Name: Modello murino aspirazione orofaringea di polmonite batterica associata a ventilazione e acquisite in ospedale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 32 s
Description: Impara un modello murino di aspirazione orofaringea per studiare la polmonite batterica associata a ventilazione. Questa tecnica rapida e riproducibile replica fedelmente l'infezione clinica per testare nuove terapie.

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Questo lavoro è stato supportato dal National Institute of Allergy e malattie infettive presso il National Institutes of Health [Grant numeri R01 AI117211, R01 AI130060, la R21 AI127954 e R42 AI106375 BS] e US Food and Drug Administration [contratto HHSF223201710199C a BML].

Tutte le procedure che coinvolgono gli animali devono essere approvate dal ricercatore istituzionale Animal Care ed uso Committee (IACUC).
1. preparazione dell'inoculo batterico
<ol><li>Isolare le colonie batteriche.<ol>
<li>Striscia un ceppo batterico (ad es., a. baumannii "HUMC1") su appropriato sterile agar (ad es., agar soia triptico), facendo attenzione a generare colonie isolate.</li>
		<li>Incubare a condizioni appropriate (ad esempio, durante la notte a 37 ° C).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Far crescere cultura durante la notte.<ol>
<li>Selezionare un rappresentante, Colonia isolata dalla piastra di agar con un'ansa sterile da inoculo e utilizzarlo per inoculare 10 mL di terreno di brodo sterile appropriato (ad es., brodo di soia triptico).</li>
		<li>Lasciare il campione raggiungere la fase stazionaria in condizioni adeguate (ad es., 37 ° C con agitazione a 200 giri/min durante la notte in un flaconcino di forma conico tappo sfiato, 50 mL).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Crescere la sottocultura.<ol>
<li>Trasferire 10 mL di brodo sterile fresco utilizzando una pipetta 100 μL di coltura durante la notte.</li>
		<li>Permettono di raggiungere la fase esponenziale/registro alle condizioni adeguate (ad es., 37 ° C con agitazione a 200 giri/min per 3 h in un flaconcino di forma conico tappo sfiato, 50 mL).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lavare la sottocultura.<ol>
<li>Rimuovere la sottocultura dal suo ambiente di incubazione.</li>
		<li>Centrifugare a 4.000 × g per 5 min appallottolare i batteri.</li>
		<li>Aspirare e scartare il surnatante.</li>
		<li>Aggiungere 10 mL di soluzione fisiologica sterile di tampone fosfato (PBS) per il pellet e vortexare energicamente fino a quando completamente in sospensione.</li>
		<li>Ripetere i passaggi 1.4.2 - 1.4.4 due volte, per un totale di 3 lavaggi.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Regolare la concentrazione di sospensione batterica.<ol>
<li>Utilizzando uno spettrofotometro che misura la densità ottica a 600 nm (OD600), misurare la densità ottica della sospensione batterica.</li>
		<li>Aggiungere PBS sterile alla sospensione batterica fino a quando la densità ottica dell'inoculo scende a un OD600 pari a 0,5, utilizzando l'equazione Cho× Vho = Cf× Vf, dove "C" è la concentrazione, "V" è il volume, "io" è iniziale, e "f" è definitiva. * Cf dovrebbe sempre essere 0,5; Vf è la variabile da risolvere.</li>
		<li>Se la sospensione batterica scende sotto un OD600 di 0,5, e centrifugare a 4.000 × g per 5 min a pellet i batteri e rimuovere una quantità appropriata di surnatante per raggiungere un OD600 pari a 0,5.</li>
		<li>Effettuare diluizioni seriali nel PBS sterile (ad esempio, tre diluizioni 1: 100 per raggiungere 1 × 10-6) e la piastra su agar sterili per determinare il coefficiente di correlazione che rivela la concentrazione batterica in formanti colonie unità / mL (CFU/mL) a un OD600 pari a 0,5. Nota: Il valore di questo coefficiente di correlazione varia per ogni ceppo di ogni specie e deve essere determinato prima della preparazione dell'inoculo per un'infezione.</li>
		<li>Dopo aver determinato il coefficiente di correlazione, utilizzarlo per creare un inoculo di ottenere la concentrazione desiderata (ad es., 2 × 108- 1 × 109 CFU/mL); Se l'inoculo desiderata è maggiore rispetto al OD600 pari a 0,5, centrifugare la sospensione batterica a 4.000 × g per 5 min a pellet i batteri e rimuovere una quantità appropriata di surnatante per raggiungere la concentrazione desiderata.</li>
		<li>Eseguire in vivo studi pilota per determinare la virulenza di ogni isolato batterico in ogni sforzo del topo come questi valori variano tra gli isolati batterici della stessa specie e topi di diverso background genetico. Per diverse specie gram-negativi, LD100 nei topi è generalmente 1-5 × 108 CFUs/mouse, anche se alcuni ceppi sono letali a inoculi inferiori.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Congelare aliquote identiche per uso futuro come inoculi on demand, precisi, come precedentemente pubblicati8 (opzionale).<ol>
