Name: Analisi del vasospasmo cerebrale in un modello murino di emorragia subaracnoidea con ultrasuoni duplex transcranici ad alta frequenza (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-03T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 41 s
Description: Impara a monitorare il vasospasmo cerebrale in vivo in modelli murini di emorragia subaracnoidea utilizzando ecografia duplex transcranica ad alta frequenza. Questo metodo non invasivo consente studi longitudinali sul flusso ematico intracranico.

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Gli autori ringraziano Stefan Kindel per la preparazione delle illustrazioni nel video. PW, MM e SHK sono stati sostenuti dal Ministero federale tedesco dell'istruzione e della ricerca (BMBF 01EO1503). Il lavoro è stato sostenuto da una sovvenzione per la strumentazione di grandi dimensioni della Fondazione tedesca per la ricerca (DFG INST 371/47-1 FUGG). Mm fu sostenuta da una sovvenzione della Else Kröner-Fresenius-Stiftung (2020_EKEA.144).

Gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dal comitato responsabile per la cura degli animali (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz) e condotti in conformità con la legge tedesca sul benessere degli animali (TierSchG). Sono state seguite tutte le linee guida internazionali, nazionali e istituzionali applicabili per la cura e l'uso degli animali. In questo studio, abbiamo eseguito misurazioni delle velocità del flusso sanguigno delle arterie intracranici ed extracraniali nei topi C57BL/6N femminili di età compresa tra 11 e 12 settimane con un peso corporeo compreso tra 19-21 g. I topi sono stati sottoposti a induzione di SAH o a chirurgia fittizia, che è stata descritta in dettaglio altrove10,12,13.
1. Preparazione dei materiali
<ol><li>Accendere la macchina ad ultrasuoni e inserire l'ID animale.</li>
	<li>Riscaldare la piastra riscaldante del sistema ad ultrasuoni a 37 °C. Assicurarsi che la sonda di temperatura rettale sia pronta per l'uso.</li>
	<li>Utilizzare un bagno d'acqua per riscaldare il gel ad ultrasuoni a 37 °C. Preparare la crema per la depilazione, la crema a contatto per gli elettrodi e l'unguento per gli occhi.</li>
</ol>2. Anestesia
<ol><li>Indurre l'anestesia mettendo il mouse in una camera lavata con il 4% di isoflurane e il 40% O2 per 1 min. Proteggi gli occhi con unguento per gli occhi. Continuare solo dopo aver raggiunto un'anestesia sufficientemente profonda (assenza di reazioni agli stimoli del dolore).</li>
	<li>Mantenere l'anestesia con l'1,5% di isoflurane e il 40% O2 utilizzando una maschera di anestesia durante l'intera procedura.</li>
</ol>3. Determinazione delle velocità del flusso sanguigno delle arterie carotide interne intracranici con sonografia Duplex ad alta frequenza transcranici
<ol><li>Posizionare il mouse nella posizione prona sulla piastra riscaldante del sistema ad ultrasuoni per mantenere una temperatura corporea di 37 °C.</li>
	<li>Rivestire le quattro estremità dell'animale con pasta conduttiva e fissarle con nastro adesivo sugli elettrodi ECG incorporati nella scheda. Verificare se i parametri fisiologici (ECG, segnale di respirazione) sono visualizzati correttamente sullo schermo del sistema di imaging (ad esempio, Vevo3100). Se necessario, regolare il livello di anestesia per ottenere una frequenza cardiaca target di 400-500 battiti al minuto (bpm).</li>
	<li>Posizionare il lubrificante su una sonda di temperatura rettale e inserirlo con cura per monitorare la temperatura corporea. Se necessario, utilizzare una lampada riscaldante aggiuntiva.</li>
	<li>Prima del primo esame, rimuovere la pelliccia all'occipite usando chimicamente la crema per la depilazione. Usa un batuffolo di cotone per stendere e strofinare la crema per 2 minuti fino a quando i peli iniziano a cadere.<ol>
<li>Dopo altri 2 minuti, rimuovere la crema e i peli con una spatola e disinfettare la pelle con un antisettico alcolico della pelle. Rivestirlo con gel ad ultrasuoni riscaldato a 37 °C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilizzare un trasduttore array lineare a 38 MHz e una frequenza fotogrammi superiore a 200 fotogrammi/s per acquisire immagini ad ultrasuoni e fissare la sonda nel braccio meccanico. Posizionare il trasduttore sull'occipite inclinato all'indietro di 30°.</li>
	<li>Utilizzare la modalità Doppler Brightness-(B) e color-wave-(CW) per visualizzare l'arteria carotide interna intracranica destra e spostare il trasduttore con l'unità di controllo avanti e indietro, fino a trovare il flusso massimo delle arterie.</li>
	<li>Per raccogliere informazioni anatomiche, utilizzare la tradizionale modalità B e CW-Doppler e iniziare l'acquisizione cliccando sul pulsante Acquista.<ol>
