Name: Rilevamento di localizzazione sottocellulare della proteina di verde fluorescenza della proteina Tagging e 4, 6-Diamidino-2-phenylindole macchiatura in Caenorhabditis elegans (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 36 s
Description: Scopri come tracciare la traslocazione nucleare delle proteine sotto stress termico in Caenorhabditis elegans utilizzando marcatori GFP e colorazione DAPI. Questo metodo rapido permette di osservare simultaneamente la localizzazione subcellulare e la colorazione nucleare.

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I ceppi di c. elegans utilizzati in questo studio sono stati ottenuti dal centro Caenorhabditis genetica, che è sostenuto dal National Institutes of Health - ufficio programmi delle infrastrutture di ricerca (P40 OD010440). Questo lavoro è stato supportato da NIH: 1R03AG048578-01 Jun Liang, CUNY-CCRG 1501-Jun Liang e PSC-CUNY 66184-00 44 e 45 67248-00 a Jun Liang. Grazie Cathy Savage-Dunn per gentilmente condividere il suo spazio di laboratorio. Tutte le immagini di fluorescenza sono stati raccolti a Queens College Core Facility. Ringraziamo William J. Rice per i suoi commenti sul manoscritto.

1. soluzioni
<ol><li>
Piastre di NGM
	<ol>
<li>In un matraccio di Erlenmeyer 2L, aggiungere 3 g di NaCl, 17 g di agar, 2,5 g di Peptone e 975 mL di dH2O. copertura della bocca del pallone con foglio di alluminio. Autoclave la beuta per 50 min raffreddarlo per 20 – 30 min.</li>
		<li>Quindi aggiungere soluzioni sterilizzate: 1 mL di 1 M CaCl2, 1 mL di colesterolo 5 mg/mL in etanolo, 1 mL di 1 M MgSO4e 25 mL di tampone di 1 M KPO4 (pH 6.0). Agitare le soluzioni per mescolare bene.</li>
		<li>Usando un erogatore liquido, dispensare la soluzione NGM a piastre di Petri di 60 mm. Riempire le piastre 2/3 pieno di agar. Riporli in un contenitore a tenuta d'aria a 4 ° C per un uso futuro.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Tampone di 1m KPO4 (pH 6.0)
	<ol>
<li>Sciogliere 10,83 g di KH2PO4 e 3,56 g di K2HPO4 in dH2O, quindi regolare il volume totale a 100 mL. Sterilizzare in autoclave la soluzione per 15 min.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
M9
	<ol>
<li>Sciogliere 3 g di KH2PO4, 6 g di Na2HPO4e 5 g di NaCl in dH2O, aggiungere 1 mL di 1 M MgSO4e regolare il volume totale a 1 L.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
10 µ g/mL DAPI
	<ol>
<li>Aggiungere 1 µ l di 10 mg/mL DAPI in 999 µ l di dH2O.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
alcol al 95% (v/v)
	<ol>
<li>Misura 95 mL di alcole a 100% e aggiungere acqua distillata per regolare il volume a 100 mL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
30% di acetone (v/v)
	<ol>
<li>Aggiungere 30 mL di acetone a dH2O e regolare il volume totale a 100 mL.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. lo Stress da calore
<ol><li>Generare una riga di matrice extracromosomico con un costrutto traslazionale di geni target9,10. In alternativa, ottenere tali linee da Caenorhabditis Genetics Center (CGC), che è una risorsa pubblica per la ricerca di c. elegans , o da un laboratorio di ricerca precedentemente pubblicata.</li>
	<li>Integrare le linee extracromosomico il genoma esponendo vermi a 3.800 Rad γ-radiazione9. Quindi, selezionare le righe stabilmente espresse affinché ogni animale esprime una proteina marker come un GFP o un rullo.</li>