<li>Preparare 1 L di inoculo batterico come descritto sopra, trasferimento a due fiale coniche 500 mL e centrifugare a 4.000 × g per 5 min.</li>
		<li>450 mL di surnatante da ogni flaconcino conico di scartare e risospendere il pellet di batteri nel surnatante rimanente.</li>
		<li>Trasferire l'inoculo batterico concentrato in un becher da 250 mL contenente un'ancoretta magnetica e mescolare continuamente sopra una piastra stir a 300 giri/min.</li>
		<li>Trasferire con cautela esattamente 600 μL di concentrato inoculo batterico (ad es., 1 × 1010 CFU/mL) usando una pipetta un flaconcino criogenico di 1,6 mL contenente esattamente 300 μL di sterile H2O e 300 μL di glicerolo sterile; mescolare e conservare a-80 ° C. Nota: Il necessario per la memorizzazione di glicerolo può confondere i risultati sperimentali e causare mortalità in eccesso, quindi è necessario lavare fuori.</li>
		<li>Quando si è pronti per l'uso, scongelare il campione per 10 min a temperatura ambiente.</li>
		<li>Trasferire 1 mL in un flacone conico da 50 mL, aggiungere 9 mL di PBS sterile e centrifugare a 4.000 × g per 5 min appallottolare i batteri. Aspirare il supernatante e risospendere il quantitativo predeterminato di CFUs (mL 1 × congelati stock concentrazione in CFU/mL) in un volume adeguato di PBS per raggiungere la concentrazione desiderata per l'inoculo infettiva.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. anestetizzante topi
<ol><li>Chetamina/xilazina Nota: L'anestesia con chetamina/xilazina ha una lunga durata, che offre il tempo sufficiente per il ricercatore che è di nuovo a questa tecnica per completare la procedura di inoculo prima che il mouse si risveglia.<ol>
<li>Preparare 10 mL di soluzione iniettabile combinando 8,5 mL di pharmaceutifcal grado PBS, 1 mL di 100 mg/mL soluzione di riserva di ketamina (concentrazione finale 10mg/mL) e 0,5 mL di 20 mg/mL soluzione stock xilazina (concentrazione finale di 10 mg/mL).</li>
		<li>Somministrare 10 μL/g tramite l'iniezione intraperitoneale (IP) (ad es., 250 μL per un mouse 25-g).</li>
		<li>Applicare unguento oftalmico agli occhi dei topi anestetizzati con chetamina/xilazina perché i loro occhi sono soggette a danni durante periodi prolungati di anestesia.</li>
		<li>Posizionare il mouse in una gabbia e monitorare fino a quando si sveglia dall'anestesia. Nota: L'animale non deve essere lasciato incustodito fino a quando ha riacquistato coscienza sufficiente per mantenere decubito sternale.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Isoflurano Nota: Topi rapidamente sveglia dall'anestesia indotta da isoflurane dopo essere stato rimosso dalla camera di induzione, quindi questo metodo di anestesia dovrebbe essere utilizzato solo dopo essere diventato abile alla procedura di inoculo.<ol>
<li>Posizionare i topi ingenuo in una camera di dimensioni adeguate ad induzione con ossigeno che scorre.</li>
		<li>Dopo che la camera è sigillata, anestetizzare i topi utilizzando un vaporizzatore di precisione per aggiungere isoflurano al 4% (v/v) per almeno 5 min; confermare l'anestesia rimuovendo un mouse dalla camera di induzione e misura quanto tempo ci vuole per svegliarsi dall'anestesia (~ 60 s). Nota: Tenere presente che l'anestesia, i tempi possono variare basato sulle linee guida istituzionali e alcuni animali potrebbero necessitare di più di 5 min per diventare completamente anestetizzato.</li>
		<li>Mantenere l'anestesia per fino a 10 min regolando la concentrazione di isoflurane per 2-3%; Se la durata totale dell'anestesia è > 15 min, applicare unguento oftalmico agli occhi dei topi anestetizzati.</li>
		<li>Posizionare il mouse in una gabbia e monitorare fino a quando si sveglia dall'anestesia, come descritto al punto 2.1.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Inoculare/infettando topi
<ol><li>Sospendere un mouse anestetizzato, appeso da suoi incisivi superiori su una stringa forte, sottile (ad es., filo interdentale) fissati ad un oggetto fisso ad un'altezza circa due volte del mouse lunghezza del corpo (ad es., 20 cm) sopra la superficie operativa (ad es. banco di laboratorio).</li>
	<li>Tirare delicatamente la linguetta del mouse fuori dalla sua bocca utilizzando pinze sterili, smussato-conclusa. Trasferire la lingua un dito guantato, sterile antischiacciamento accidentale della linguetta del mouse. Tenere la lingua fuori della bocca, consentendo l'accesso all'orofaringe e impedendo la deglutizione dell'inoculo al lato.</li>
