Name: Stimolazione del nervo cavernoso e registrazione della pressione intracavernosa in un ratto (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-23T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: Impara la stimolazione del nervo cavernoso e la registrazione della pressione intracavernosa nel ratto. Questa tecnica chirurgica semplificata permette di studiare la disfunzione erettile e testare nuove terapie in modo riproducibile.

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Gli autori non hanno nessun ringraziamenti.

Gli animali sono stati alloggiati nella University of Southern Denmark animale cura struttura secondo le linee guida istituzionali. Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati effettuati in conformità con la guida del National Institutes of Health per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. Si tratta di un intervento di chirurgia acuta, non-sopravvivenza.
1. preparazione della tubazione, elettrodo e strumenti per l'intervento chirurgico
<ol><li>Utilizzare i seguenti strumenti di microchirurgia: forbici chirurgiche, micro-forbici angolate, un tessuto forcipe, una coppia di Dumont #7 e #5 micro pinzetta, un porta-aghi micro e divaricatori. Nota: Come si tratta di una procedura di acuta, non è necessario che gli strumenti da sterilizzare. Dopo l'uso, pulire e asciugare le punte con etanolo al 70%.</li>
	<li>Immergere il tubo in etanolo al 70% e poi lavare con sterile 0,9% NaCl con l'eparina 100 U/mL prima dell'uso. Lasciare il tubo riempito per evitare di introdurre bolle d'aria nel sistema.</li>
	<li>Tagliare un pezzo di lunghezza di 20-30 cm di tubi di polietilene (PE)-50 per rendere un catetere per la misurazione di ICP. Assicurarsi che la tubazione sia più breve possibile per ridurre la pressione di bagnatura.</li>
	<li>Piegare una sterile G 24 ago-laterale fino a quando l'ago si rompe in mezzo. Collegare il pezzo con lo smusso all'estremità distale del tubo PE per l'inserimento nel crus del pene. Inserire l'altra metà all'hub per il collegamento al trasduttore di pressione. Riempire il sistema con soluzione fisiologica eparinata (100 U/mL).</li>
	<li>Per rendere il bipolare elettrodo rivestito di Teflon, taglio due 125 µm argento fili di uguale lunghezza. Utilizzare un pezzo di nastro adesivo per fissare i fili al bordo del tavolo e avvitarli insieme. Successivamente, fissare l'elettrodo su una piastra nera.</li>
	<li>Praticare una piccola incisione in Teflon e utilizzare #5 micro pinze per una lunghezza di 4-5 mm di rivestimento in Teflon fuori le punte degli elettrodi della striscia. Tagliare le punte con un bisturi per raggiungere persino la lunghezza e creare ganci piegando le estremità intorno il bordo non tagliente di una lama di bisturi.</li>
	<li>Nastro l'elettrodo con il fine che si estende leggermente sopra il bordo della lastra del nero con i ganci rivolti verso l'alto. Mescolare la colla del silicio su una piastra di plastica per 10 s e avvolgere una colla bolla intorno all'elettrodo 1-2 mm dal gancio.</li>
	<li>Lasciare asciugare per circa 5 min prima dell'uso (Figura 1). Striscia il Teflon da una sezione più lunga su altra estremità, per consentire la connessione allo stimolatore. Nota: Con ri-fare i ganci all'estremità distale, l'elettrodo può essere riutilizzato molte volte.</li>
</ol>2. preparazione dell'animale
<ol><li>Dopo anestetizzare l'animale, radersi la metà inferiore dell'addome, collo e perineo. Spazzolare l'animale con alcool al 70% seguita da povidone-iodio tre volte. Posto il ratto su un pad riscaldato chirurgico in posizione supina. Applicare unguento oculare IFP e passare l'anestesia ad un cono di naso con 2,5% isoflurane e 0,8 L/min di ossigeno come l'elemento portante. Nota: Regolare il livello di isoflurano e ossigeno per raggiungere un livello accettabile di anestesia.</li>
</ol>3. prechirurgica preparazione
<ol><li>Eseguire l'intera procedura chirurgica sotto un microscopio operativo: un ingrandimento che vanno da 3.15 X a 20x è sufficiente. Utilizzare guanti e mantenere un ambiente pulito in tutto l'intervento chirurgico. Posto il ratto su un drappo.</li>
</ol>4. Ischiocavernosus muscolo dissezione per la misurazione di ICP
