Name: Trans-inner Cell Mass iniezione delle cellule staminali embrionali porta a tassi più elevati di chimerismo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 53 s
Description: Scopri come aumentare la produzione di chimere con una semplice modifica all'orientamento dell'embrione durante l'iniezione di cellule staminali embrionali. Questo metodo migliora l'efficienza senza costi aggiuntivi.

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Questa ricerca è stata sostenuta [in parte] dal programma di ricerca intramurale del NIH, National Institute of Environmental Health Sciences. Si ringrazia Shyamal Peddada per l'analisi statistica. Desideriamo anche ringraziare Humphrey Yao, Gary Bird e Yuki Arao per la revisione di questo manoscritto e Franco DeMayo per il suo continuo supporto e consulenza.

Tutte le operazioni sono state eseguite come parte del normale funzionamento dell'impianto NIEHS Knock Out Mouse Core. Tutti i topi sono stati tenuti su un 12:12 ciclo di luce: scuro h e sono stati di alimentazione una dieta di NIH-31 e acqua ad libitum. Tutti gli esperimenti sono stati eseguiti in conformità con il Comitato di uso del National Institute of Environmental Health Sciences e cura degli animali.
1. animale preparazione
<ol><li>Razza di topi di donatore, B6 (Cg)-Tyr < c-2J >/j topi femmina a 8-10 settimane di età naturalmente a B6 (Cg)-Tyr < c-2J > il topo maschio/j tra 8 e 26 settimane di età. Tappi di verificare visivamente la mattina seguente (0.5).</li>
	<li>Razza destinatari topi, topi femminili tra 6 e 9 settimane di età naturalmente sono allevati per vasectomia topi maschi Swiss Webster svizzero di Webster. Tappi di verificare visivamente la mattina seguente (0.5).</li>
</ol>2. preparazione delle cellule ES
<ol><li>Per 129-derieved AB2.2 ES cells, cultura cellule in DMEM completate con 15% FBS, 1% glutammina, 1% Penn/strep e 0,1% β-mercaptoetanolo. Tutte le altre celle di ES secondo le istruzioni del fornitore di cellule ES, utilizzando i protocolli consigliati della coltura.</li>
</ol>3. gruppi di raccolta
<ol><li>
Dissezione animale
	<ol>
<li>Preparare diversi piatti di 60 mm, circa 1 / 5 topi più 3 extra, con 10 mL collezione di granigliatura (BCM) (10% FBS IN DMEM), e un 4 piatto bene con 0,5 mL BCM per pozzetto. Equilibrare a 37 ° C, 5% CO2.</li>
		<li>Eutanasia B6 (Cg)-Tyr < c-2J > topi femmina/j a E3.5 usando CO2 asfissia, con una portata di 10%.</li>
		<li>Dopo l'eutanasia, posizionare i mouse nella posizione supina e bagnato l'addome accuratamente con etanolo al 70%.</li>
		<li>Fare la prima incisione attraverso la pelle solo, al punto centrale dell'addome, rendendo l'apertura più ampio possibile. Quindi aprire attraverso la parete addominale, rendendo nuovamente l'incisione più ampio possibile. Nota: Questa operazione in due passaggi aiuta a ridurre o eliminare la contaminazione di pelliccia.</li>
		<li>A partire da un'ovaia e che tiene il cuscinetto adiposo dell'ovaia con il forcipe smussato, rimuovere con cautela l'ovaia, ovidotto e dell'utero, prendendo cura in più per mantenere il tessuto adiposo al minimo. Rimuovere l'utero come una singola unità, o come corna individuali, con nessun cambiamento nella procedura seguente.</li>
		<li>Dopo la rimozione, è necessario mettere l'utero in un piatto di 60 mm contenente materiale di granigliatura collezione.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Rimozione di embrione
	<ol>
<li>Preparare una siringa da 10 mL riempita con BCM e misura con un ago da 25 G.</li>
		<li>Uno utero alla volta, rimuoverli dal piatto della holding del BCM, li asciugare su un panno per rimuovere il sangue in eccesso e mettere in un piatto di 60 mm con un basso ingrandimento microscopio per dissezione.</li>
		<li>Tenendo accuratamente e delicatamente l'utero appena sotto l'estremità distale (vicino l'ovidotto) con forcipe di dissezione, inserire l'ago al centro dell'utero in parallelo un aereo come possibile. Inserire l'ago appena oltre le punte della pinza.</li>
		<li>Applicare un po' di pressione per il forcipe per tenere l'utero per l'ago e di espellere circa 1 mL di BCM attraverso il corno dell'utero. Nota: Deve prestare attenzione a questo punto, come troppa pressione sulla siringa causerà un flusso incontrollabile dei media, spesso lasciando il piatto.</li>