	<li>Tenendo la linguetta del mouse, inserire l'inoculo di 50 μL (sospensione batterica) l'orofaringe utilizzando una micropipetta; l'orofaringe è situato all'incrocio tra la cavità orale e della faringe verso il retro della bocca. Nota: È molto importante trasmettere solo liquido di pipettaggio per la prima tappa della micropipetta. Il mouse sarà smettere di respirare per alcuni secondi quando l'inoculo è collocato nell'orofaringe; alla fine, riflessivo aspirazione causerà il mouse per inalare la sospensione batterica, indicata dal rumore caratteristico crepitio di liquido di penetrare nei polmoni, che si traduce nell'infezione di polmonite.</li>
	<li>Se l'inoculo è posizionato non lontano indietro abbastanza per bloccare la respirazione normale, pizzicare le narici con il forcipe per forzare riflessivo aspirazione attraverso la bocca e la successiva inalazione dell'inoculo.</li>
	<li>Dopo l'inoculazione, sganciare la linguetta, rimuovere il mouse dalla stringa di sospensione, metterlo in una gabbia e monitorare fino a quando si sveglia dall'anestesia, come descritto al punto 2.1.</li>
</ol>4. monitorare la progressione della malattia
Nota: A causa di sofferenza animale, vari indicatori dovrebbero essere utilizzati per indicare quando i topi diventano moribondi; l'eutanasia deve essere eseguita seguendo questa determinazione, secondo un protocollo IACUC precedentemente approvato; i vari indicatori di moribundity includono la temperatura corporea, perdita di peso, aspetto, andatura e altri biomarcatori che possono essere ottenuti dal sangue (ad es., tramite iSTAT)9,10,11,12, 13,14,15,16.
<ol><li>Eutanasia i topi secondo protocollo IACUC precedentemente approvato (ad es., CO2 seguita da dislocazione cervicale).</li>
	<li>Rimuovere i polmoni da mouse eutanasizzato tagliando trachea, arteria polmonare e della vena polmonare vicino ai polmoni.<ol>
<li>Microscopia<ol>
<li>Posizionare i polmoni (o parte) in uno stampo di esemplare.</li>
			<li>Riempite lo stampo di esemplare con ottimale taglio temperatura (t.o.c.) composto, sommergendo completamente il tessuto.</li>
			<li>Congelare il campione a-80 ° C.</li>
			<li>Inviare il campione ad un laboratorio di patologia di sezione e montare su vetrini per microscopia.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Carica batterica<ol>
<li>Pesare il tessuto polmonare una bilancia analitica.</li>
			<li>Trasferire il tessuto polmonare al flaconcino conico da 50 mL contenente 2-5 mL di PBS sterile (a seconda delle dimensioni del tessuto).</li>
			<li>Omogeneizzare il tessuto polmonare con un omogeneizzatore del tessuto.</li>
			<li>Effettuare diluizioni seriali dell'omogenato in PBS sterile fino a raggiungere circa 1.000 CFU/mL, basato su previsto carica batterica nei polmoni.<ol>
<li>Ad esempio, se è previsto 1 × 109 CFU/mg, eseguire tre diluizioni 1: 100: trasferire 100 μL di omogenato a 9,9 mL di PBS e vortice; Questa è la prima diluizione di 1: 100. Trasferire 100 µ l della diluizione 1: 100 prima a 9,9 mL di PBS e vortice; Questa è la seconda diluizione 1: 100. Trasferire 100 µ l della diluizione 1: 100 seconda a 9,9 mL di PBS e vortice; Questa è la diluizione di 1: 100 terzo e finale.</li>
				<li>Se la carica batterica nei polmoni è sconosciuto, eseguire una serie di diluizioni di catturare nell'intervallo previsto.</li>
			</ol>
</li>
			<li>Diluizioni di piastra su agar sterile.<ol>
<li>Preparare sterile Tryptic Soy brodo (TSB) con piastre di agar (TSA): 30 g di TSB Combine, 15 g di agar e 1 L di acqua, mescolare con un agitatore magnetico e riscaldare fino ad ebollizione a ~ 100 ° C per 5 min, Consenti per raffreddare e quindi autoclave su ciclo liquido per 15 min. Consenti raffreddare a ~ 55 ° C, trasferimento 10 mL appena sterilizzato nell'autoclave TSA di Petri sterili e lasciarli raffreddare a temperatura ambiente. Lasciate asciugare su benchtop per 2-5 d o scoperto sotto una cappa di biosicurezza per 10 min.</li>
				<li>Trasferire 100 µ l della diluizione a una piastra Petri contenente TSA sterile e si sono diffuse attraverso TSA utilizzando una spatola o perline di vetro.</li>
				<li>Memorizzare la capsula di Petri durante la notte a 37 ° C in un incubatore (cioè, incubatore 37 ° C contenente un becher 1L scoperto riempito d'acqua)</li>
			</ol>
</li>
			<li>Determinare omogeneato del polmone CFU/mL sulla placcatura agar basata (ad esempio, 100 CFUs sulla piastra TSA con 100 μL di terza e ultima diluizione sopra descritto sarebbe 100 CFU/100 μL × 100dil #1 × 100dil #2 × 100dil n. 3 = 1 × 109 CFUs/mL).</li>
			<li>Calcolare il tessuto polmonare CFUs/mg basato dividendo omogeneato del polmone CFU/mL di mg del polmone omogenato di tessuto/mL (per esempio, se utilizza un campione descritto sopra 100 mg di tessuto polmonare omogeneizzato in 5 mL di PBS, poi 1 × 109 CFU/mL ÷ 100 mg / 5 mL = 5 × 107 CFUs/mg).</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Gli autori dichiarano di non avere nessun concorrenti interessi finanziari.