	<li>Per rimuovere le mutazioni generate durante l'irradiazione, outcross le linee almeno 2 x. Utilizzare questa linea transgenica per rilevare cambiamenti di modello di espressione della proteina sotto stress.</li>
	<li>Preparare piastre worm NGM come descritto al punto 1.1. Inoculare un clone OP50 ed i batteri in brodo LB liquido della coltura durante la notte. Seme le piastre NGM con liquido OP50 cultura e incubare le piastre in un incubatore a 37 ° C durante la notte a crescere un prato di batteri come fonte di cibo per i vermi. Raffreddare le piastre a temperatura ambiente per almeno 30 min prima dell'uso.</li>
	<li>Crescere la linea transgenica a 20 ° C senza fame per almeno 2 generazioni precedenti il test di stress di calore.</li>
	<li>Prendere 8-10 giovani adulti gravid (utero pieno di uova) per una nuova piastra di vite senza fine, poi lasciate li depongono le uova per circa 3 – 5 h e rimuovere tutti gli adulti dalle piastre.</li>
	<li>Per sincronizzare i vermi, lasciare che le uova si schiudono e crescere le larve per circa 48 h alla quarta fase larvale (L4). Esaminare la loro struttura di vulva (una struttura di mezzaluna) per identificare la L4 fase (Figura 1, freccia)11.</li>
	<li>Posizionare le piastre di vite senza fine con le larve L4 in un incubatore a 35 ° C per 2 – 5 h per raggiungere lo stress da calore. Posizionare un termometro nell'incubatore per misurare con precisione la temperatura.</li>
</ol>3. DAPI macchiatura
<ol><li>
Fissazione dell'etanolo
	<ol>
<li>Aggiungere 10 µ l di buffer di M9 al centro di un vetrino.</li>
		<li>Prendere i vermi calore-scioccato dal passaggio 2.8 e metterli nel buffer M9 su vetrino.<ol>
<li>In alternativa, lavare la piastra con M9 e centrifugare a 1.000 x g per 1 min a temperatura ambiente e scartare il surnatante. Aggiungere i vermi sul vetrino.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Usare un tessuto soffice per drenare liquidi in eccesso. Guarda questo passaggio sotto un microscopio per dissezione.</li>
		<li>Aggiungere 10 µ l di alcol al 95% sui vermi e lasciarli asciugare all'aria. Osservare il processo sotto un microscopio per dissezione e non lasciare che gli animali troppo asciutto. Immediatamente dopo l'etanolo evaporato dagli animali, procedere al passaggio successivo. Nota: Etanolo evapora molto velocemente.</li>
		<li>Ripetere il punto 3.1.4 due volte affinché i vermi sono fissi. Nota: È normale per gli animali a guardare più scura e distorta.</li>
		<li>Aggiungere 10 µ l di DAPI (10 µ g/mL) per i vermi. Immediatamente coprire con un vetrino coprioggetto e sigillare la diapositiva con gel smalto trasparente.</li>
		<li>Mostra gli animali dopo circa 10 minuti su un microscopio a fluorescenza.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Fissazione di acetone (approccio alternativo)
	<ol>
<li>Lavare la piastra di calore-scioccato dal passaggio 2.8 con M9 e centrifugare a 1.000 x g per 1 min a temperatura ambiente e scartare il surnatante. Lavare la pallina con 1 mL di dH2O, raccogliere il pellet e scartare il surnatante.</li>
		<li>Aggiungere 400 µ l di acetone 30% per 15 min. Centrifugare a 1.000 x g per 1 min a temperatura ambiente e scartare il surnatante. Utilizzare 500 µ l di dH2O per lavare gli animali 2 x. Scartare il surnatante.</li>
		<li>Aggiungere 200 µ l di DAPI (10 µ g/mL), o 4 volte la quantità di volume ai vermi totale, nel tubo per 15 min.</li>
