine -</td></tr><tr><td>Catetere per dilatazione coronarica MINI TREK da 4 mm 1,20 mm x 6 mm / Rapid-Exchange</td><td>Abbott</td><td>1012268-06U</td><td></td></tr><tr><td>Idrato di acido molibdatofosforico</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>NaCl 0,9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>Porta aghi</td><td>Fine Science Tools</td><td>12075-14</td><td></td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizolo</td></tr><tr><td>Orange G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Paraffina</td><td>Leica biosystems</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7,4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>PFA 4%</td><td>Microscopia elettronica Scienze</td><td>#157135S</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione Ponceau S</td><td>Serva Elettroforesi</td><td>33427</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Diluente anticorpo primario</td><td>Dako</td><td>S3022</td><td></td></tr><tr><td>Prolong Gold Soluzione di montaggio</td><td>Thermo Fischer</td><td>P36930</td><td>Soluzione di montaggio per vetrini colorati in immunofluorescenza</td></tr><tr><td>Punta fine sostituibile</td><td>Bovie</td><td>H101</td><td></td></tr><tr><td>Resorcina-Fuchsin Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2E-30</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td> Forbici <td>in carprofene</td></tr><tr><td></td><td>Fine Science Tools</td><td>14028-10</td><td></td></tr> Forbici Strumenti per <tr><td>la scienza</td><td></td> <td>fine in stile Vannas15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Diluente anticorpale secondario</td><td>Dako</td><td>S0809</td><td></td></tr><tr><td>Adesivo ad azione rapida MINIS 3x1g</td><td>UHU</td><td>45370</td> Rack per vetrini in <td>cianoacrilato</td></tr><tr><td></td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>SM22</td><td>abcam</td><td>ab10135</td><td>Anticorpo</td></tr><tr><td>SMA</td><td>abcam</td><td>ab21027</td><td></td></tr><tr><td>Piatto per colorazione</td> anticorpi <td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio operatorio</td><td>Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Tabotamp fibrillare</td><td>Ethicon</td><td>431962</td><td>Emostatico assorbibile</td></tr><tr><td>Nastro chirurgico per traspore</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Siringa da insulina</td><td>BD Medical</td><td>324825</td><td></td></tr><tr><td>Dilatatore vascolare</td> Strumenti per la <td>scienza</td><td>18603-14</td><td></td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Weigerts ferro ematossilina Kit</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Colorazione tricromica</td></tr><tr><td>Xilene</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr></tbody></table>

basato su palloncino ferita per indurre iperplasia myointimal nell'aorta addominale di mouse

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

L'uso di modelli animali è essenziale per una migliore comprensione della MH, una delle principale cause di stenosi arteriosa. In questo articolo, dimostriamo un modello di decumulazione palloncino murino, che è paragonabile con modelli di lesione del vaso stabilito in animali di grandi dimensioni. Il modello di decumulazione aorta con cateteri a palloncino imita la regolazione clinica e conduce ai cambiamenti fisiologici e pathobiological comparabili. Brevemente, dopo aver eseguito un'incisione orizzontale in aorta centrifugalis, un catetere a palloncino verrà inserito nel vaso, gonfiato e presentare retrogradely. Gonfiaggio del palloncino porterà a biancheria intima ferita e overdistension della nave. Dopo rimozione del catetere, l'incisione aortica sarà chiuso con singoli pinzature. Il modello mostrato in questo articolo è riproducibile, facile da eseguire e può essere stabilita in modo rapido e affidabile. È particolarmente adatto per la valutazione di agenti terapeutici sperimentali costosi, che possono essere applicati in modo economico. Utilizzando diversi ceppi di topo knockout, può essere valutato l'impatto di diversi geni sullo sviluppo di MH.