Per essere sicuri, topi non sono esseri umani in miniatura. Risultati ottenuti da modelli murini devono essere considerati nel contesto e successivamente interpretati per applicabilità agli esseri umani, basata su differenze e similitudini tra le due specie6. È anche importante scegliere il ceppo del mouse appropriato come certi sono più suscettibili di alcune infezioni rispetto ad altri; lo stesso vale per il ceppo patogeno di scelta16.
È essenz...

Infezione respiratoria più bassa è la malattia infettiva più mortale del mondo e la più comune causa di morte nei paesi in via di sviluppo1. Globalmente, queste infezioni rappresentano più di 3,2 milioni di morti nel1. Inoltre, polmonite nosocomiale è tra le forme più comuni e più mortale delle infezioni acquisite assistenza sanitaria ed è causata da agenti patogeni più resistenti agli antibiotici2,3. Il tipico percorso di acquisizione di polmonite batterica per entrambi acquisita in comunità e polmonite nosocomiale è l'aspirazione orofaringea contenuto negli alveoli. Modelli murini usati per studiare queste malattie spesso utilizzano inoculazione intranasale4, gran parte dei batteri di fuori del polmone, causando complicazioni fuori bersaglio e sintomi come sinusite e traumi fisici, che sono incongruenti con la malattia del deposito progressione in essere umano che i modelli sono stati progettati per emulare. Altri modelli possono utilizzare inalazione chambers e dispositivi di micromisting, che più accuratamente imitano le polmoniti virali, tubercolotiche e fungine, ma non con precisione ricapitolare il normale percorso di acquisizione per polmoniti batteriche tipiche.
Il modello di polmonite di aspirazione orofaringea murino può essere utilizzato per simulare l'itinerario naturale e la patogenesi di polmonite batterica. Inoculando 50 µ l della sospensione batterica in orofaringe dei topi anestetizzati utilizzando una pipetta, riflessivo aspirazione segue, che si traduce in polmonite infettiva. Usando questo modello, si può esaminare la patogenesi degli agenti patogeni che causano polmonite e nuovi trattamenti per combattere queste malattie con un modello di fedeltà superiore, più simile alle infezioni di polmonite di aspirazione osservate nell'uomo. Inoltre, a differenza di modelli simili che infettare attraverso la cavità orale5,6, questo modello assicura che l'inoculo completo raggiunge i polmoni invece l'intestino, dove può causare infiammazione off-site e infezioni, come la gastrite ed enterite. Infine, a differenza di un altro modello pubblicato che richiede un laringoscopio e inoculates attraverso la trachea7, questo modello non ostruire le vie respiratorie con un ago sonda gastrica e non richiede l'iniezione per consegna di inoculo. Invece, l'inoculazione si basa sul riflesso di aspirazione naturale del mouse.