		<li>Dopo aver sciacquato l'utero, uteri interi fino a 5 per ogni piatto di 60 mm, posizionare il piatto indietro nell'incubatore fino alla raccolta.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Raccolta degli embrioni
	<ol>
<li>Utilizzando una pipetta di vetro tirato a mano e un apparato di pipetta di bocca, raccogliere blastocisti in un ambito di dissezione, impostare tra 25 X e 35 X. (Figura 1). Nota: Bocca pipetta apparato è costituito da 30-40 cm di tubo flessibile, inferiore a 5 mm I.D. Inserire un 1, punta della pipetta 000 µ l, scegliere innanzitutto a un'estremità e apporre la pipetta di vetro in esso. Aggiungere un filtro per siringa a altra estremità, con un annesso 1 cc siringa, non lo stantuffo, per agire come un pezzo di bocca.</li>
		<li>Rimozione di piatti dall'incubatrice e utilizzando un modello di griglia, esaminare ogni parte del piatto per gli embrioni. Gli embrioni vengono raccolte fino individualmente e posizionarvi la goccia di BCM in un piatto secondario.</li>
		<li>Dopo aver raccolto da tutti i piatti, lavare gli embrioni ancora una volta in una goccia di BCM fresco e quindi posizionare nel piatto ben 4 in attesa di iniezione.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. embrione iniezione
<ol><li>Pick up cellule ES individualmente con l'ago per iniezione basata sulla conferma.<ol>
<li>Preparare un piatto di iniezione con l'aggiunta di 5-7 mL di media di iniezione (DMEM, 10% FBS e 20 mM HEPES) per un piatto di vetro inferiore ad iniezione. Le iniezioni sono fatte a temperatura ambiente.</li>
		<li>Utilizzando un olio o aria microinjector, applicare il vuoto per l'inserimento dell'ago per disegnare le cellule ES in. Fare attenzione a tenere il piccolo spazio possibile tra le celle. Contare le celle ES qui, o nella fase di iniezione.</li>
		<li>Selezionare le celle di ES che sono medio-piccole dimensioni rispetto alla popolazione generale delle cellule, con una superficie liscia e senza difetti evidenti come vacuoli. Nota: Le popolazioni delle cellule ES variano notevolmente nella qualità morfologiche, e gli standard utilizzati saranno necessario regolare con loro.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Iniettare gli embrioni con circa 15 cellule ES (Figura 1).<ol>
<li>Allegare una pipetta di supporto punta a una seconda microinjector di aria e posizionare un embrione vicino all'apertura del titolare. Applicare il vuoto per proteggere l'embrione al titolare.</li>
		<li>Regolare per l'asse z spostando la pipetta di supporto verso l'alto o verso il basso così che l'embrione è solo toccare la diapositiva, seguita da una messa a fuoco fine sulla zona. Successivamente, regolare l'asse Z dell'ago per iniezione in modo che le cellule ES vicino alla punta sono a fuoco.</li>
		<li>Regolare l'embrione ora spingendo delicatamente dall'ago per iniezione nella parte superiore o inferiore, ruotandola per mettere l'ICM nella posizione desiderata.</li>
		<li>Inserire l'ago per iniezione attraverso la zona e l'ICM o il trofoblasto, utilizzando una spinta costante ma controllata. Esercitare una leggera pressione per la microinjector dell'ago per iniezione per aiutare a mantenere il Blastocele dal collasso.</li>
		<li>Una volta che l'ago ha penetrato il Blastocele, applicare una pressione da microinjector per trasferire le cellule ES al Blastocele dell'embrione. Pausa brevemente come la smussatura dell'ago inizia a uscire l'embrione per consentire la pressione nell'embrione di tornare alla normalità, pur mantenendo le cellule. Nota: Le celle di riferimento gruppo ES sono state iniettate normalmente, seguendo una tradizionale ES cell iniezione protocollo9, avendo cura di non per toccare l'ICM. Le cellule ES sono state iniettate anche attraverso l'ICM, spingendo l'ago direttamente attraverso l'ICM (TICM) (Figura 2film supplementare).</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. trasferimento di eEmbryos
<ol><li>Trasferire gli embrioni in topi Swiss Webster a E2.5, utilizzando un dispositivo di trasferimento di embrioni non chirurgico, per le procedure di fabbricazione. Questa procedura non chirurgica non richiede alcuna anestesia o la speciale cura post-op. Casa topi singolarmente dopo il trasferimento degli embrioni e attraverso la consegna e lo svezzamento successive.</li>
</ol>