<ol><li>Utilizzare un bisturi, Forbici rette e Dumont #7 micro forcipe per rendere un 1 cm verticale curvo laterale di 5 mm di incisione della pelle al midline inizia a livello della base del pene e si estende verso il basso (Figura 2A). Utilizzare un cotton fioc e separare con cura la fascia laterale allo scroto (Figura 2B). Dopo la fascia di dissezione, allegare divaricatori e palpare con un cotone-punta-swap per trovare la tuberosita ' ischiatica (Figura 2).</li>
	<li>Sezionare attraverso il tessuto adiposo mediale di questo punto fino a quando viene visualizzato il muscolo ischiocavernosus (Figura 3A). Utilizzare una coppia Dumont #7 micro pinzetta e longitudinalmente separare il muscolo. La tunica albuginea apparirà come una struttura bianca luminosa (Figura 3B). Utilizzando micro pinze e forbici micro, esporre la tunica albuginea adeguatamente per vedere il suo corso (Figura 3).</li>
	<li>Dopo la calibrazione delle impostazioni di sistema, inserire il tubo attraverso la pelle sul perineo, assicurandosi che si corre parallela ai crus del pene (Figura 4). Lasciare la riga nel posto e mantenere umido con soluzione fisiologica l'incisione.</li>
</ol>5. CN dissezione per stimolazione
<ol><li>Fare un 2 cm inferiore, incisione addominale del midline attraverso la pelle utilizzando, in primo luogo, un bisturi e poi un paio di Forbici rette e micro forcipe. Creare una corrispondenza incisione attraverso la fascia lungo la linea alba e il tessuto muscolare sottostante per esporre la vescica e la prostata.</li>
	<li>Utilizzare retrattori per ottenere buona esposizione. Utilizzare tamponi di cotone-suggerimento per separare la prostata dal tessuto adiposo per ottenere la visualizzazione libera del ganglio pelvico principale (MPG) e CN, in esecuzione sull'aspetto dorsolateral della prostata (Figura 5).</li>
	<li>Dopo la visualizzazione del MPG e CN, accuratamente incise la fascia che ricopre il nervo distale a MPG 2-5mm con micro-forbici angolate (Figura 6a). Con l'uso di forcipe micro #5, diffondere il tessuto su ogni lato del nervo e di sotto di esso per liberare una parte lunga 4 mm (Figura 6b) e far scorrere una sutura di 9-0 sotto il nervo (Figura 6C).</li>
	<li>Elevare il nervo leggermente con l'aiuto della sutura (Figura 7a) per facilitare il posizionamento dei ganci dell'elettrodo bipolare intorno al nervo (Figura 7b). Lasciate che un mix di assistente della colla al silicone bicomponente con la punta di un'insulina ago per 5 s. a secco il nervo e applicare la colla sulla zona intorno i ganci ed il nervo (Figura 7C, sviluppo). Mantenere elevato il nervo, tirando leggermente l'elettrodo per circa 1 min consentire la colla si asciughi.</li>
	<li>Rimuovere i divaricatori, fatta eccezione per i divaricatori sul lato destro per evitare qualsiasi trazione o torsione dell'elettrodo. Bagnare gli organi esposti con salina e laica garza imbevuta di soluzione fisiologica sopra l'incisione.</li>
</ol>6. inserimento di una canula corpo cavernoso per la misurazione di ICP
<ol><li>Ripristinare la visualizzazione della tunica albuginea utilizzando retrattori. Assicurarsi di non attaccare i retrattori al muscolo ischiocavernosus come falserà la crus.</li>
	<li>Fissare l'ago e irrigare il tubo con soluzione fisiologica eparinizzata prima introduzione nella tunica albuginea. Mantenere la tunica albuginea allungata, utilizzando Dumont #7 micro pinzetta in una mano (non dominante), che tiene la tunica albuginea e il resto del muscolo sovrastante distale al punto di inserimento. Tenendo l'ago con il forcipe dritto micro in altra mano dominante e assicurarsi di introdurlo parallelo con il corso del corpo cavernoso (Figura 8).</li>
	<li>Spingere l'ago 5-8 mm nel corpo cavernoso. Sciacquare il tubo e premere sulla crus per testare la linea (Figura 9). Assicurarsi che non vi siano perdite. Fissare il tubo al tavolo con nastro adesivo per evitare accidentali tirando sulla linea. Rimuovere i divaricatori.</li>
</ol>7. stimolazione della NC
<ol><li>Con il programma di registrazione (ad es., Spike 2) continuamente in esecuzione, registrare la pressione arteriosa sia intracavernous e media.</li>
	<li>Impostare i parametri seguenti su uno stimolatore (ad es., SD9 erba strumenti, Vedi Tabella materiali) per stimolazione CN: corrente a 1,5 mA, frequenza 16 Hz, tensione a 3 V e larghezza di impulso a 5 ms. applicare 50 s di stimolazione con un minimo di 1 min di riposo tra stimolazioni. Nota: Le stimolazioni prime generalmente frutto in risposta diminuita (Figura 10).</li>
</ol>

