Name: Misurazione della temperatura corpo del mouse utilizzando il termometro a infrarossi durante passiva anafilassi sistemica e la valutazione di allergia alimentare (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-14T14:45:00.000+00:00
Duration: 4 min 34 s
Description: Impara a misurare la temperatura corporea nei topi con termometro a infrarossi durante anafilassi sistemica passiva e allergia alimentare. Questo metodo non invasivo riduce lo stress e elimina l'anestesia.

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Assegni di ricerca in Kawakami lab è stato sostenuto dal NIH: R01 AR064418-01A1, R01 HL124283-01, R21 AI 115534-01 e R41AI124734-01.

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dal comitato di uso dell'Istituto La Jolla e cura degli animali per l'allergia e immunologia.
1. misurazione di temperatura del corpo Mouse durante amputate
<ol><li>Posizionare il mouse in una scatola di induzione di anestesia. Anestetizzare tramite flusso di 1 L/min di ossigeno con isoflurano 5%. Nota: Amputate è confermata quando il mouse smette di movimento volontario ed è stato immobile per più di 30 s. in alternativa, la frequenza respiratoria di monitor, e una volta topi stanno respirando a 1 respiro per ogni 2 s o più, viene confermata amputate.</li>
	<li>Tenere il mouse per la nuca con un dito indice e pollice e tenere la coda con un dito mignolo al fine di esporre la parte inferiore dell'addome.</li>
	<li>Posizionare il sensore del termometro a infrarossi sotto l'addome più basso tenendo il mouse con il suo corpo parallelo al suolo. Nota: La superficie esterna piana del termometro (non la superficie del sensore) dovrebbe essere circa 2 – 5 mm di distanza dalla superficie dell'addome. Questa replica risultati delle temperature misurate mentre topi non sono anestetizzati (descritto nella sezione 2). È importante determinare il sito di destinazione dell'addome. Che mira tra due capezzoli superiore consente risultati coerenti.</li>
	<li>Tenere premuto il grilletto per misurare la temperatura. Garantire la tenuta stabile del mouse e termometro.</li>
</ol>2. Mouse misurazione di temperatura del corpo senza anestesia
<ol><li>Sollevare il mouse entro la metà della coda.</li>
	<li>
Esporre l'addome del mouse.
	<ol>
<li>Consentire il mouse per tenere di una superficie di retti, come il labbro di una gabbia aperta o gabbia-top con le zampe anteriori. Nota: Questo permette il mouse allungare il suo corpo superiore ed esporre l'addome.</li>
		<li>In alternativa, permette il mouse per mantenere il bordo superiore dritto, del termometro e mettere il mouse a sedersi sulla superficie esterna piana del termometro con suo addome appena sopra il sensore a infrarossi. Nota: In qualsiasi momento che le zampe posteriori sono a riposo sulla superficie del termometro, assicurarsi che i piedi non ostruiscano il sensore dalla superficie addominale. Termometri con piede ostruzione misurerà una temperatura inferiore a quella dell'addome.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tenere premuto il grilletto per misurare la temperatura. Nota: Topi tendono a muoversi; prendersi cura in misura costantemente la stessa posizione del corpo prendendo le misure di temperatura quando i topi sono relativamente meno mobili.</li>
</ol>3. passivo anafilassi sistemica7
<ol><li>
Giorno 0: Sensibilizzare con l'immunoglobulina E (IgE).
	<ol>
<li>Preparare 200 µ l (per topo) di IgE anti--dinitrophenyl (DNP) ad una concentrazione di 100 µ g/mL in PBS.</li>
		<li>Intraperitonealmente iniettare 200 µ l di IgE anti--dinitrophenyl (DNP) preparato solo in passo 3.1.1 o PBS (solo PBS è il controllo negativo). Utilizzare un ago da 26 G per iniezione. Eseguire le iniezioni solo laterale alla linea mediana, approssimativamente fra i due capezzoli più inferiori.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Giorno 1: Indurre anafilassi con DNP-HSA.
	<ol>
<li>Preparare 100 µ l (per topo) di DNP-HSA ad una concentrazione di 10 mg/mL a 0,9% NaCl.</li>
		<li>Anestetizzare i topi come descritto al punto 1.1.</li>
		<li>Misurare la temperatura corporea utilizzando la tecnica descritta nel passaggio 1.</li>
		<li>Iniettare per via endovenosa 100 µ l di DNP-HSA preparata al punto 3.2.1. Utilizzare un ago 30g per iniezione. Eseguire le iniezioni il seno venoso retroorbital. Inserire l'ago sul lato mediale dell'occhio un angolo poco profondo, con l'obiettivo dietro l'occhio.</li>
		<li>Dopo l'iniezione, posizionare i topi in gabbie individuali. Garantire che i topi recupero dall'anestesia. Osservare che si risvegliano e diventano volontariamente mobile.</li>
		<li>Misurare la temperatura corporea con il termometro a raggi infrarossi e osservare la loro attività ogni 10 min per 70 min.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Mouse modello di cibo allergia8,9
Nota: Lo schema elettrico è mostrato in Figura 2.
<ol><li>
Giorno 0: Sensibilizzare i topi con ovuli/allume.
	<ol>
<li>Preparare 100 µ l (per topo) di OVA (0,5 mg/mL) e allume (10 mg/mL) insieme in PBS. Vortice sull'impostazione bassa per 30 min.</li>
		<li>Anestetizzare i topi come descritto al punto 1.1.</li>
		<li>Utilizzando un ago da 26 G, intraperitonealmente iniettare ogni mouse con 100 µ l della miscela OVA/allume preparata al punto 4.1.1. Nota: Vortice la miscela di ovuli/allume ancora una volta, brevemente prima di ogni iniezione, al meglio garantire una miscela omogeneizzata. Vedere il punto 3.1.3 per i dettagli sul sito di iniezione.</li>
		<li>Dopo l'iniezione, topi posto indietro nelle loro gabbie originale. Garantire che i topi recupero dall'anestesia. Osservare che si risvegliano e diventano volontariamente mobile.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Giorno 14: Eseguire una seconda sensibilizzazione con ovuli/allume.
	<ol>
<li>Ripetere i passaggi da 4.1.1, 4.1.2 e 4.1.3.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Giorni 28-46: sfidare i topi con ovuli ogni altro giorno.
	<ol>
<li>Preparare 100 µ l (per topo) di OVA ad una concentrazione di 250 mg/mL in PBS. Nota: La miscela deve avvenire tramite dolcemente dondolandosi avanti e indietro a mano piuttosto che con un vortice per ridurre al minimo la formazione di bolle.<ol>