<ol><li>Cong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiplex+Genome+Engineering+Using+CRISPR%2FCas+Systems%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Multiplex Genome Engineering Using CRISPR/Cas Systems.</a> Science. 339 (6), 819-823 (2013).</li>
<li>Mali, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA-guided+human+genome+engineering+via+Cas9%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">RNA-guided human genome engineering via Cas9.</a> Science. 339 (6), 823-826 (2013).</li>
<li>Friedel, R., Seisenberger, C., Kaloff, C., Wurst, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EUCOMM+the+European+Conditional+Mouse+Mutagenesis+Program%5BTitle%5D)+AND+%22Brief+Funct+Genomic+Proteomic%22%5BJournal%5D)">EUCOMM the European Conditional Mouse Mutagenesis Program.</a> Brief Funct Genomic Proteomic. 6 (3), 180-185 (2007).</li>
<li>Austin, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+knockout+mouse+project%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Genet%22%5BJournal%5D)">The knockout mouse project.</a> Nat Genet. 36 (9), 921-924 (2004).</li>
<li>Coleman, J. L., Brennan, K., Ngo, T., Balaji, P., Graham, R. M., Smith, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+Knockout+and+Reporter+Mouse+Line+Generation+and+Breeding+Colony+Establishment+Using+EUCOMM+Conditional-Ready+Embryonic+Stem+Cells%3A+A+Case+Study%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Endocrinol+%28Lausanne%29%22%5BJournal%5D)">Rapid Knockout and Reporter Mouse Line Generation and Breeding Colony Establishment Using EUCOMM Conditional-Ready Embryonic Stem Cells: A Case Study.</a> Front Endocrinol (Lausanne). 30, 105(2015).</li>
<li>Nagy, A., Rossant, J., Nagy, R., Abramow-Newerly, W., Roder, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Derivation+of+completely+cell+culture-derived+mice+from+early-passage+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Derivation of completely cell culture-derived mice from early-passage embryonic stem cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 90 (18), 8424-8428 (1993).</li>
<li>Eggan, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Male+and+female+mice+derived+from+the+same+embryonic+stem+cell+clone+by+tetraploid+embryo+complementation%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Male and female mice derived from the same embryonic stem cell clone by tetraploid embryo complementation.</a> Nat Biotechnol. 20 (5), 455-459 (2002).</li>
<li>Eggan, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hybrid+vigor%2C+fetal+overgrowth%2C+and+viability+of+mice+derived+by+nuclear+cloning+and+tetraploid+embryo+complementation%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Hybrid vigor, fetal overgrowth, and viability of mice derived by nuclear cloning and tetraploid embryo complementation.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 98 (11), 6209-6214 (2001).</li>
<li>Eakin, G. S., Hadjantonakis, A. K., Papaioannou, V. E., Behringer, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+potential+and+behavior+of+tetraploid+cells+in+the+mouse+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Developmental potential and behavior of tetraploid cells in the mouse embryo.</a> Dev Biol. 288 (1), 150-159 (2005).</li>
<li>Huang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+production+of+mice+from+embryonic+stem+cells+injected+into+four-+or+eight-cell+embryos+by+piezo+micromanipulation%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Efficient production of mice from embryonic stem cells injected into four- or eight-cell embryos by piezo micromanipulation.</a> Stem Cells. 26 (7), 1883-1890 (2008).</li>
<li>Poueymirou, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((F0+generation+mice+fully+derived+from+gene-targeted+embryonic+stem+cells+allowing+immediate+phenotypic+analyses%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">F0 generation mice fully derived from gene-targeted embryonic stem cells allowing immediate phenotypic analyses.</a> Nat Biotechnol. 25 (1), 91-99 (2007).</li>
<li>Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBehringer%2C+R+%22Manipulating+the+Mouse+embryo%22">Manipulating the Mouse embryo</a>. , 4th edition, Cold Spring Harbor Laboratory Press. NY. (2014).</li>
<li>Pease, S., Saunders, T. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPease%2C+S+%22Advanced+Protocols+for+Animal+Transgenesis%22">Advanced Protocols for Animal Transgenesis</a>. , Springer-Verlag. Berlin Heidelberg. (2011).</li>
<li>Young, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+stimulation+on+the+reprogramming+of+somatic+cells+into+human-induced+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Res+Ther%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical stimulation on the reprogramming of somatic cells into human-induced pluripotent stem cells.</a> Stem Cell Res Ther. 8 (1), 139(2017).</li>
</ol>

Gli autori non hanno concorrenti interessi di divulgare.