<li>Per registrare informazioni sulle caratteristiche di flusso dei recipienti intracranici, fare clic sul pulsante Doppler Pulse-Wave (PW), posizionare il volume del campione al centro della nave e acquisire un ciclo cine più lungo di 3 s.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Procedere in modo identico con il lato sinistro.</li>
	<li>Procedere con le arterie carotidi extracraniali.</li>
</ol>4. Determinazione delle velocità del flusso sanguigno delle arterie carotide interne extracranici con sonografia Duplex ad alta frequenza
<ol><li>Posizionare il mouse in posizione supina sulla piastra riscaldante del sistema ad ultrasuoni per mantenere una temperatura corporea di 37 °C.</li>
	<li>Rivestire le quattro estremità dell'animale con pasta conduttiva e fissarle con nastro adesivo sugli elettrodi ECG incorporati nella scheda. Verificare nuovamente la corretta visualizzazione dei parametri fisiologici sullo schermo.</li>
	<li>Prima del primo esame, rimuovere chimicamente i capelli sul collo anteriore utilizzando la crema per la depilazione come descritto sopra. Rivestire il collo anteriore con gel ad ultrasuoni riscaldato a 37 °C.</li>
	<li>Utilizzare un trasduttore array lineare a 38 MHz e una frequenza fotogrammi superiore a 200 fotogrammi/s per acquisire immagini ad ultrasuoni. Posizionare il trasduttore parallelo all'animale e regolare la posizione in modo da ottenere immagini longitudinali dell'arteria carotidea destra.</li>
	<li>Utilizzare la modalità Doppler Brightness-(B) e color-wave-(CW) per visualizzare l'arteria carotidea destra. L'immagine deve contenere la giusta arteria carotide comune (RCC), l'arteria carotide interna destra (RICA) e l'arteria carotide esterna destra (RECA).</li>
	<li>Per raccogliere informazioni anatomiche, utilizzare la tradizionale modalità B e CW-Doppler e iniziare l'acquisizione cliccando sul pulsante Acquista.<ol>
<li>Per registrare informazioni sulle caratteristiche di flusso dell'arteria carotide extracranica cliccare sul pulsante Doppler Pulse-Wave (PW), posizionare il volume del campione al centro della comune arteria carotide, l'arteria carotide interna e l'arteria carotide esterna e acquisire un ciclo cine più lungo di 3 s.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Procedere in modo identico con il lato sinistro.</li>
	<li>Termina l'anestesia e rimuovi l'animale dalla piastra riscaldante. Riportare l'animale in una gabbia posta in un'incubatrice riscaldata a 37 °C per 1 ora per prevenire l'ipotermia e verificare il pieno recupero.</li>
</ol>5. Trattamento dei dati di ultrasonografia
<ol><li>Utilizzare una workstation esterna per la post-elaborazione dei dati ecografico ad alta frequenza. Esportare le immagini e i cicli cine in modalità B, CW-Doppler e PW-Doppler.</li>
	<li>Aprire lo studio ecografico esportato. Selezionare un animale e aprire il circuito cine PW-Doppler dell'arteria carotide intracranica. In questo protocollo vengono tipicamente registrati da 7 a 8 battiti cardiaci e corrispondenti curve di velocità di flusso.</li>
	<li>Mettere in pausa il ciclo del cine e fare clic sul pulsante Misurazione. Scegliete il pacchetto vascolare e fate clic su RICA PSV per misurare la pressione sistolica di picco (PSV). Ora fare clic a sinistra sul picco di una curva di velocità e tirare la linea retta sulla linea zero. Determinare la misurazione con un clic con il pulsante destro del mouse.</li>
	<li>Ora scegliete RICA EDV per misurare la velocità enddiastolica (EDV). Fare clic a sinistra su un'eruzione cutanea minima della curva di velocità alla fine del diastole. Tirare la linea direttamente sulla linea zero e determinare la misurazione con un clic con il pulsante destro del mouse.</li>
	<li>Selezionate RICA VTI per misurare l'integrale del tempo di velocità (VTI). Fate clic a sinistra all'inizio di una curva di velocità e seguite la curva con il mouse fino alla fine dell'altopiano diastolico. Quindi fare di nuovo clic con il pulsante destro del mouse per determinare la misurazione.</li>
	<li>Esportare i dati delle arterie carotidi interne intracerebrali utilizzando il pulsante del report. Premere Esporta e salvare i dati come file di report VSI.</li>
	<li>Utilizzare lo stesso approccio per misurare PSV, EDV e VTI delle arterie carotidi interne extracranici giuste ed esportare i dati di conseguenza.</li>
	<li>Procedere in modo identico con il lato sinistro.</li>
</ol>

<ol><li>Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Spontaneous subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 389 (10069), 655-666 (2017).</li>