		<li>Centrifugare a 1.000 x g per 1 min e scartare il surnatante. Lavare la pallina 2 x con 500 µ l di dH2O. Posizionare le viti senza fine sulle lastre di vetro, coprire con coprioggetti, sigillare la diapositiva con gel smalto trasparente e osservare gli animali sotto un microscopio a fluorescenza.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. microscopica Imaging
<ol><li>Accendere la sorgente di luce UV e un microscopio a fluorescenza. Accendere il computer collegato al microscopio.</li>
	<li>Caricare la diapositiva il microscopio di fluorescenza. Utilizzare un obiettivo di bassa potenza (10x) per individuare i vermi, aumentare la potenza di ingrandimento 400x e mettere a fuoco il campione.</li>
	<li>Aprire il software fornito con il microscopio. Fare clic su "Acquisizione" nel menu; fare clic su "Camera" e selezionare la telecamera collegata al microscopio; in questo modo la telecamera selezionata di comunicare con il software. Nota: Microscopi diversi possono variare in funzione.</li>
	<li>La stessa "acquisizione", fare clic su "Acquisizione multidimensionale". Questo apre una nuova finestra di navigazione di "Acquisizione multidimensionale". Fare clic sul pulsante "Multicanale", e verranno visualizzati tutti i canali disponibili.</li>
	<li>Scegliere DIC (contrasto differenziale di interferenza) per osservare il campione, verde e blu. Nella finestra di navigazione "Acquisizione multidimensionale", lasciare il "Blue-DAPI", "Green-GFP" e "Grigio-DIC", "Nomarski" canali pulsante destro del mouse su altri canali, come "Rosso-rodamina" e "White-bright field", di chiuderle.</li>
	<li>
In primo luogo, misurare il tempo di esposizione per ogni canale:
	<ol>
<li>Sinistro del mouse il canale "Blue-DAPI" per selezionarlo e quindi fare clic su "Misura" al fine di prendere un'immagine dal vivo sotto il canale DAPI con il tempo di esposizione automatica. Apparirà una nuova finestra con un'immagine live.</li>
		<li>Sul lato sinistro della finestra immagine live, regolare manualmente il tempo di esposizione se necessario per rendere l'immagine come desiderato.</li>
		<li>Infine, clicca su " "OK "nella finestra immagine live. Questo imposta il tempo di esposizione sotto il canale DAPI.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ripetere il passaggio 4.6 per gli altri canali, "Green-GFP" e "Grigio-DIC", "Nomarski", per impostare i tempi di esposizione per quei canali.</li>
	<li>Nella finestra di navigazione "Acquisizione multidimensionale", cliccare su "Start" per raccogliere automaticamente 3 immagini sotto i 3 canali diversi in ordine (Vedi sopra) con tempi di esposizione specifici come set.</li>
	<li>Per salvare il file, andare al menu principale, clicca su "File" poi su "Save as". Nome del file di input e il nome della cartella. Salvare il file come il formato di file predefinito per preservare le informazioni dettagliate di imaging per riferimento futuro.</li>
	<li>
Per esportare il file in altri formati:
	<ol>
<li>Andare su "File" e fare clic su "Esporta". Si aprirà una finestra di impostazione di esportazione.</li>
		<li>Impostare il nome del file e cartella. Verifica "Creare una cartella di progetto" per meglio organizzare i dati. Il software permette inoltre all'utente di specificare 4 altre opzioni: "Immagini Generate fuse", "Utilizzare il colore per le immagini del canale", "Utilizza nomi di canale" e "Merged image solo".</li>
		<li>Scegliere un tipo di file desiderato dal menu a discesa, ad esempio "TIF", "BMP", "PSD", o "JPG" e altri tipi. Quindi fare clic su "Start" per esportare.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da dichiarare.