Si è a lungo pensato che qualsiasi disturbo del ICM potrebbe portare alla mortalità, infatti, protocolli di microinjection di blastocisti correnti ancora avvertono di questo12,13. Quello che vi abbiamo mostrato qui è che microiniezione attraverso l'ICM non è dannosa per l'embrione e aumenta la resa delle chimere.
L'esatto meccanismo di questo effetto non è stato identificato. Tuttavia, la rottura meccanica del ICM e l'accompagnamento i...

Per quasi 25 anni, la creazione di topi geneticamente mirati è stato un processo lento, spesso ostacolato da un collo di bottiglia nella fase blastocisti ES cella microiniezione per la generazione di germline trasmissione chimere. Gli avanzamenti recenti, tra cui CRISPR/Cas91,2 di targeting in cellule ES ed ES di alto-rendimento cella consorzi di generazione come KOMP, hanno migliorato la disponibilità/generazione di cellule geneticamente modificate ES. Tuttavia, la generazione di germline chimere rimane un collo di bottiglia nella creazione di topi geneticamente modificati da queste cellule ES3,4. Progetti di generazione di alto-rendimento ES cella sono stati afflitti da alta variabilità nella qualità delle cellule di ES, che è fondamentale per la riuscita creazione di chimere di germline. Inoltre, alcune delle varietà di cellula ES comunemente utilizzati sono noti per aneuploidia alta e difficile produzione di germline chimere competente5.
Sono stati sviluppati molti metodi per la creazione di topi con una chimera o superiore, o completamente delle cellule di ES derivato topi6,7,8,9,10. Mentre ciascuno di questi sistemi ha i suoi meriti, hanno anche le loro carenze. La generazione delle chimere tetraploide, mentre la generazione delle cellule di ES 100% derivato topi, è inefficiente e generalmente limitata a linee nazionali 5,6. Recensioni più recenti metodi di iniezione morula possono produrre alta percentuale chimere, prossima al 100%, ma in genere richiedono significative ulteriori apparecchiature (laser o piezo) e formazione10,11. Nei laboratori dove queste tecniche sono già in atto, questa nuova metodologia potrebbe non essere necessaria.
Obiettivo di questo studio era di trovare un metodo che utilizza tecniche comuni e prontamente disponibili attrezzature per aumentare il tasso di generazione di chimera, aumentando la probabilità di trasmissione nella linea germinale dell'allele del mutante per fondare la Colonia del mouse successiva.

<table><tbody><tr><td>Ago per iniezione ES Cell</td><td>Humagen</td><td>MSC-20-0</td><td></td></tr><tr><td>Dispositivo NSET</td><td>Paratechs</td><td>60010</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco (tecnologie per la vita)</td><td>11965-092</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gibco (tecnologie per la vita)</td><td>10439-024</td><td>i lotti devono essere testati individualmente per la compatibilità con le celle ES.</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H0887</td><td></td></tr><tr><td>&#946;-mercaptoetanolo</td><td>Sigma</td><td>M7522</td><td></td></tr><tr><td>Micro manipolatore</td><td>Leica</td><td>Micro manipolatore</td><td></td></tr><tr><td>micro iniettore</td><td>Eppendorf AG</td><td>Cell Tram Air 5176</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Leica</td><td>DM IRB</td><td></td></tr><tr><td>Piatto a 4 pozzetti</td><td>Thermo Scientific</td><td>176740</td><td></td></tr><tr><td>Piatto da 60 mm</td><td>Sarstedt</td><td>83.3901</td><td></td></tr><tr><td>B6(Cg)-Tyr< c-2J>/J</td><td>Jackson Labs, Bar Harbor, Maine, USA</td><td>000058</td><td></td></tr><tr><td>topi svizzeri Webster</td><td>Taconic, USA</td><td>Tac:SW</td><td></td></tr><tr><td>Injection Dish</td><td>MatTek Corp.</td><td>P50G-0-30-F</td><td></td></tr></tbody></table>

trans-inner cell mass iniezione delle cellule staminali embrionali porta a tassi più elevati di chimerismo