<ol><li>Eckhard, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEckhard%2C+C+%22Untersuchungen+%C3%BCber+die+Erektion+des+Hundes+In%3A+Beitr%C3%A4ge+zur+Anatomie+und+Physiologie%22">Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie</a>. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).</li>
<li>Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+as+a+model+for+the+study+of+penile+erection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The rat as a model for the study of penile erection.</a> J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).</li>
<li>Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+characterization+of+a+bio-assay+of+erectile+function+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model.</a> J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).</li>
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<li>Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Animal models of erectile dysfunction.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).</li>
<li>Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+as+an+animal+model+for+male+erectile+function+evaluation+in+sexual+medicine+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research.</a> J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).</li>
<li>Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+pitfalls+in+some+of+the+experimental+studies+in+erectile+function+and+dysfunction%3A+a+consensus+article%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article.</a> J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).</li>
<li>Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigative+models+in+erectile+dysfunction%3A+a+state-of-the-art+review+of+current+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models.</a> J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).</li>
<li>Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+sequelae+of+cavernous+nerve+injury+in+the+rat%3A+is+there+model+dependency%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency.</a> J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).</li>
<li>Albersen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injections+of+adipose+tissue-derived+stem+cells+and+stem+cell+lysate+improve+recovery+of+erectile+function+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury.</a> J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

L'obiettivo principale di questo studio era di descrivere una tecnica chirurgica semplificata di inserimento di una canula crus del pene per la registrazione di ICP e isolamento del CN per l'elettrostimolazione. Abbiamo introdotto modifiche alla dissezione del corpo cavernoso di semplificare la chirurgia e fornire registrazioni riproducibile dell'aumento dell'ICP con stimolazione di CN. Con un'incisione verticale pelle di 1 cm, laterale alla base del pene, utilizzando la tuberosità ischiatica palpabile come guida, abbiam...

Studio in vivo della funzione erettile in animali da esperimento iniziato nel 1863 con il pionieristico lavoro sperimentale di Eckhard1. Elettrostimolazione dei nervi pelvici è stato usato per indurre l'ICP aumentato nei cani. Nel corso del 20° secolo, protocolli sperimentali simili sono stati usati in più grandi animali come cani, scimmie, gatti e conigli. Valutazione della funzione erettile in un ratto è stata sviluppata da Quinlan et nel 19892. Il metodo da allora è stato modificato e aggiornato da numerosi altri gruppi34. Oggi, il ratto è il più ampiamente usato modello animale per studiare la patologia della disfunzione erettile e valutare le possibilità di trattamento emergente. Le fasi principali della procedura sono, registrazione pressione arteriosa sistemica utilizzando una linea nell'arteria carotica, inserimento di una canula del crus del pene misura ICP e stimolazione della NC per indurre un aumento ICP. Anche se diversi ricercatori hanno raffinato il modello, sua riproducibilità rimane un problema, e risultati variabili sono stati segnalati da diversi laboratori. Persistono ancora parecchie insidie.
Precedenti articoli5,6,7,8,9,10 descrivono l'uso di esposizione completa del pene con degloving del pene per inserimento di una canula corpo cavernoso. Non si tratta di un approccio ottimale come manipolazione e dissezione dirompente provoca lesioni alle strutture, che sono essenziali per la funzione erettile. La dissezione della NC è stata descritta bene10,11, ma la stimolazione del nervo non è ottima a causa di molteplici fattori che potrebbero influenzare i risultati sperimentali. La tecnica di stimolazione CN include il nervo dal tessuto circostante di sollevamento tirando sull'elettrodo bipolare gancio, che viene posizionato intorno al nervo, e asciugatura del nervo prima di ogni stimolo. Questo può portare a vari gradi di danno del nervo e dispersione di corrente elettrica, risultante in una risposta diminuita o falso aumento ICP attraverso la stimolazione di vie alternative per es., muscoli del pavimento pelvico, vescica e gastrointestinali tratto12. Tutti questi fattori limitano la riproducibilità.
Durante il nostro studio, abbiamo osservato che la profondità e il tipo di anestesia avere un effetto profondo su ICP. Anestetici utilizzati sono sodio pentobarbital, chetamina/xilazina o ketamina/midazolam iniezione o inalazione isoflurane/ossigeno.
Qui descriviamo un metodo chirurgico semplificato e fornire dati a sostegno di standardizzazione del protocollo sperimentale.