Questo articolo presenta un metodo veloce ed efficiente per verificare cambiamenti sottocellulare della proteina dal citoplasma al nucleo. L'espressione della proteina è stata indicata da una fusione di GFP, mentre la struttura di nucleo è stata verificata da DAPI macchiatura (Figura 3). Dato che immunostaining proteine di c. elegans è impegnativo, la maggior parte localizzazione cellulare della proteina di c. elegans sono caratterizzati da loro tagging con le proteine mark...

Un cambiamento della localizzazione sottocellulare della proteina è un meccanismo comune in risposta ai segnali interni o esterni come lo stress da calore, fame, stress ossidativo, apoptosi, fosforilazione della proteina e altri. Ad esempio, lo stress da calore induce un membro FOXO DAF-16 traslocazione nucleare1,2e la proteina BCL-2 pro-apoptotica che Bid trasloca i mitocondri ricevente morte segnalazione3,4. Esistono diverse tecniche rilevare queste modifiche. Una combinazione di western blotting e biochimicamente isolare strutture subcellulari (ad es., i mitocondri o i nuclei) ben potrebbe raggiungere l' obiettivo3. Tuttavia, esso richiede un anticorpo specifico contro la proteina di interesse. Così, un anticorpo consolidato diventa la chiave per il successo. Un approccio alternativo è quello di etichettare diverse strutture subcellulari o organelli con i vari indicatori quali proteina di fluorescenza verde (GFP), proteina di fluorescenza rossa (RFP), proteina di fluorescenza gialla (YFP) e mCherry e nel frattempo etichettare la proteina di interesse con altri marcatori. Poi, li osserviamo al microscopio confocale per localizzare i bersagli5,6. Gli isotopi radioattivi sono una scelta alternativa per l'etichettatura di proteine bersaglio e quindi rilevare la loro localizzazione subcellulare7. Tuttavia, questo metodo richiede un'adeguata formazione e gestione delle scorie radioattive. In circostanze come la mancanza di un anticorpo specifico, l'assenza di un indicatore adeguato, o della scarsità di attrezzature come un microscopio confocale, un approccio alternativo deve essere considerato. Per identificare una traslocazione nucleare della proteina, è attraente solo contrassegnare proteine bersaglio con un pennarello e macchia i nuclei con il reagente chimico 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) poiché questo richiede solo un microscopio a fluorescenza regolari.
Immunolabeling di c. elegans con anticorpi è impegnativo a causa della bassa permeabilità del guscio d'uovo o la cuticola collagena che circonda l'animale. Nel frattempo, dato che le proteine di c. elegans sono significativamente divergenti da loro ortologhi di vertebrati, alcune aziende commerciali forniscono c. elegans con prodotti specifici. È difficile per un piccolo laboratorio generare anticorpi di c. elegans per se stessi. Ricercatori della comunità spesso utilizzano proteine etichettate come marcatori per illustrare un'espressione di gene o localizzazione della proteina. In questo articolo utilizza EXL-1::GFP ad esempio per tenere traccia di una traslocazione nucleare della proteina sotto lo stress di calore8. Un integrato traslazionale exl-1::gfp nel genoma animale viene utilizzata per esprimere stabilmente il gene con la fusione di gfp . La ricerca ha indicato che exl-1 è espresso nell'intestino, parete del corpo muscolare e altre strutture subcellulari8. Questo protocollo viene illustrato come sincronizzare i vermi per il quarto stadio larvale (L4), eseguire una fissazione dell'etanolo esperimento e la condotta DAPI macchiatura, di calore lo stress, fissazione di acetone e imaging sotto un microscopio a fluorescenza regolari.

<table><tbody><tr><td>DAPI</td><td>Biotium</td><td>40043</td><td>sia Hoechst 33258 che Hoechst 33342 funziona bene anche</td></tr><tr><td>OP50</td><td>CGC</td><td>OP50</td><td>https://cgc.umn.edu/</td></tr> <tr><td>Caenorhabditis Genetics Center (CGC)</td><td></td><td></td><td>https://cgc.umn.edu/</td></tr> <tr><td>Kim Wipe</td><td>Kimberly-Clark Corporation</td><td></td><td>tessuti molli</td></tr><tr><td>Zeiss... Microscopio</td> a <td>fluorescenza</td>AX10 <td>Zeiss</td><td></td></tr><tr><td>Axiovision Rel 4.8</td><td>Software per microscopio Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AxioCam MR Rev3</td><td>Fotocamera digitale</td><td>Zeiss</td><td></td></tr><tr><td>Incubatore&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro centrifuga</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Smalto trasparente in gel</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>60 mm Piastre</td><td></td><td></td><td></td>di Petri</tr><tr><td>Vetrini Vetrini Vetrini</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>coprioggetti</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1-20 & micro; L pipettatore</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>20-200 &micro; L pipettatore</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>200-1000 &; L pipettatore</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1-200 & micro; L puntali</td><td></td><td></td><td></td>per pipette</tr><tr><td>200-1000 &; micro; L puntali</td><td></td><td></td><td></td>per pipetta</tr><tr><td>1,5 mL provette</td><td></td><td></td><td></td>per microcentrifuga</tr><tr><td>Filo</td><td></td><td></td><td></td> di platino</tr></tbody></table>