<li>Se usando gli inibitori di allergia alimentare, preparare l' inibitori9. Preparare 100 µ l (per topo) di inibitore ad una concentrazione di 1 mg/mL in PBS. Questo permette una consegna di 100 µ g di inibitore per ogni mouse. Nota: Non superare 100 µ l di inibitore per topo, come i topi sono solo in grado di gestire 200 µ l di volume totale mediante sonda gastrica durante il giorno una sfida. In 100 µ l sono necessari per la sfida di OVA pure, 100 µ l è il massimo volume per l'utilizzo dell'inibitore raccomandato.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Anestetizzare i topi come descritto al punto 1.1.</li>
		<li>Oralmente mediante sonda gastrica ogni mouse con 100 µ l della soluzione OVA (25 mg di ovuli in 100 µ l di PBS gavaged per topo) che è stata preparata al punto 4.3.1.<ol>
<li>Se usando gli inibitori, utilizzano le stesse tecniche descritte di seguito per l'alimentazione mediante sonda gastrica di inibitore (o controllo PBS) preparata al punto 4.3.1.1 30 minuti prima della sfida di ovuli. Dopo 30 min, passare al passaggio successivo.</li>
			<li>Utilizzare un ago sonda gastrica con una siringa da 1 mL. Prendere 100 µ l di ovuli nella siringa.</li>
			<li>Inserire l'ago in bocca; quindi, puntando l'ago verso il lato sinistro o destro della gola, far scorrere delicatamente l'ago attraverso l'esofago. Iniettare 100 µ l di ovuli. Nota: Per assicurarsi che l'ago non è nella trachea, osservare attivo di respirazione prima di iniettare il OVA. L'inserimento dell'ago sarà anche essere resistito all'inizio se ha inserito la trachea anziché l'esofago.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Posizionare i topi nelle loro gabbie individuali. Per l'osservazione facile della qualità delle feci, utilizzare gabbie senza biancheria da letto.</li>
		<li>Garantire il recupero dall'anestesia. Osservare che i topi risvegliano e diventano volontariamente mobili.</li>
		<li>Misurare la temperatura corporea dei topi a punti temporali 10, 20, 40 e 60 min utilizzando la tecnica descritta nella sezione 2.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Finkelman, F. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaphylaxis%3A+lessons+from+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Allergy+and+Clinical+Immunology%22%5BJournal%5D)">Anaphylaxis: lessons from mouse models.</a> The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 120 (3), Quiz 516-507 506-515 (2007).</li>
<li>Lee, J. K., Vadas, P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21668816">Anaphylaxis: mechanisms and management.</a> Clinical and Experimental Allergy: Journal of the British Society for Allergy and Clinical Immunology. 41 (7), 923-938 (2011).</li>
<li>Newsom, D. M., Bolgos, G. L., Colby, L., Nemzek, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+body+surface+temperature+measurement+and+conventional+methods+for+measuring+temperature+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of body surface temperature measurement and conventional methods for measuring temperature in the mouse.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 43 (5), 13-18 (2004).</li>
<li>Wong, J. P., Saravolac, E. G., Clement, J. G., Nagata, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+murine+hypothermia+model+for+study+of+respiratory+tract+influenza+virus+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Development of a murine hypothermia model for study of respiratory tract influenza virus infection.</a> Laboratory Animal Science. 47 (2), 143-147 (1997).</li>
<li>Quimby, J. M., Olea-Popelka, F., Lappin, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+digital+rectal+and+microchip+transponder+thermometry+in+cats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of digital rectal and microchip transponder thermometry in cats.</a> Journal of American Association for Laboratory Animal Science. 48 (4), 402-404 (2009).</li>
<li>Mei, J., Riedel, N., Grittner, U., Endres, M., Banneke, S., Emmrich, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+temperature+measurement+in+mice+during+acute+illness%3A+implantable+temperature+transponder+versus+surface+infrared+thermometry%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Body temperature measurement in mice during acute illness: implantable temperature transponder versus surface infrared thermometry.</a> Scientific Reports. 8 (1), 3526(2018).</li>
<li>Doyle, E., Trosien, J., Metz, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocols+for+the+induction+and+evaluation+of+systemic+anaphylaxis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Protocols for the induction and evaluation of systemic anaphylaxis in mice.</a> Methods in Molecular Biology. 1032, 133-138 (2013).</li>
<li>Brandt, E. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mast+cells+are+required+for+experimental+oral+allergen-induced+diarrhea%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigations%22%5BJournal%5D)">Mast cells are required for experimental oral allergen-induced diarrhea.</a> The Journal of Clinical Investigations. 112 (11), 1666-1677 (2003).</li>
<li>Ando, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histamine-releasing+factor+enhances+food+allergy%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigations%22%5BJournal%5D)">Histamine-releasing factor enhances food allergy.</a> The Journal of Clinical Investigations. 127 (12), 4541-4553 (2017).</li>
<li>Brandt, E. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+IL-4%2FIL-13+signaling+to+alleviate+oral+allergen-induced+diarrhea%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Allergy+and+Clinical+Immunology%22%5BJournal%5D)">Targeting IL-4/IL-13 signaling to alleviate oral allergen-induced diarrhea.</a> The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 123 (1), 53-58 (2009).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Il protocollo descritto è stato istituito con l'obiettivo di misurare la temperatura corporea senza l'uso dell'anestesia. Nonostante la sua relativa facilità con quale temperatura letture possono essere ottenute, ci sono diversi avvertimenti che ospitare questa tecnica, oltre agli effetti più evidenti come la gestione dello stress e presenza di differenti temperature.
In primo luogo, al fine di mantenere costante la temperatura letture in tutto l'esperimento, la posizione dove viene misurata l...