<table><tbody><tr><td>Pinza Adson</td><td>Strumento per le scienze</td><td>11006-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Dumont #7</td><td>Strumento per le scienze</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Dumont #5</td><td>Strumento per le scienze</td><td>11273-20</td><td></td></tr><tr><td>Forbice ToughCut Mayo</td><td>Strumento per le scienze</td><td>14110-15</td><td></td></tr><tr><td>Forbice a molla Vannas in miniatura</td><td>Strumento per le scienze</td><td>15006-09</td><td></td></tr><tr><td>Emostatico ultra fine</td><td>Fine Science Tool</td><td>13020-12</td><td></td></tr><tr><td>Crile Hemostat</td><td>Fine Science Tool</td><td>13004-14</td><td></td></tr><tr><td>Kwik-Sil Adesivo</td><td>World Precision Instruments</td><td>KWIK-SIL</td><td></td></tr><tr><td>Filo d'argento rivestito in teflon 0,125 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>AGT0510</td><td></td></tr><tr><td>Divaricatori a filo elastico</td><td>Su</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>misuraLama del bisturi</td><td>Fine Science Tool</td><td>10023-00</td><td></td></tr><tr><td>Tubo PE-50</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0753</td><td></td></tr><tr><td>Ago da 23 G</td><td>Kruuse</td><td>121272</td><td></td></tr><tr><td>SD-9 Stimolatore a impulsi quadrati</td><td>Somatco</td><td>1077/183</td><td></td></tr><tr><td>Trasduttore e cavo della pressione sanguigna</td><td>World Precision Instruments</td><td>BLPR2</td><td></td></tr><tr><td>Raucotupf Applicatori con punta in cotone</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>11966</td><td></td></tr><tr><td>Pro-ophta Stick oculari</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>16515</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0,9 % 100 mL</td><td>Farmacia</td><td></td><td></td>locale</tr><tr><td>Eparina</td><td>Farmacia</td><td></td><td></td>locale</tr><tr><td>25 mL Siringa</td><td>Odense University Hospital</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Unguento per gli occhi veterinario - Viscotears</td><td>Farmacia</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>localefili d'argento&nbsp;</td><td>Science Products GmbH, Heidelberg, Germania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Colla siliconica</td><td>Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, Stati Uniti</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

stimolazione del nervo cavernoso e registrazione della pressione intracavernosa in un ratto

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

La stimolazione del nervo cavernoso (CN) e misurazione della pressione intracavernosa (ICP) sono stati ampiamente utilizzati per testare e valutare le terapie per la disfunzione erettile. Tuttavia, i metodi utilizzati variano tra laboratori e insidie esistono ancora. L'obiettivo di questo studio era di descrivere una tecnica chirurgica che fornirebbe un modello affidabile e riproducibile. Esponendo il muscolo ischiocavernosus al relativo punto di inserimento sulla tuberosità ischiatica, i crus del pene potrebbero essere cannulati con dissezione minima e la ferita alle strutture coinvolte nella funzione erettile. Stimolazione ripetuta della NC, senza la necessità per il sollevamento e l'essiccazione, è stata realizzata utilizzando un 125 µm bipolare elettrodo d'argento e colla al silicone biocompatibile per isolare il complesso elettrodo-nervo. Questo metodo impedisce neuropraxia riducendo stretching e asciugatura del nervo e fornisce un completo isolamento del nervo, negando la dispersione elettrica e prevenire la stimolazione di vie alternative.