<li>Macdonald, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delayed+neurological+deterioration+after+subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neurology%22%5BJournal%5D)">Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage.</a> Nature Reviews Neurology. 10 (1), 44-58 (2014).</li>
<li>Francoeur, C. L., Mayer, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+delayed+cerebral+ischemia+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care%22%5BJournal%5D)">Management of delayed cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage.</a> Critical Care. 20 (1), 277(2016).</li>
<li>van Lieshout, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+introduction+to+the+pathophysiology+of+aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgical+Review%22%5BJournal%5D)">An introduction to the pathophysiology of aneurysmal subarachnoid hemorrhage.</a> Neurosurgical Review. , (2017).</li>
<li>Altay, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+subarachnoid+hemorrhage+to+induce+vasospasm+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice.</a> J Neurosci Methods. 183 (2), 136-140 (2009).</li>
<li>Momin, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+delivery+of+nitric+oxide+inhibits+leukocyte+migration+and+prevents+vasospasm+in+haptoglobin+2-2+mice+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Controlled delivery of nitric oxide inhibits leukocyte migration and prevents vasospasm in haptoglobin 2-2 mice after subarachnoid hemorrhage.</a> Neurosurgery. 65 (5), 937-945 (2009).</li>
<li>Froehler, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+haptoglobin+2-2+mice+can+be+prevented+with+a+glutathione+peroxidase+mimetic%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Vasospasm after subarachnoid hemorrhage in haptoglobin 2-2 mice can be prevented with a glutathione peroxidase mimetic.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 17 (9), 1169-1172 (2010).</li>
<li>Provencio, J. J., Altay, T., Smithason, S., Moore, S. K., Ransohoff, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depletion+of+Ly6G%2FC%28%2B%29+cells+ameliorates+delayed+cerebral+vasospasm+in+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroimmunology%22%5BJournal%5D)">Depletion of Ly6G/C(+) cells ameliorates delayed cerebral vasospasm in subarachnoid hemorrhage.</a> Journal of Neuroimmunology. 232 (1-2), 94-100 (2011).</li>
<li>Kamp, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+a+murine+single-blood-injection+SAH+model%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Evaluation of a murine single-blood-injection SAH model.</a> PLoS One. 9 (12), 114946(2014).</li>
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<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Volumetric+Method+for+Quantification+of+Cerebral+Vasospasm+in+a+Murine+Model+of+Subarachnoid+Hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage.</a> Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large+Vessel+Vasospasm+Is+Not+Associated+with+Cerebral+Cortical+Hypoperfusion+in+a+Murine+Model+of+Subarachnoid+Hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Stroke+Research%22%5BJournal%5D)">Large Vessel Vasospasm Is Not Associated with Cerebral Cortical Hypoperfusion in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage.</a> Translational Stroke Research. , (2018).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutrophils+mediate+early+cerebral+cortical+hypoperfusion+in+a+murine+model+of+subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Neutrophils mediate early cerebral cortical hypoperfusion in a murine model of subarachnoid haemorrhage.</a> Scientific Reports. 9 (1), 8460(2019).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volumetric+analysis+of+intracranial+vessels%3A+a+novel+tool+for+evaluation+of+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Comput+Assist+Radiol+Surg%22%5BJournal%5D)">Volumetric analysis of intracranial vessels: a novel tool for evaluation of cerebral vasospasm.</a> Int J Comput Assist Radiol Surg. 14 (1), 157-167 (2019).</li>
<li>Washington, C. W., Zipfel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Participants+in+the+International+Multi-disciplinary+Consensus+Conference+on+the+Critical+Care+Management+of+Subarachnoid%2C+H.+Detection+and+monitoring+of+vasospasm+and+delayed+cerebral+ischemia%3A+a+review+and+assessment+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroCritical+Care%22%5BJournal%5D)">Participants in the International Multi-disciplinary Consensus Conference on the Critical Care Management of Subarachnoid, H. Detection and monitoring of vasospasm and delayed cerebral ischemia: a review and assessment of the literature.</a> NeuroCritical Care. 15 (2), 312-317 (2011).</li>