Misurazione della temperatura corporea è stata una parte essenziale del monitoraggio degli effetti dei sintomi di reazioni anafilattiche in animale modelli1,2. Differenze di temperatura sono stati tradizionalmente misurate da termometri sonda rettale in topi3,4. Con queste misure, gli investigatori hanno ritratto in modo affidabile le differenze di temperatura tra variabili; Tuttavia, questo metodo è una procedura che richiede tempo e causa l'afflizione ai topi, che possono aumentare la temperatura interna del corpo. Sonda rettale può anche causare lacerazioni e infezione della mucosa3. Inoltre, i topi dovrebbero essere anestetizzati per umanamente inserire la sonda rettale per misurare la temperatura3. Si tratta di un processo lento, e vieta la misurazione delle temperature successive entro un breve periodo di tempo. Inoltre, topi attività fenotipi non possono essere osservati durante questo tempo fino a quando l'anestetico è portato completamente fuori, che è un altro processo che richiede tempo. Più recentemente, altri metodi affidabili per misurare la temperatura corporea sono usate Tag transponder infrarosso passivo impiantato per via sottocutanea o trasmettitori radio che includono un sensore di temperatura3,5,6. Anche se essi vengono riconosciuti da alcuni ricercatori come la pratica ideale, questi metodi non sono ampiamente utilizzati a causa di alti costi iniziali e l'afflizione di topi, dovuto l'impianto chirurgico di un sensore di temperatura sotto la pelle o un'altra parte del corpo.
Al fine di dimostrare che una differenza di temperatura è una riflessione accurata dei sintomi in un modello di malattia1,2, topi devono essere sveglio durante la misurazione di temperatura ed essere in grado di tornare alla loro normale attività fenotipica immediatamente prima e dopo la misurazione. A tal fine, abbiamo cercato un metodo con cui questo potrebbe essere realizzato.
Il nostro obiettivo era di preciso ed economico misurare temperatura corporea del mouse, senza la necessità di anestesia e senza restrizioni all'attività, per consentire l'osservazione dei fenotipi comportamentali durante e dopo il tempo di misurazione della temperatura. Per raggiungere questo obiettivo, era evidente che una tecnica meno invasiva rispetto alla temperatura rettale standard sonde è stato richiesta. Termometri a infrarossi sono stati utilizzati per decenni nella medicina clinica, soprattutto in pediatria, per ottenere letture accurate della temperatura. È stato un metodo alternativo che ha permesso ai medici di rapidamente e con precisione ottenere misure di temperatura in infanti ed in bambini disordinati che sono attivamente mobili. Abbiamo implementato questa stessa tecnica in topi e hanno sviluppato un metodo efficace per ottenere temperature senza anestesia. D'importanza, ci indicano che questo metodo è in grado di replicare i risultati di anafilassi sistemica passiva affermata sui cambiamenti di temperatura, essendo anche in grado di osservare l'attività del mouse durante la misurazione. Inoltre, usiamo lo stesso metodo per valutare le temperature del corpo di cibo-allergica topi, mentre contemporaneamente indaga su altri sintomi, per dimostrare che la temperatura corporea è infatti una riflessione accurata del livello di attività e fenotipo complessiva della mouse.