L'uso di questo protocollo con le impostazioni raccomandate per l'elettrostimolazione, nell'ambito dell'anestesia per inalazione con isoflurano 2,0% ossigeno 0,8 L/min, dovrebbe produrre risultati come mostrato in Figura 11 e Figura12, dove c'è più, schiena contro schiena stimolazioni tra 75-80 mm Hg. Figura 13 Mostra la stessa risposta stabile sopra una stimolazione di 20 min con la risposta sta...

Questo studio descrive una procedura chirurgica semplificata e tecnica per l'effettuazione di stimolazione del nervo cavernoso con l'isolamento del nervo-elettrodo complesse utilizzando colla siliconica e misurazione della pressione intracavernosa.

Stimolazione del nervo cavernoso e registrazione della pressione intracavernosa in un ratto

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Gli obiettivi generali di questo metodo sono descrivere una tecnica chirurgica semplificata di incannulamento del crus penieno per la registrazione della pressione intracavernosa e la dissezione e l'isolamento del nervo cavernoso per l'elettrostimolazione. Questo protocollo sperimentale può essere utilizzato per studiare la fisiopatologia della disfunzione erettile e testare nuove terapie. Il vantaggio principale di questa tecnica è che è riproducibile, veloce e affidabile.Ha affrontato ed eliminato le principali insidie descritte in questo tutorial. Sebbene questo metodo possa fornire informazioni sulla disfunzione erettile, l'isolamento del complesso di elettrodi nervosi con colla siliconica biocompatibile è applicabile all'elettrostimolazione di qualsiasi nervo periferico, consentendo test fisiologici di altri organi. Per iniziare questa procedura, dopo aver anestetizzato l'animale, radere la metà inferiore dell'addome e del perineo.Strofinare l'animale con alcol al 70% e iodio povidone tre volte alternativamente. Successivamente, posiziona il ratto su un cuscinetto chirurgico riscaldato in posizione supina. Applicare un unguento sugli occhi e mantenere il ratto anestetizzato tramite un cono nasale con isoflurano al 2,5%.Quindi, eseguire l'intera procedura chirurgica al microscopio operatorio su un telo. Successivamente, praticare un'incisione cutanea di un centimetro cinque millilitri lateralmente alla linea mediana partendo dal livello della base del pene ed estendendosi verso il basso. Utilizzare un cotton fioc per separare con cura la fascia laterale allo scroto.Dopo aver sezionato la fascia, utilizzare un paio di divaricatori per tirare indietro i bordi della pelle e il testicolo e localizzare la tuberosità ischiatica utilizzando la palpazione con un tampone di cotone. Sezionare medialmente il tessuto adiposo fino a quando il muscolo ischiocavernoso è visibile. Usa un paio di pinze per separare il muscolo longitudinalmente ed esporre la tunica albuginea.La tunica albuginea apparirà come una struttura bianca brillante. Dopo aver calibrato le impostazioni del sistema, inserire il tubo attraverso la pelle del perineo, assicurandosi che scorra parallelo alla crus del pene. Quindi, lasciare la linea in posizione e mantenere l'incisione umida con soluzione fisiologica.In questa procedura, praticare un'incisione addominale della linea mediana inferiore di due centimetri attraverso la pelle. Crea un'incisione corrispondente attraverso la fascia lungo la linea alba per esporre la vescica e la prostata. Utilizzare i divaricatori per ottenere una buona esposizione.Quindi, utilizzare tamponi con punta di cotone per separare la prostata dal tessuto adiposo. Regolare i divaricatori e completare la dissezione fino ad ottenere una chiara visualizzazione del MPG e del CN che corrono sulla faccia laterale dorsale della prostata. Dopo aver individuato l'MPG e il CN, incidere con cura la fascia sovrastante il nervo da due a cinque millimetri distalmente all'MPG.Successivamente, stendere il tessuto su ciascun lato del nervo e sotto di esso per liberare una porzione lunga quattro millimetri e quindi far scorrere una sutura sotto il nervo. Sollevare leggermente il nervo con l'aiuto della sutura per facilitare il posizionamento dei ganci dell'elettrodo bipolare attorno al nervo. Lascia che un assistente mescoli la colla siliconica bicomponente con la punta di un ago da insulina per cinque secondi.Asciugare il nervo e applicare la colla sull'area intorno ai ganci e al nervo. Mantieni il nervo sollevato tirando leggermente l'elettrodo per circa un minuto