<li>Greke, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-guided+transcranial+Doppler+sonography+for+monitoring+of+defined+segments+of+intracranial+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgical+Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Image-guided transcranial Doppler sonography for monitoring of defined segments of intracranial arteries.</a> Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 25 (1), 55-61 (2013).</li>
<li>Neulen, A., Prokesch, E., Stein, M., Konig, J., Giese, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-guided+transcranial+Doppler+sonography+for+monitoring+of+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurology+and+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Image-guided transcranial Doppler sonography for monitoring of vasospasm after subarachnoid hemorrhage.</a> Clinical Neurology and Neurosurgery. 145, 14-18 (2016).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-Guided+Transcranial+Doppler+Ultrasound+for+Monitoring+Posthemorrhagic+Vasospasms+of+Infratentorial+Arteries%3A+A+Feasibility+Study%5BTitle%5D)+AND+%22World+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Image-Guided Transcranial Doppler Ultrasound for Monitoring Posthemorrhagic Vasospasms of Infratentorial Arteries: A Feasibility Study.</a> World Neurosurgery. 134, 284-291 (2020).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+of+cardiac+function+and+cerebral+perfusion+in+a+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Correlation of cardiac function and cerebral perfusion in a murine model of subarachnoid hemorrhage.</a> Scientific Reports. 11 (1), 3317(2021).</li>
<li>Neulen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+segmentation-based+volumetric+approach+to+localize+and+quantify+cerebral+vasospasm+based+on+tomographic+imaging+data%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A segmentation-based volumetric approach to localize and quantify cerebral vasospasm based on tomographic imaging data.</a> PLoS One. 12 (2), 0172010(2017).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+Review+of+In+Vivo+Animal+Models+of+Subarachnoid+Hemorrhage%3A+Species%2C+Standard+Parameters%2C+and+Outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Stroke+Research%22%5BJournal%5D)">Systematic Review of In Vivo Animal Models of Subarachnoid Hemorrhage: Species, Standard Parameters, and Outcomes.</a> Translational Stroke Research. , (2018).</li>
<li>Figueiredo, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+digital+subtraction+angiography%2C+micro-computed+tomography+angiography+and+magnetic+resonance+angiography+in+the+assessment+of+the+cerebrovascular+system+in+live+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Comparison of digital subtraction angiography, micro-computed tomography angiography and magnetic resonance angiography in the assessment of the cerebrovascular system in live mice.</a> Clinical Neuroradiology. 22 (1), 21-28 (2012).</li>
<li>Lindegaard, K. F., Nornes, H., Bakke, S. J., Sorteberg, W., Nakstad, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+vasospasm+diagnosis+by+means+of+angiography+and+blood+velocity+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochirurgica%22%5BJournal%5D)">Cerebral vasospasm diagnosis by means of angiography and blood velocity measurements.</a> Acta Neurochirurgica. 100 (1-2), 12-24 (1989).</li>
<li>Cassia, G. S., Faingold, R., Bernard, C., Sant'Anna, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+hypoxic-ischemic+injury%3A+sonography+and+dynamic+color+Doppler+sonography+perfusion+of+the+brain+and+abdomen+with+pathologic+correlation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Roentgenology%22%5BJournal%5D)">Neonatal hypoxic-ischemic injury: sonography and dynamic color Doppler sonography perfusion of the brain and abdomen with pathologic correlation.</a> American Journal of Roentgenology. 199 (6), 743-752 (2012).</li>
<li>Shen, Q., Stuart, J., Venkatesh, B., Wallace, J., Lipman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inter+observer+variability+of+the+transcranial+Doppler+ultrasound+technique%3A+impact+of+lack+of+practice+on+the+accuracy+of+measurement%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Monitoring+and+Computing%22%5BJournal%5D)">Inter observer variability of the transcranial Doppler ultrasound technique: impact of lack of practice on the accuracy of measurement.</a> Journal of Clinical Monitoring and Computing. 15 (3-4), 179-184 (1999).</li>
</ol>

Gli autori non dichiarano interessi concorrenti.