<table><tbody><tr><td>Agar</td><td>BD</td><td>214530</td><td>Combinare con TSB per realizzare perline TSA</td></tr><tr>, <td>135003 Kimble</td><td></td> in<td>vetro borosilicato</td><td>Sterilizzare mediante cottura o sterilizzazione in autoclave prima di ogni utilizzo</td></tr><tr><td>Becher, 250 mL</td><td>Pyrex</td><td>1003</td><td>Utilizzato durante l'aliquotazione precisa di inoculi batterici concentrati</td></tr><tr><td>Centrifuga</td><td>Sorvall</td><td>ST 40R</td><td>Capace di 4.000&volte; g a 4 gradi; </td></tr><tr><td>Camera C per anestesia</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>VetFlo-0720</td><td>Ospita fino a 5 topi</td></tr><tr><td>Cryomold, dimensioni intermedie</td><td>Sakura Tissue-Tek</td><td>4566</td><td>Stampi monouso per campioni di vinile, 15& 15&volte; </td></tr><tr><td>Filo interdentale</td> da 5 mm <td>Oral-B</td><td>37000469537</td><td>Legare al perno stabile a circa 6" sopra l'altezza del tavolo</td></tr><tr><td>Pinze</td><td>VWR</td><td>82027-440</td><td>Utilizzato per estrarre delicatamente la lingua dalla bocca del topo</td></tr><tr><td>Omogeneizzatore per tessuto polmonare</td> Autoclave <td>Omni International</td><td>TM125-115</td><td>prima del primo utilizzo; risciacquare tra i campioni</td></tr><tr><td>Isoflurano per anestesia</td><td>Abbott</td><td>10015516</td><td>È possibile utilizzare farmaci alternativi; modificare la procedura di conseguenza</td></tr><tr><td>Cartuccia iSTAT</td><td>Abbott</td><td>03P79-25</td><td>Sono disponibili varie cartucce per soddisfare le vostre esigenze</td></tr><tr><td>Ketamina, 100 mg/mL</td><td>Western Medical Supply</td><td>4165</td><td>Diluire 1:10 in PBS a 1 mg/mL e combinare con xilazina a 1 mg/mL</td></tr><tr><td>Unguento per gli occhi</td> Lacrime di <td>Akorn</td><td>Rinnovato Evitare</td><td>di toccare gli occhi con la punta del dosatore</td></tr><tr><td>Temperatura di taglio ottimale (O.C.T.) Composto</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-730-571</td><td>Utilizzato per congelare campioni polmonari a -80 &deg; C per preparare il sezionamento patologico</td></tr><tr><td>Piastra di Petri</td><td>VWR</td><td>25384-302</td><td>Polistirene, monouso, sterilizzato, 100&volte; Soluzione</td></tr><tr><td>salina tamponata con fosfato (PBS)</td> da 15 <td>mmCorning</td><td>21-031-CM</td><td>PBS di Dulbecco senza calcio e magnesio Puntali</td></tr> per <tr><td>pipette, 200-&mu; L</td><td>VWR</td><td>10017-044</td><td>Autoclave prima dell'uso</td></tr><tr><td>Pipetta, 200-&mu; L</td><td>Gilson</td><td>Pipetman P200</td><td>Autoclave e calibrare prima dell'uso</td></tr><tr><td>Spalmatore, cellula batterica</td><td>Bel-Art</td><td>F377360006</td><td>Sterilizzare mediante cottura o sterilizzazione in autoclave prima di ogni utilizzo</td></tr><tr><td>Barra di agitazione, magnetica, 7,9 mm Diametro e tempi; 38,1 mm Lunghezza</td><td>VWR</td><td>58948-150</td><td>Utilizzato per mescolare inoculi batterici concentrati durante l'aliquotazione</td></tr><tr><td>Piastra di agitazione,</td><td>Corning</td> magnetico <td>PC-620D</td><td>Utilizzato per mescolare inoculi batterici concentrati durante l'aliquotazione</td></tr><tr><td>Brodo di soia triptico (TSB)</td><td>BD</td><td>211822</td><td>Combinare con l'agar per ottenere</td></tr> una <tr><td>fiala TSA, conica, sterile, 50 mL</td><td>Corning</td><td>431720</td><td>Utilizzata per la preparazione di inoculi batterici</td></tr><tr><td>Fiala, conica, sterile, 500 mL</td><td>Corning</td><td>431123</td><td>Utilizzata per concentrare inoculi per la preparazione di inoculi congelati</td></tr><tr><td>Fiala, criogenica, 2,0 mL</td><td>Corning</td><td>430659</td><td>Utilizzato per la conservazione criogenica di inoculi batterici concentrati</td></tr><tr><td>Xilazina, 20 mg/mL</td><td>Akorn</td><td>AnaSed Injection</td><td>Diluire 1:20 in PBS a 1 mg/mL e combinare con ketamina a 1 mg/mL</td></tr></tbody></table>