Trans-inner Cell Mass Injection of Embryonic Stem Cells Leads to Higher Chimerism Rates

Nel tentativo di aumentare l'efficienza nella creazione di topi geneticamente modificati tramite metodologie delle cellule di ES, presentiamo un adattamento per l'attuale protocollo di iniezione di blastocisti. Qui segnaliamo che una semplice rotazione dell'embrione e iniezione attraverso massa cellulare Trans-interno (TICM) ha aumentato la percentuale dei topi chimerici dal 31% al 50%, con nessun equipaggiamento supplementare o ulteriore formazione specialistica. inbred 26 differenti cloni, e cloni totali 35 sono stati iniettati in un periodo di 9 mesi. Non c'era differenza significativa nel tasso di recupero di embrioni o di tasso di gravidanza tra tecniche di iniezione tradizionale e TICM. Pertanto, senza alcuna alterazione principali nel processo di iniezione e un semplice posizionamento della blastocisti e iniettare attraverso l'ICM, rilasciando le cellule ES nella cavità Blastocele possa potenzialmente migliorare la quantità di produzione chimerici e successive trasmissione nella linea germinale.

Trattamento linea cellulare come l'effetto casuale, un modello lineare di effetti misti è stato utilizzato per analizzare i dati nel software (ad es. SAS (versione 9.2)). Ogni analisi controllata per il numero di embrioni trasferiti e la linea cellulare. La seconda analisi anche controllata per il numero dei cuccioli che sono sopravvissuti.
Per questo studio, ogni linea cellulare ES e clone è stato iniettato entrambi con tradizi...

Qui presentiamo un protocollo per aumentare la produzione di chimera senza l'uso di nuove attrezzature. Un cambiamento di orientamento semplice dell'embrione per iniezione può aumentare il numero di embrioni prodotti e potenzialmente ridurre la timeline di trasmissione nella linea germinale.

Trans-inner Cell Mass iniezione delle cellule staminali embrionali porta a tassi più elevati di chimerismo

In an effort to increase efficiency in the creation of genetically modified mice via ES Cell methodologies, we present an adaptation to the current ...