rilevamento di localizzazione sottocellulare della proteina di verde fluorescenza della proteina tagging e 4', 6-diamidino-2-phenylindole macchiatura in caenorhabditis elegans

Detecting Protein Subcellular Localization by Green Fluorescence Protein Tagging and 4',6-Diamidino-2-phenylindole Staining in Caenorhabditis elegans

In questo protocollo, una proteina di fusione di fluorescenza verde protein (GFP) e 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) colorazione vengono utilizzati per tenere traccia delle modifiche di localizzazione sottocellulare della proteina; in particolare, una traslocazione nucleare sotto un caldo sottolineare condizione. Le proteine reagiscono segnali corrispondentemente a interni ed esterni. Un meccanismo comune è quello di cambiare la sua localizzazione subcellulare. Questo articolo descrive un protocollo per tenere traccia di localizzazione della proteina che non richiede un anticorpo, etichettatura radioattivo o un microscopio confocale. In questo articolo, GFP consente di contrassegnare la proteina bersaglio EXL-1 in c. elegans, un membro della famiglia di proteine (CLICs) dei canale intracellulare cloruro, compresi mammiferi CLIC4. Una linea transgenica integrato traslazionale exl-1::gfp (con un promotore e una sequenza genica completo) nasce dalla trasformazione e γ-radiazione e stabilmente esprime il gene e la gfp. Recenti ricerche hanno dimostrato che al momento lo stress da calore, non ossidativo, EXL-1::GFP si accumula nel nucleo. Sovrapposizione del segnale GFP con sia la struttura di nuclei e il DAPI segnali conferma i cambiamenti di localizzazione subcellulare EXL-1 sotto stress. Questo protocollo presenta due metodi di fissazione diversi per colorazione DAPI: fissazione dell'etanolo e acetone fissazione. Il protocollo di colorazione DAPI presentato in questo articolo è veloce ed efficiente e conserva sia il segnale GFP e i cambiamenti di localizzazione sottocellulare della proteina. Questo metodo richiede solo un microscopio a fluorescenza con Nomarski, un filtro FITC e un filtro DAPI. È adatto per un ambiente piccolo laboratorio, la ricerca di studente universitario, ricerca degli studenti di liceo e aule di biotecnologie.

Proteine canale intracellulare di cloruro (clicca) sono proteine multifunzionali che sono altamente conservate tra specie12. Molta ricerca dimostra che CLICs regolare stress cellulare, l'autofagia, apoptosi, carcinogenesi, l'angiogenesi e la risposta immunitaria innata del macrofago in13,sistema mammifero14,15,16 ,<sup class="...

Questo protocollo viene illustrato come monitorare una traslocazione nucleare della proteina sotto stress da calore utilizzando una proteina di fusione di fluorescenza verde protein (GFP) come indicatore e 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) colorazione. Il protocollo di colorazione DAPI è veloce e preserva i segnali di localizzazione sottocellulare della proteina e GFP.

Rilevamento di localizzazione sottocellulare della proteina di verde fluorescenza della proteina Tagging e 4', 6-Diamidino-2-phenylindole macchiatura in Caenorhabditis elegans

In this protocol, a green fluorescence protein (GFP) fusion protein and 4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) staining are used to track protein ...

Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave nel campo di C.elegans, come la biologia cellulare. Il vantaggio principale di questa tecnica è che è veloce ed efficiente nell'ottenere contemporaneamente segnali di colorazione nucleare, GFP e cambiamenti di localizzazione subcellulare. Per iniziare, generare un array extracromosomico allineato con un costrutto traduzionale di geni bersaglio.In alternativa, è possibile ottenere tali linee dal Caenorhabditis Genetic Center, che è una risorsa pubblica per la ricerca su C.elegans. Oppure, da un laboratorio di ricerca precedentemente pubblicato. Dopo aver esposto i vermi alle radiazioni gamma per integrare le linee extracromosomiche nel genoma, selezionare le linee espresse stabilmente in modo che ogni animale esprima una proteina marcatrice come una GFP o un rullo.Per rimuovere le mutazioni generate durante la radiazione, oltrepassare le linee almeno due volte. Utilizzare la linea transgenica risultante per rilevare i cambiamenti del modello di espressione proteica sotto stress. Successivamente, dopo aver preparato le piastre per vermi NGM secondo il protocollo di testo, striare un clone OP50 e coltivare i batteri in brodo LB liquido per una notte.Semina le piastre NGM con coltura OP50 liquida e incuba le piastre in un'incubatrice a 37 gradi Celsius durante la notte per far crescere il prato batterico come fonte di cibo per i vermi. Raffreddare le piastre a temperatura ambiente per almeno 30 minuti prima dell'uso. Far crescere la linea transgenica a 20 gradi Celsius senza morire di fame, per almeno due generazioni prima del test dello stress termico.Raccogli da otto a dieci giovani adulti gravidi in una nuova placca per vermi. Quindi lasciali deporre le uova per circa tre-cinque ore e rimuovi tutti gli adulti dai piatti. Per sincronizzare i vermi, lasciare che le uova si schiudano e far crescere le larve per circa 48 ore fino al quarto stadio larvale, o L4.Questo può essere identificato dalla vulva, che è una struttura a mezzaluna. Quindi stressare i vermi incubando le piastre con le larve L4 a 35 gradi Celsius per due o cinque ore. Includi un termometro in un'incubatrice per misurare con precisione la temperatura.Pipettare 10 microlitri di M9 al centro di un vetrino. Quindi raccogli i vermi termostati e trasferiscili nella goccia di buffer. In alternativa, usa M9 per lavare via i vermi dalla piastra.Quindi centrifugare il campione a 1000 volte la gravità a temperatura ambiente per un minuto. Scartare il surnatante, quindi aggiungere i vermi al vetrino. Sotto un microscopio da dissezione, utilizzare un tessuto molle per drenare il liquido in eccesso.Quindi, mentre si è ancora al microscopio, aggiungere 10 microlitri di alcol al 95% sui vermi e continuare ad osservarli. Subito dopo che l'etanolo si è asciugato, ripetere l'aggiunta di etanolo altre due volte. È fondamentale per il processo di evaporazione dell'etanolo dagli animali al microscopio da dissezione.Una volta che l'etanolo si è staccato dagli animali, procedere immediatamente al passaggio successivo. Aggiungere 10 microlitri di DAPI ai vermi. Applicare immediatamente un vetrino coprioggetti e sigillare il vetrino con gel smalto trasparente.Dopo aver lasciato agire lo smalto per circa 10 minuti, osserva gli animali al microscopio a fluorescenza. Per fissare gli animali con acetone, utilizzare M9 per lavare via la piastra termoelettrica e centrifugare il campione a 1000 volte la gravità a temperatura ambiente per un minuto. Scartare il surnatante e utilizzare un millilitro di acqua distillata per lavare il pellet.Dopo aver rimosso il surnatante, aggiungere 400 microlitri di acetone al 30% e incubare il campione per 15 minuti. Quindi centrifugare la provetta a 1000 volte la gravità a temperatura ambiente per un minuto. Dopo aver scartato il surnatante, utilizzare 500 microlitri di acqua distillata per lavare gli animali due volte.Aggiungere 200 microlitri di DAPI al pellet, o quattro volte la quantità del volume totale dei vermi nella provetta, e