Decumulazione palloncino è un modello adatto per studiare lo sviluppo di MH in topi. Animali recupero bene dalla chirurgia e viene mostrata un'eccellente condizione fisica post-operazione. Abbiamo stabilito questo modello in 50 topi con meno di 3% di mortalità a causa della procedura chirurgica. Figure 1B -C mostrano i passaggi chiave chirurgici. Dopo un'incisione della pelle lungo il linea alba, identificare l' aorta centrifugal...

Questo articolo viene illustrato un modello murino per studiare lo sviluppo dell'iperplasia miointimale (MH) dopo la ferita aortica dell'aerostato.

Basato su palloncino ferita per indurre iperplasia Myointimal nell'Aorta addominale di Mouse

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

L'obiettivo generale di questo sistema modello basato sul topo è studiare lo sviluppo dell'iperplasia miointimale dopo lesione del palloncino aortico. Questo sistema modello può aiutare a rispondere a domande chiave sull'iperplasia miointimale, come ad esempio quali fattori contribuiscono al suo sviluppo. Studiando lo sviluppo dell'iperplasia miointimale nei topi transgenici, speriamo di ottenere una migliore comprensione del meccanismo patologico della malattia.Un altro vantaggio di questo modello animale è che la malattia progredisce rapidamente. In poche settimane, siamo studiati sui topi. Innanzitutto, preparare il catetere richiesto.Rimuoverlo dal supporto ed estrarre il filo guida attraverso il lume attraverso la porta distale. Quindi inserire una goccia di cianoacrilato sull'estremità distale del catetere e far passare il filo guida attraverso la porta RX, quindi attraverso il lume e fuori dalla porta distale. Quindi, tirare leggermente indietro il filo guida per lasciare sporgere circa cinque millimetri e lasciare asciugare l'adesivo.Successivamente riempire una siringa da tre millilitri con 1,5 millilitri di soluzione fisiologica allo 0,9% e collegarla alla porta di gonfiaggio a sfera del catetere. Quindi spingere lo stantuffo per testare il gonfiaggio del palloncino. Lasciare circa 0,6 millilitri di soluzione fisiologica nella siringa.Quindi, prepara il topo per l'intervento chirurgico. Anestetizzarlo in una camera di isoflurano e successivamente, durante l'intervento chirurgico, somministrare isoflurano attraverso un cono nasale. Prima di procedere, confermare una sufficiente profondità di anestesia pizzicando le zampe posteriori e la coda per verificare l'assenza di riflessi.Quindi rimuovere i peli addominali utilizzando un tagliacapelli e fissare la posizione delle zampe posteriori con del nastro adesivo. Infine, disinfettare la zona addominale utilizzando tre scrub alternati di iodio povidone seguiti da etanolo all'80%. Inizia con l'analisi della pelle e degli strati muscolari lungo la linea alba per esporre gli organi addominali.Spostate quindi gli intestini, avvolgeteli in una garza imbevuta di soluzione salina per mantenerli umidi. Ora usando due pinze sottili per rimuovere il tessuto adiposo sopra l'aorta addominale. Quindi, da una siringa da insulina, iniettare circa 12 unità di eparina solfato nell'IVC e attendere tre minuti per la distribuzione sistemica.Successivamente, usa una pinza per sezionare l'aorta infrarenale fino alla biforcazione e per rivelare i rami in uscita. Quindi, utilizzando la cauterizzazione, legare i vasi laterali lungo l'aorta infrarenale all'interno dell'area che verrà bloccata. Quindi, fermare il flusso sanguigno bloccando