modello murino aspirazione orofaringea di polmonite batterica associata a ventilazione e acquisite in ospedale

Murine Oropharyngeal Aspiration Model of Ventilator-associated and Hospital-acquired Bacterial Pneumonia

Modelli murini di infezione sono fondamentali per comprendere la patogenesi della malattia e dell'efficacia di approcci terapeutici progettati per combattere gli agenti patogeni causativi. Polmonite infettiva è tra le più comuni infezioni presentate dai pazienti nella clinica e garantisce così un modello appropriato in vivo . Polmonite tipica modelli utilizzano inoculazione intranasale, che depositi eccessivi organismi di fuori del polmone, causando complicazioni fuori bersaglio e sintomi, come la sinusite, gastrite, enterite, trauma fisico o microparticella di nebbia per imitare aerosol diffusione più tipica di polmonite virale, tubercolotica o da fungo. Questi modelli non riflettono accuratamente la patogenesi di polmonite batterica tipica di comunità o assistenza sanitaria acquistata. Al contrario, questo modello murino di polmonite di aspirazione orofaringea imita l'itinerario della gocciolina in polmonite acquisita in assistenza sanitaria. Inoculando 50 µ l di batteri sospensione nell'orofaringe dei topi anestetizzati causa aspirazione riflessivo, che si traduce in polmonite. Con questo modello, si può esaminare la patogenesi degli agenti patogeni che causano polmonite e nuovi trattamenti per combattere queste malattie.