incubare il campione per 15 minuti. Centrifugare il campione ed eliminare il surnatante. Quindi utilizzare 500 microlitri di acqua distillata per lavare il pellet due volte prima di montarlo e immaginarlo come prima.Per eseguire l'imaging, accendere la sorgente di luce UV e il microscopio a fluorescenza. Quindi accendere il computer collegato al microscopio. Caricare il vetrino sul microscopio a fluorescenza.Usa un obiettivo 10X per localizzare i vermi. Quindi aumentare la potenza di ingrandimento a 400X e concentrarsi sul campione. Quindi, apri il software fornito con il microscopio.Fare clic su Acquisizione, quindi fare clic su Fotocamera e selezionare la fotocamera collegata al microscopio. Nella stessa Acquisizione, fare clic su Acquisizione multidimensionale. Viene visualizzata una nuova finestra di navigazione Acquisizione multidimensionale.Fai clic sul pulsante multicanale e appariranno tutti i canali disponibili. Scegli il blu, il verde e il DIC per osservare il campione. Nella finestra di navigazione Acquisizione multidimensionale, lasciare attivi i canali DAPI blu, GFP verde e DIC grigio e fare clic con il pulsante destro del mouse su altri canali, come la rodamina rossa e il campo chiaro bianco, per chiuderli.Per misurare il tempo di esposizione per ciascun canale, fare clic con il pulsante sinistro del mouse sul canale DAPI blu per selezionarlo e fare clic su misura"per scattare un'immagine dal vivo con un tempo di esposizione automatizzato. Sul lato sinistro della finestra dell'immagine dal vivo, regolare manualmente il tempo di esposizione, se lo si desidera, quindi fare clic su OK. Impostare i tempi di esposizione per i canali GFP e DIC in modo simile. Nella finestra di navigazione Acquisizione Multidimensionale, cliccare su Avvia" per raccogliere automaticamente tre immagini sotto i tre diversi canali, in ordine, con i tempi di esposizione impostati.Per salvare il file, nel menu principale, clicca su File, Salva con nome.Inserisci il nome del file e la cartella. Salvare il file come formato di file predefinito per conservare le informazioni dettagliate sull'imaging per riferimento futuro. Per esportare il file in altri formati, in File fare clic su Esporta.Imposta il nome del file e la cartella. Seleziona Crea una cartella di progetto"per organizzare meglio i dati. Dopo aver scelto il tipo di file desiderato dal menu a discesa, fare clic su Avvia"per esportare.Ci sono due omologhi proteici del canale intracellulare del cloruro in C.elegans, exl-1 ed exc-4. Uno studio recente ha dimostrato che l'exl-1 regola la gestione dello stress degli animali. Qui, un costrutto traslazionale di GFP exl-1 è stato integrato in un genoma animale e sono state create linee transgeniche, che esprimono stabilmente l'exl-1 fluorescente verde.Sotto stress termico, exl-1 GFP si accumula nel nucleo nella regione intestinale quando un forte segnale GFP si sovrappone al nucleo. Per confermare la localizzazione subcellulare di exl-1, la colorazione DAPI è stata effettuata sia in animali fissati con etanolo che con acetone. Entrambi i metodi mostrano nuclei chiari nel corpo animale e i segnali GFP e DAPI sovrapposti confermano che exl-1 GFP si è effettivamente accumulato nei nuclei nella regione intestinale.Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in un'ora se eseguita correttamente. Dopo aver visto questo video, dovresti avere una buona comprensione di come eseguire una fissazione rapida per preservare il segnale GFP e la traslocazione nucleare della proteina sotto stress in C.elegans.

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Rilevamento di localizzazione sottocellulare della proteina di verde fluorescenza della proteina Tagging e 4, 6-Diamidino-2-phenylindole macchiatura in Caenorhabditis elegans (Video) | JoVE Journal

Rilevamento di localizzazione sottocellulare della proteina di verde fluorescenza della proteina Tagging e 4', 6-Diamidino-2-phenylindole macchiatura in Caenorhabditis elegans

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