il vaso direttamente sotto le arterie renali e bloccando in posizione distale appena sopra la biforcazione aortica.Ora esegui una piccola incisione orizzontale lungo il vaso nel punto medio tra i morsetti. L'incisione dovrebbe essere circa 1/3 della circonferenza del vaso. Quindi, utilizzando una siringa da insulina, sciacquare l'aorta con una soluzione di eparina come prima.Successivamente, posizionare 10-0 suture con singoli nodi su ciascun lato dell'incisione. Per procedere, dilatare l'aorta. Posizionare un dilatatore del vaso nell'incisione e allargare leggermente il vaso.Fallo due o tre volte. Quindi preparare il catetere a palloncino bagnandolo con soluzione fisiologica. Quindi inserire il catetere a palloncino sgonfio nell'aorta e farlo avanzare verso la pinza prossimale.Aprire con cautela la pinza prossimale e gonfiare il palloncino per evitare perdite di sangue iniettando circa 0,6 millilitri di soluzione fisiologica. Quindi, far avanzare il catetere retrogrado di circa due centimetri. Tirare indietro il catetere sgonfiando leggermente il palloncino.Quando il catetere raggiunge l'incisione dell'aorta, riattaccare il morsetto prossimale. Quindi, sgonfiare completamente il palloncino e rimuoverlo. Ora sciacquare l'aorta con una soluzione di eparina.Quindi procedere chiudendo l'incisione aortica utilizzando suture interrotte 10-0 su ciascun lato laterale. Seguito da uno o due punti di sutura sul lato ventrale. Quindi aprire la pinza distale, verificare la presenza di sanguinamento e posizionare ulteriori suture secondo necessità.Una volta che non c'è sanguinamento, aprire con cautela il morsetto prossimale. Utilizzare tamponi sulle suture per il supporto e per rallentare il sanguinamento. Quindi posizionare degli emostatici riassorbibili sulle suture per sostenerle.Con entrambe le pinze aperte, un polso aortico dovrebbe essere visibile distalmente dall'incisione. Ora rimetti l'intestino nell'addome e risciacqua la cavità addominale con soluzione salina riscaldata a 37 gradi Celsius. Quindi chiudere lo strato muscolare addominale utilizzando suture da corsa 6-0.E poi chiudere la pelle con punti di sutura 5-0. Quindi, iniettare immediatamente un analgesico per via sottocutanea prima che l'animale si svegli. Ora monitora il topo fino a quando non ha ripreso conoscenza e può mantenere la decubito sternale.Una volta cosciente, ospita l'animale da solo fino a quando non si è completamente ripreso. Fornire metamizolo all'acqua potabile per tre giorni. Assicurati di controllare il mouse ogni giorno per garantire un buon recupero.La denudazione con palloncino è un metodo adatto per studiare lo sviluppo dell'iperplasia miointimale nei topi. Gli animali si sono ripresi bene dall'intervento chirurgico ed erano in ottime condizioni fisiche. Meno del 3% è morto in oltre 50 interventi chirurgici.L'iperplasia miointimale si è sviluppata progressivamente nell'innesto. La colorazione istologica con la tricromica di Masson ha mostrato la formazione di miointima all'interno della lamina elastica interna. Le lesioni miointimali consistevano principalmente di componenti cellulari positive per SM22, che indicavano cellule muscolari lisce e cellule ECM come i miofibroblasti, mostrate anche in rosso.Dopo aver visto questo video dovresti avere una buona comprensione di come eseguire le lesioni da palloncino nei topi. Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in 20 minuti se eseguita correttamente.