per consentire alla colla di asciugarsi. Successivamente, rimuovere i divaricatori, ad eccezione di quelli sul lato destro per evitare qualsiasi trazione o torsione dell'elettrodo.Successivamente, bagnare gli organi esposti con soluzione fisiologica e stendere una garza imbevuta di soluzione fisiologica sopra l'incisione. In questa procedura, ripristinare la visualizzazione della tunica albuginea utilizzando i divaricatori. Assicurati di non attaccare i divaricatori al muscolo ischiocavernoso, poiché distorcerà le crus.Quindi, collegare l'ago al tubo PE50 e lavare il tubo con soluzione fisiologica eparinizzata prima di introdurlo nella tunica albuginea. Mantieni la tunica albuginea tesa e tieni il muscolo sovrastante distale fino al punto di inserimento con la mano dominante. Quindi, tieni l'ago nella mano non dominante e introducilo nel corpo cavernoso.Lavare la linea per confermare il corretto posizionamento nei corpi cavernosi senza perdite. L'inserimento dell'ago nel corpo cavernoso per la registrazione della pressione costituisce un passaggio critico. Quando si distribuisce l'ago nei cru, è importante che i cru siano allungati e che l'ago sia distribuito parallelamente al suo corso.Lavare il tubo e premere sul crus per testare la linea. Assicurarsi che non vi siano perdite. Successivamente, fissare il tubo al tavolo con del nastro adesivo per evitare di tirare accidentalmente la linea.Quindi, rimuovere i divaricatori. Imposta i parametri su uno stimolatore e applica la stimolazione per 50 secondi con un minimo di un minuto di riposo tra le stimolazioni. Questa figura mostra una prima risposta diminuita con una stimolazione di 50 millimetri di mercurio, seguita dalla seconda e dalla terza stimolazione di 66 millimetri di mercurio.Quindi, le misurazioni successive sono state registrate al livello normale a 73 millimetri di mercurio. E qui viene mostrata la stabilità dei risultati utilizzando questo protocollo con 10 stimolazioni back-to-back tra 75 e 78 millimetri di mercurio. Questa figura mostra le dosi di anestesia efficaci sulla pressione intracavernosa.Nelle prime due e nelle ultime tre stimolazioni è stata osservata una risposta ridotta e più fluttuante all'aumento dell'isoflurano rispetto alla risposta stabile del 2%. La traccia blu in alto mostra la pressione arteriosa principale costante. Questa figura mostra l'effetto del tipo di anestesia sulla pressione intracavernosa.Le stimolazioni iniziali eseguite in anestesia con isoflurano hanno mostrato un aumento della pressione di 80 millimetri di mercurio. Una volta somministrato il fentanil midazolam, c'è stato un aumento della risposta a 110 millimetri di mercurio. Questa figura dimostra l'effetto della somministrazione di ossigeno attraverso il cono del naso.L'interruzione della somministrazione di ossigeno attraverso il cono nasale ha comportato una significativa riduzione dell'aumento della pressione cavernosa con la stimolazione del nervo cavernoso. Non è stato osservato alcun effetto sulla pressione arteriosa principale. Una volta padroneggiata e se eseguita correttamente, questa procedura può essere completata in 30 minuti.Durante l'esecuzione delle stimolazioni, è importante ricordare che sia il tipo che il livello di anestesia e ossigenazione hanno un impatto importante sulla pressione intracavernosa. Seguendo questa procedura, diversi agenti possono essere testati per rispondere a domande relative alla fisiopatologia della disfunzione erettile e all'introduzione di nuovi trattamenti. Dopo aver visto questo video, dovresti avere una conoscenza approfondita di come eseguire la stimolazione del nervo cannula, incluso l'isolamento dell'elettrocomplesso nervoso con colla sigillante e la registrazione della pressione intracavernosa dopo la dissezione minimamente invasiva e l'incannulamento delle parti cavernose.

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Fonte: Sanchez, C. A., et al. Preparazione di elettrodi di stimolazione del nervo periferico per l'impianto cronico nei ratti. J. Vis. Exp. (2020).Questo video mostra la stimolazione del nervo vago in un ratto sveglio. Un ratto con un elettrodo impiantato nella cuffia del nervo periferico cronico e addestrato in un compito di pressa a leva è collegato a un generatore di stimolo tramite un cappuccio impiantato. Il nervo vago viene stimolato immediatamente dopo ogni pressione riuscita della leva,...