Seguendo scrupolosamente il protocollo, riproducibili e affidabili dati possono essere facilmente ottenuti. È fondamentale rispettare rigorosamente di uno protocollo di preparazione dell'inoculo su misura per esperimenti per essere paragonato a una vicenda. Inoltre è importante gestire correttamente topi durante la procedura di infezione. Assicurarsi di posizionare i topi in una camera di anestesia privo di isoflurane. Topi panico se vengono inseriti in una camera che è stato pre-riempita...

Polmonite infettiva è tra le più comuni infezioni nell'uomo. Un modello appropriato in vivo è fondamentale per comprendere la patogenesi della malattia e dell'efficacia di nuove terapie. Con questo modello di polmonite di aspirazione orofaringea murino, si può esaminare la patogenesi ed i nuovi trattamenti contro queste infezioni mortali.

Modello murino aspirazione orofaringea di polmonite batterica associata a ventilazione e acquisite in ospedale

Murine infection models are critical for understanding disease pathogenesis and testing the efficacy of novel therapeutics designed to combat causative ...

Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave nel campo della resistenza agli antibiotici su nuove terapie con un trattamento della polmonite associata al ventilatore. Il vantaggio principale di questa tecnica è che replica accuratamente l'infezione clinica in modo rapido e facilmente riproducibile. Per inoculare i topi, appendere il primo animale anestetizzato per gli incisivi superiori a una corda forte e sottile.Fissarlo a un oggetto fisso sopra la superficie operativa, a un'altezza di circa il doppio della lunghezza del corpo del mouse. Utilizzare una pinza sterile a mano smussata per estrarre delicatamente la lingua e trasferire la lingua su dita sterili e guantate per consentire l'accesso alla faringe orale. Premere lo stantuffo di una micropipetta fino al primo arresto per posizionare 50 microlitri di inoculo nella faringe orale, fino a quando il topo inala la sospensione batterica, mediante aspirazione riflessiva.Il topo smetterà di respirare per alcuni secondi quando l'inoculo viene posizionato nella faringe orale e alla fine l'aspirazione riflessiva causerà l'inalazione della sospensione batterica, indicata dal caratteristico crepitio del liquido che entra nei p

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JoVE Journal

Medicine

Medicina

Fonte: Lenhard, A. et al. Un modello murino per la transizione di Streptococcus pneumoniae da colonizzatore a patogeno dopo la co-infezione virale riproduce la malattia aggravata dall'età. J. Vis. Esp. (2022)Questo video mostra un modello di co-infezione topina in cui il virus influenzale innesca la transizione di Streptococcus pneumoniae da colonizzatore a patogeno. Descrive le fasi coinvolte nella colonizzazione batterica, nelle infezioni virali e nella progressione della malattia.

Un modello murino per studiare la transizione patogena di Streptococcus pneumoniae dopo la co-infezione virale

Fonte: Nielsen, T. B., et al., Modello di aspirazione orofaringea murina della polmonite batterica associata al ventilatore e acquisita in ospedale. J. Vis. Esp. (2018)Questo video mostra la procedura di invio di batteri attraverso l'orofaringe nei polmoni di un topo anestetizzato per indurre infezioni polmonari e scatenare una risposta immunitaria.

Preparazione di un modello di aspirazione orofaringea murina per stabilire infezioni batteriche ai polmoni

Questo video dimostra l'instaurazione di un'infezione polmonare in un modello di roditore immunocompetente tramite intubazione e installazione di sospensioni batteriche nei lobi polmonari. Questo modello consente studi di efficacia antibatterica in animali immunocompetenti.

Instillazione intrabronchiale di Streptococcus pneumoniae in modelli di roditori immunocompetenti

Abbiamo sviluppato un modello di lesione polmonare nel topo mediante iniezione intra-tracheale del batterio Pseudomonas aeruginosa. Questo modello imita il danno polmonare durante la polmonite ed è clinicamente rilevante.