<table><tbody><tr><td>Termometro a infrarossi senza contatto</td><td>SinoPie</td><td>DT-8861</td><td></td></tr><tr><td>Anti-dinitrofenile (DNP) IgE</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D8406-.2MG</td><td></td></tr><tr><td>PrecisionGlide 30 G ago</td><td>BD</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>PrecisionGlide 26 G ago&nbsp;</td><td>BD</td><td>305111</td><td></td></tr><tr><td>siringa da 1 mL</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Dinitrofenil - albumina sierica umana</td><td>Biosearch Technologies</td><td>D-5059-10</td><td></td></tr><tr><td>Ovoalbumina da albume d'uovo di gallina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A5503-50G</td><td></td></tr><tr><td>Imject Alum</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>77161</td><td></td></tr><tr><td>Aghi per alimentazione animale, usa e getta</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-208-87</td><td></td></tr></tbody></table>

misurazione della temperatura corpo del mouse utilizzando il termometro a infrarossi durante passiva anafilassi sistemica e la valutazione di allergia alimentare

Mouse Body Temperature Measurement Using Infrared Thermometer During Passive Systemic Anaphylaxis and Food Allergy Evaluation

Misurazione di temperatura del corpo del mouse è di fondamentale importanza per indagare le allergie e sintomi di reazioni anafilattiche. Sonde rettali per letture di temperatura è comune, e hanno dimostrati di essere preciso e prezioso in questo senso. Tuttavia, questo metodo di misurazione della temperatura richiede i topi di essere anestetizzato per inserire la sonda senza pregiudizio per l'animale. Questo limita la capacità di osservare altri fenotipi del mouse contemporaneamente. Al fine di indagare altri fenotipi durante la misurazione della temperatura, sonde rettali non sono ideali, e un altro metodo è desiderato. Qui, presentiamo un metodo non invasivo di misurazione della temperatura che rinuncia il requisito per l'anestesia del mouse mantenendo affidabilità pari alle sonde rettali nella misurazione della temperatura corporea. Usiamo un termometro a infrarossi che rileva la temperatura del corpo a compresa tra 2 e 150 mm. Questo metodo di misurazione di temperatura del corpo è riuscito a replicare in modo affidabile le tendenze di cambiamento di temperatura durante gli esperimenti di anafilassi sistema passivo in topi. Indichiamo che la temperatura del corpo è circa 2,0 ° C inferiore a misurazioni di sonda rettale, ma il grado di abbassamento della temperatura segue lo stesso andamento. Inoltre, usiamo la stessa tecnica per osservare i topi in un modello di allergia alimentare per valutare i livelli di temperatura e attività contemporaneamente.

Anafilassi sistemica passiva: per iniezione iv, 10 settimana vecchi topi BALB/c femminili sono stati anestetizzati. Prima dell'iniezione, abbiamo misurato la loro temperatura corporea (Video 1) come descritto nel passaggio 1. La figura 1 Mostra l'andamento della temperatura di entrambe le popolazioni dopo iniezione iv. Il mouse di IgE sensibilizzati ha mostrato un calo di temperatura massima di 3,0 ° C a 20 min, mentre il mouse di controllo P...