Stimolazione del nervo vago tramite elettrodi della cuffia del nervo periferico impiantati cronicamente nei ratti

Questo video mostra la procedura per registrare il potenziale d'azione muscolare composto (CMAP) nei ratti applicando stimoli elettrici al nervo ulnare, regolando gli elettrodi per un segnale ottimale e aumentando la stimolazione per valutare la funzionalità del nervo. Questo metodo consente lo studio in vivo delle funzioni dei nervi periferici nei disturbi neurologici.

Misurazione in vivo del potenziale d'azione muscolare composto in un ratto

Questo video dimostra l'isolamento e la stimolazione del nervo cavernoso in un ratto anestetizzato per studiare i cambiamenti della pressione sanguigna nel corpo cavernoso.

Esecuzione della stimolazione del nervo cavernoso nei ratti per misurare la pressione intracavernosa

Tecniche di eccitabilità assonale forniscono un potente strumento per esaminare la patofisiologia e cambiamenti biofisici che precedono gli eventi degenerativi irreversibili. Questo manoscritto viene illustrato l'utilizzo di queste tecniche sul nervo ulnare di ratti anestetizzati.

In Vivo Misurazione elettrofisiologica del nervo ulnare del ratto con test di eccitabilità assonale

Registrazione di pressione intracavernosa (ICP) è un metodo importante per valutare la funzione erettile di animali da esperimento. Qui, un protocollo dettagliato è dimostrato per la procedura di registrazione di ICP cateterismo pene crura e quindi elettricamente stimolando i nervi cavernosi in ratti.

Registrazione di pressione intracavernosa per valutare la funzione erettile in roditori

Abbiamo sviluppato una tecnica che registra simultaneamente sia electrocorticography e potenziali di campo locale in risposta a stimoli nocicettivi laser da liberi di muoversi. Questa tecnica aiuta a stabilire un rapporto diretto di electrocortical segnali a livello macroscopico e mesoscopiche che facilita l'indagine nocicettive di elaborazione delle informazioni nel cervello.

Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale ed Electrocorticograms in risposta a stimoli nocicettivi Laser da liberi di muoversi

Gli approcci esistenti per la costruzione di elettrodi per il bracciale nervoso periferico cronicamente impiantabili per l'uso in piccoli roditori spesso richiedono attrezzature specializzate e/o personale altamente qualificato. In questo protocollo dimostriamo un approccio semplice e a basso costo per la fabbricazione di elettrodi per bracciali cronicamente impiantabili e dimostriamo la loro efficacia per la stimolazione del nervo vago (VNS) nei ratti.

Preparazione degli elettrodi di stimolazione nervosa periferica per l'impianto cronico nei ratti

Questo protocollo descrive la registrazione intracellulare in vivo dei motoneuroni lombari con stimolazione simultanea della corrente diretta trans-spinale. Il metodo ci permette di misurare le proprietà della membrana e di registrare la cottura ritmica dei motoneuroni prima, durante e dopo la polarizzazione anodale o tadale del midollo spinale.

In Vivo Registrazione intracellulare di Motoneuroni Spinali Ratti Identificati dal Tipo durante la stimolazione a corrente diretta trans-spinale

Il presente protocollo descrive la tecnica chirurgica per l'impianto di un array di elettrodi sul nervo vago addominale nei ratti, insieme ai metodi per i test di elettrofisiologia cronica e la stimolazione utilizzando il dispositivo impiantato.

Chirurgia di impianto per la stimolazione e la registrazione del nervo vago addominale nei ratti svegli

Una nuova tecnica per registrare le pressioni all'interno del cranio è descritto. Il metodo minimamente invasivo utilizza una fibra ottica sistema di rilevamento della pressione per misurare accuratamente la pressione endocranica (ICP) in ratti anestetizzati senza causare traumi significativi cervello. La tecnica può essere utilizzata in un'ampia gamma di modelli sperimentali.

Epidurale Misurazione della pressione intracranica in ratto utilizzando una fibra ottica trasduttore di pressione

Impara la stimolazione del nervo cavernoso e la registrazione della pressione intracavernosa nel ratto. Questa tecnica chirurgica semplificata permette di studiare la disfunzione erettile e testare nuove terapie in modo riproducibile.

Stimolazione del nervo cavernoso e registrazione della pressione intracavernosa in un ratto

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