Pseudomonas aeruginosa Induced Lung Injury Modello

Mentre lo studio in vitro delle interazioni ospite-patogeno consente la caratterizzazione di specifiche risposte immunitarie, sono necessari modelli in vivo per osservare gli effetti di risposte complesse. Utilizzando l'esposizione a Candida albicans seguita da un'infezione polmonare mediata da Pseudomonas aeruginosa, abbiamo stabilito un modello murino di interazioni microbiche coinvolte nella patogenicità della polmonite associata al ventilatore.

Studiare comunità microbiche<em&gt; In Vivo</em&gt;: Un modello di interazione ospite-mediata tra<em&gt; Candida Albicans</em&gt; E<em&gt; Pseudomonas aeruginosa</em&gt; Nei Airways

Diversi metodi sono stati descritti in letteratura per modellare la polmonite batterica nei topi. Qui, descriviamo un non invasivo, economico, rapido metodo per indurre la polmonite tramite aspirazione (vale a dire, l'inalazione) di un inoculo batterico pipettati in orofaringe. metodi di valle per la valutazione della risposta immunitaria innata polmonare sono anche dettagliata.

Un metodo non invasivo e tecnicamente non intensiva per l&#39;induzione e Fenotipizzazione Sperimentale polmonite batterica nei topi

Questo protocollo induce un danno polmonare acuto in un topo che ha una stretta fedeltà alla patogenesi della polmonite acida osservata nell'uomo. Generiamo una lesione polmonare acuta massimale non letale a basso pH e teniamo conto delle differenze nella struttura respiratoria anatomica del roditore utilizzando una tracheostomia aperta accoppiata a un rilascio di pressione circonferenziale.

Aprire tracheostomia gastrico acido aspirazione Modello murino di lesioni polmonari acute Risultati in massima acuta non letale Lung Injury

Viene descritto un metodo per stabilire infezioni polmonari in roditori immunocompetenti. Con competenza, questo metodo può essere eseguito rapidamente e facilmente per indurre un'infezione stabile con molti isolati di S. pneumoniae, H. influenzae, P. aeruginosa, K. pneumoniae e A. baumannii.

Una polmonite Modello robusto in immunocompetenti roditori per valutare antibatterico efficacia contro<i&gt; S. pneumoniae</i&gt;,<i&gt; H. influenzae</i&gt;,<i&gt; K. pneumoniae</i&gt;,<em&gt; P. aeruginosa</em&gt; o<em&gt; A. baumannii</em

Qui, presentiamo metodi per migliorare gli studi secondari sulla polmonite batterica fornendo un percorso non invasivo di instillazione nel tratto respiratorio inferiore seguito dal recupero di patogeni e dall'analisi della trascrizione. Queste procedure sono riproducibili e possono essere eseguite senza apparecchiature specializzate come cannula, cavi guida o cavi in fibra ottica.

Un sistema preciso di distribuzione e recupero di patogeni per i modelli Murine di polmonite batterica secondaria

Questo manoscritto descrive la creazione di un modello infettivo di polmonite nei topi e la rispettiva caratterizzazione della risoluzione delle lesioni insieme ai metodi per la crescita dei batteri e l'instillazione intratracheale. Viene inoltre descritto un nuovo approccio che utilizza la citometria a flusso ad alta dimensione per valutare il panorama immunitario.

Modello sperimentale per valutare la risoluzione della polmonite

Questo articolo descrive un nuovo modello murino per la transizione dello pneumococco da colonizzatore asintomatico a patogeno che causa malattie durante l'infezione virale. Questo modello può essere facilmente adattato per studiare le interazioni polimicrobiche e ospite-patogeno durante le diverse fasi della progressione della malattia e tra vari ospiti.

Un modello murino per la transizione di Streptococcus pneumoniae da colonizzatore a patogeno in seguito a co-infezione virale ricapitola la malattia esacerbata dall'età

Impara un modello murino di aspirazione orofaringea per studiare la polmonite batterica associata a ventilazione. Questa tecnica rapida e riproducibile replica fedelmente l'infezione clinica per testare nuove terapie.

Modello murino aspirazione orofaringea di polmonite batterica associata a ventilazione e acquisite in ospedale

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