Qui vi presentiamo un nuovo metodo per misurare con precisione le differenze di temperatura del corpo in passivo anafilassi sistemica (PSA) e modelli di mouse allergia alimentare utilizzando un termometro a infrarossi. Questa procedura è stata duplicata con precisione nei precedenti risultati di PSA.

Misurazione della temperatura corpo del mouse utilizzando il termometro a infrarossi durante passiva anafilassi sistemica e la valutazione di allergia alimentare

Mouse body temperature measurement is of paramount importance for investigating allergies and anaphylactic symptoms. Rectal probes for temperature ...

Questa metodologia aiuta ad affrontare le domande chiave nel campo dell'allergia e dell'immunologia, in particolare quelle che riguardano i fenotipi che possono essere associati ai cambiamenti di temperatura corporea. I principali vantaggi di questa tecnica sono che è economica, non invasiva e non richiede anestesia. Le implicazioni di questa tecnica consentono ai ricercatori di ridurre lo stress e il dolore dei topi durante la misurazione della temperatura eliminando gli effetti dell'anestesia e / o di visualizzare i fenotipi comportamentali.Per misurare la temperatura corporea del topo dopo l'anestesia, confermare la sedazione per frequenza respiratoria o immobilità e afferrare il mouse dalla nuca con un dito indice e un pollice e la coda con un dito mignolo. Tenendo il mouse parallelo alla superficie del banco da laboratorio, posizionare un sensore termometro a infrarossi sotto l'addome inferiore con la superficie piana esterna del termometro a due o cinque millimetri di distanza dalla superficie dell'addome tra i due capezzoli superiori. Quindi deprimere il grilletto del termometro per misurare la temperatura dell'animale, facendo attenzione a mantenere costante il mouse e il termometro.Per misurare la temperatura corporea del mouse senza anestetico, raccogliere il mouse verso l'alto al centro della coda ed esporre l'addome. Lasciare che il mouse si tenga su una superficie di spigolo dritto con le sopracciglia e tenere premuto il grilletto per misurare la temperatura. In alternativa, consentire al mouse di aggrapparsi al bordo rettilineo superiore del termometro e far sedere il mouse sulla superficie piana esterna del termometro con il suo addome appena sopra il sensore a infrarossi durante la misurazione della temperatura.Per una sensibilizzazione passiva dell'anafilassi sistemica utilizzare una siringa millilitro dotata di un ago calibro 26 per iniettare 200 microlitri di anti-dinitrofenolo appena preparato, o DNP, IgE in PBS, nel peritoneo di ogni animale ricevente appena laterale alla linea mediana tra i capezzoli più inferiori e i secondi più inferiori. 24 ore dopo l'iniezione, misurare la temperatura corporea di ciascun animale ricevente come dimostrato e caricare una siringa millilitro dotata di un ago calibro 30 con 100 microlitri di albumina di siero umano DNP appena preparata. Per indurre l'anafilassi sistemica passiva, inserire l'ago sul lato mediale dell'occhio con un angolo poco profondo mirando dietro l'occhio e iniettare l'intero volume di soluzione per via endovenosa nel seno venoso retro-orbitale.Quindi posizionare il mouse da solo in una gabbia di recupero con monitoraggio fino alla piena reclinanza e misurare la temperatura e l'attività corporea ogni 10 minuti per 70 minuti. I topi sensibilizzati IgE dimostrano un calo massimo della temperatura di tre gradi Celsius a 20 minuti mentre i mouse di controllo PBS mostrano un calo massimo di 1,1 gradi Celsius nello stesso periodo di tempo dopo la sfida. Le osservazioni comportamentali possono anche essere eseguite in animali non anestetizzati per valutare la relazione tra le cadute di temperatura osservate e l'attività del topo.In questa sfida rappresentativa di allergia alimentare al topo, il gruppo di controllo PBS ha dimostrato un calo significativo della temperatura 10 minuti dopo la sfida rispetto al gruppo trattato con inibitore 2CA. La valutazione dei punteggi di attività e delle cadute di temperatura da questa sfida di allergia alimentare ha rivelato una correlazione statisticamente significativa tra i due set di dati. Seguendo questa procedura, altri esperimenti che coinvolgono misurazioni della temperatura corporea del topo possono essere eseguiti per rispondere a domande aggiuntive riguardanti fenotipi comportamentali associati al cambiamento della temperatura corporea.

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