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Questo video mostra due modelli di intimale sviluppo placca nelle arterie murini e sottolinea le differenze di iperplasia miointimale e aterosclerosi.

Indurre miointimale Iperplasia Versus aterosclerosi nei topi: Introduzione di due modelli validi

Questo protocollo utilizza un catetere a palloncino per causare un danno endoluminale sull'arteria carotide di ratto e d'ora in poi suscitare iperplasia neointimale. Questo è un modello consolidato per lo studio dei meccanismi di rimodellamento vascolare in risposta al danno. È inoltre ampiamente utilizzato per determinare la validità dei potenziali approcci terapeutici.

Vascolare Balloon Lesioni e intraluminale Amministrazione in Rat carotide

Descriviamo una tecnica chirurgica che produce lesioni a filo nell'arteria femorale dei topi per indurre l'iperplasia neointimale per fungere da sistema di test modello per la somministrazione perivascolare di composti terapeutici per l'inibizione della restenosi.

Modello murino di dall&#39;arteria femorale Wire Injury con impianto di una Perivascolare Drug Delivery Patch

La restenosi dopo procedure cardiovascolari (chirurgia bypass, angioplastica o stenting) è un problema significativo che riduce la durata di queste procedure. Una terapia ideale potrebbe inibire la proliferazione delle cellule muscolari lisce (VSMC), promuovendo la rigenerazione dell'endotelio. Descriviamo un modello per la valutazione simultanea della proliferazione VSMC e della funzione endoteliale in vivo.

Lesione aortica di crusca a murina: un efficace<em&gt; In Vivo</em&gt; Modello di proliferazione cellulare liscia e funzione endoteliale

Modelli animali di aterosclerosi sono essenziali per capire il meccanismo e per indagare più recenti approcci per prevenire lo sviluppo della placca o rottura, delle cause principali di morte nel mondo industrializzato. Questo protocollo utilizza una combinazione di lesioni palloncino e dieta ricca di colesterolo per indurre placche aterosclerotiche nell'arteria iliaca coniglio.

Il modello del coniglio di aterosclerosi accelerata: una prospettiva metodologica della ferita dell'aerostato dell'arteria iliaca

Qui, presentiamo un protocollo di trapianto aortico eterotopico nei topi utilizzando la tecnica del bracciale non-suture in un modello di murino cervicale. Questo modello può essere utilizzato per studiare la patologia sottostante della vasculopatia allotrapianto cronica (CAV) e può aiutare a valutare nuovi agenti terapeutici al fine di prevenirne la formazione.

Modello di trapianto aortico cervicale murine utilizzando una tecnica di manette non sutura modificata

La lesione del palloncino dell'arteria carotide del ratto imita la procedura di angioplastica clinica eseguita per ripristinare il flusso sanguigno nei vasi aterosclerotici. Questo modello induce la risposta alle lesioni arteriose tendendo la parete arteriosa e denudendo lo strato intimale delle cellule endoteliali, causando infine rimodellamento e una risposta iperplastica intimale.

Una lesione segmentale del palloncino segmentale controllato dalla pressione carotide del ratto con applicazione terapeutica periadventitiale

Il presente protocollo descrive un metodo chirurgico standardizzato per il modello AAA indotto da elastasi attraverso l'applicazione diretta di elastasi all'avventizia dell'aorta addominale infrarenale nei topi.

Modello di aneurisma dell'aorta addominale del topo indotto dall'applicazione perivascolare dell'elastasi

Questo protocollo descrive un modello murino di aneurisma dell'aorta addominale indotto da fosfato di calcio (AAA) per studiare le caratteristiche patologiche e i meccanismi molecolari delle AAA.

Un modello di aneurisma dell'aorta addominale del topo indotto da fosfato di calcio

Questo manoscritto presenta un protocollo per stabilire un modello murino di aneurisma dell'aorta addominale utilizzando cloruro di calcio ed elastasi, combinando i vantaggi dei precedenti metodi di modellazione. Questo modello può essere utilizzato per studiare i meccanismi fisiopatologici alla base degli aneurismi dell'aorta addominale.

Un modello murino di aneurisma dell'aorta addominale mediante cloruro di calcio periavventiziale e infiltrazione di elastasi

Questo protocollo fornisce un metodo ripetibile e affidabile per indurre aneurismi aortici addominali (AAA) nei topi C57BL/6 utilizzando sensibilizzazione con elastina e applicazione di elastasi perivascolare, come modello AAA che incorpora una componente di immunosensibilizzazione.

Creazione affidabile di un modello di aneurisma aortico addominale murino utilizzando sensibilizzazione con elastina ed elastasi perivascolare

Scopri il modello murino di lesione aortica con palloncino per studiare l'iperplasia miointimale. Questo metodo permette di analizzare i fattori patogenetici e la progressione rapida della malattia nei topi transgenici.

Basato su palloncino ferita per indurre iperplasia Myointimal nell'Aorta addominale di Mouse

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