L'obiettivo generale di questa procedura modificata è quello di aumentare la produzione chimerica senza incorrere in costi aggiuntivi o lunghi periodi di formazione. Questo metodo può aiutare i laboratori a diventare più efficienti nella produzione di chimere, soprattutto nei casi in cui le cellule ES non sono ottimali. Il vantaggio principale di questa tecnica è che non richiede attrezzature aggiuntive e nessuna formazione specializzata.A dimostrare la procedura oggi sarà Thomas Hagler. È un biologo e studente laureato che lavora nel laboratorio principale. Per prelevare gli embrioni, tamponare l'utero su un tessuto di laboratorio per rimuovere il sangue in eccesso e posizionare l'organo in un nuovo piatto da 60 millimetri sotto un microscopio da dissezione a basso ingrandimento.Usando una pinza da dissezione per tenere con cura e delicatezza l'utero vicino all'ovidotto, inserire un ago da 25 gauge collegato a una siringa da 10 millilitri contenente 10 millilitri di terreno di raccolta dell'esplosione al centro dell'utero appena oltre le punte delle pinze su un piano il più parallelo possibile. Applicare pressione sulla pinza per fissare l'ago all'interno dell'utero e sciacquare delicatamente circa un millilitro di terreno attraverso il corno uterino. Quando tutte le blastocisti sono state espulse, assemblare l'apparecchio per pipette orali e utilizzare la pipetta orale per trasferire i singoli embrioni in singole gocce di terreno di raccolta blastica in un secondo piatto da 60 millimetri.Quindi lavare ogni embrione in una seconda goccia di terreno di raccolta e trasferire gli embrioni in una capsula a quattro pozzetti fino all'iniezione. Per iniziare, utilizzare un microiniettore per applicare il vuoto all'ago per iniezione. Posizionare una capsula di cellule ES sotto il microscopio per iniezione dove sono attaccati l'ago per iniezione e la pipetta porta embrioni.È essenziale per il successo dell'iniezione prendersi il tempo necessario per impostare correttamente il microscopio. Ciò include la corretta quantità di fluido nell'ago e il corretto allineamento dell'asse z. Utilizzare un microiniettore per applicare il vuoto all'ago per iniezione.Mantenendo il minor spazio possibile tra le cellule, aspira cellule embrionali di piccole e medie dimensioni dalla superficie liscia senza difetti evidenti dal piatto degli embrioni. Dopo aver raccolto almeno 15 cellule, posizionare un embrione vicino all'apertura del supporto. Applicare il vuoto per fissare l'embrione al supporto e spostare la pipetta di supporto verso l'alto o verso il basso per regolare l'asse z fino a quando l'embrione non tocca appena il vetrino.Mettere a fuoco con precisione la zona della pellucida e regolare l'asse z dell'ago per iniezione fino a quando le cellule embrionali vicino alla punta dell'ago sono a fuoco. Se necessario, utilizzare l'ago per iniezione per far rotolare delicatamente la blastocisti fino a quando la massa cellulare interna non si trova nella posizione appropriata per l'iniezione. Esercitando una spinta decisa ma controllata, inserire l'ago per iniezione attraverso la zona di pellucida nella massa cellulare interna e applicare una leggera pressione sul microiniettore dell'ago per iniezione per evitare il collasso del blastocele.Una volta che l'ago è penetrato nel blastocele, applicare pressione al microiniettore per trasferire tutte le cellule staminali embrionali nell'embrione, fermandosi brevemente quando lo smusso dell'ago inizia a uscire dall'embrione per consentire alla pressione nell'embrione di tornare alla normalità pur mantenendo le cellule. Quando tutte le blastocisti sono state iniettate, utilizzare un dispositivo di trasferimento embrionale non chirurgico per consegnare gli embrioni ai topi Swiss Webster allo stadio embrionale 2.5 secondo le istruzioni del produttore e alloggiare i topi singolarmente dopo ogni trasferimento fino al parto e al successivo svezzamento. In questo esperimento rappresentativo, i tassi di gravidanza erano invariati tra la massa di cellule interne trans iniettate e i gruppi di controllo tradizionalmente iniettati e un numero uguale di cuccioli è sopravvissuto allo svezzamento da ciascun gruppo.In particolare, mentre il numero di topi allo svezzamento è rimasto invariato, un numero significativamente più elevato di cuccioli del gruppo iniettato con massa cellulare interna trans ha mostrato un chimerismo del colore del mantello rispetto al gruppo di controllo iniettato. La parte migliore di questa tecnica è che richiede solo un semplice cambiamento nell'orientamento dell'embrione per facilitare una maggiore produzione nelle chimere. La corretta configurazione del microscopio è essenziale.Se il microscopio e i manipolatori non sono configurati correttamente e mantenuti bene, il processo di iniezione non funzionerà. Se non conosci le iniezioni di embrioni, la ripetizione è l'unico modo per imparare. Per i principianti, la manipolazione degli embrioni tende ad essere la parte più difficile della procedura.Essere in grado di spostare gli embrioni in modo efficiente da un piatto all'altro senza perderne nessuno è la parte più cruciale dell'esperimento. Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come una semplice modifica alla tua tecnica di iniezione standard possa aiutarti a diventare più efficiente nella produzione di chimere.

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L'obiettivo generale di questo articolo è quello di descrivere come eseguire l'iniezione intracellulare ovo di materiali esogeni in embrioni di pollo. Questo approccio è molto utile per studiare la biologia dello sviluppo degli embrioni di pollo.

In zona Ovo Iniezione intravascolare in embrioni di pollo

Qui presentiamo un protocollo per lo sviluppo di modelli murini geneticamente modificati utilizzando cellule staminali embrionali, in particolare per il knock-in del DNA di grandi dimensioni (KI). Questo protocollo è ottimizzato utilizzando l'editing del genoma CRISPR / Cas9, con conseguente miglioramento significativo dell'efficienza KI rispetto al tradizionale metodo di targeting linearizzato del DNA mediato dalla ricombinazione omologa.

Targeting genico altamente efficiente mediato da CRISPR/Cas9 in cellule staminali embrionali per lo sviluppo di modelli murini manipolati da geni

Scopri come aumentare la produzione di chimere con una semplice modifica all'orientamento dell'embrione durante l'iniezione di cellule staminali embrionali. Questo metodo migliora l'efficienza senza costi aggiuntivi.

Trans-inner Cell Mass iniezione delle cellule staminali embrionali porta a tassi più elevati di chimerismo

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