Per quanto ne so, questo studio è il primo a presentare un protocollo per il monitoraggio del vasospasmo cerebrale in un modello murino di SAH con ultrasuoni Duplex transcranici ad alta frequenza codificati a colori. Mostriamo che questo metodo può misurare un aumento delle velocità del flusso sanguigno intracranici dopo l'induzione di SAH nei topi. Nella medicina umana questo fenomeno è ben noto3,15. Diversi studi clinici hanno dimostrato che elevate velocità de...

L'emorragia subaracnoidea spontanea (SAH) è una forma di ictus emorragico causato principalmente dalla rottura di un aneurisma intracranica1. L'esito neurologico è principalmente influenzato da due fattori: la lesione cerebrale precoce (EBI), che è causata dagli effetti del sanguinamento e dall'ischemia cerebrale globale transitoria associata, e l'ischemia cerebrale ritardata (DCI), che si verifica durante le settimane successive alsanguinamento 2,3. È stato riferito che il DCI colpisce fino al 30% dei pazienti affetti da SAH2. La fisiopatologia del DCI comporta vasospasmo cerebrale angiografico, un microcircolo disturbato causato da microvassopasi e microtrombosi, depressioni corticali di diffusione ed effetti innescatidall'infiammazione 4. Sfortunatamente, l'esatta fisiopatologia rimane poco chiara e non è disponibile alcun trattamento che prevenga efficacemente il DCI3. Pertanto, il DCI è studiato in molti studi clinici e sperimentali.
Al giorno d'oggi, la maggior parte degli studi sperimentali sui SAH utilizzano piccoli modelli animali, specialmente neitopi 5,6,7,8,9,10,11,12,13. In tali studi, il vasospasmo cerebrale è spesso studiato come un endpoint. È comune determinare il grado di vasospasmo ex vivo. Questo perché mancano metodi non invasivi per l'esame in vivo del vasospasmo cerebrale che richiede un breve tempo di anestesia e impone solo poca angoscia agli animali. Tuttavia, l'esame del vasospasmo cerebrale in vivo sarebbe vantaggioso. Questo perché consentirebbe studi longitudinali in vivo sul vasospasmo nei topi (cioè l'imaging del vasospasmo cerebrale in diversi momenti durante i giorni successivi all'induzione del SAH). Ciò migliorerebbe la comparabilità dei dati acquisiti in diversi punti di tempo. Inoltre, l'utilizzo di un progetto di studio longitudinale è una strategia per ridurre il numero di animali.
Qui dimostriamo l'uso di ultrasuoni transcranici ad alta frequenza per determinare il flusso sanguigno nelle arterie cerebrali nei topi. Mostriamo che, simile alla sonografia Doppler transcraniciale (TCD) o alla sonografia Duplex transcranici codificata a colori (TCCD) nella pratica clinica14,15,16,17,18, questo metodo può essere utilizzato per monitorare il vasospasmo cerebrale misurando le velocità del flusso sanguigno delle arterie intracranici dopo l'induzione di SAH nel modello murino.

<table><tbody><tr><td>Crema depilatoria Balea</td><td>Balea; Germania</td><td>ASIN B0759XM39V</td><td>crema depilatoria</td></tr><tr><td>C57BL/6N topi</td><td>Janvier; Saint-Berthevin Cedex, Francia</td><td>n.a.mice</td><td></td></tr> <tr><td>Corneregel</td><td>Bausch& Lomb; Rochester, NY, USA</td><td>REF</td> 81552983 <td>unguento per gli occhi, lubrificante</td></tr><tr><td>tamponi di cotone</td><td>Hecht Assistent; Sondenheim vor der R&ouml; hn, Germania</td><td>REF 44302010</td><td>cotton fioc</td></tr><tr><td>Ecco-XS rasoio</td><td>Tondeo; Soligen, Germania</td><td>DE 28693396</td><td>rasoio</td></tr><tr><td>Crema per elettrodi</td><td>GE; Boston, MA, USA</td><td>ref 21708318</td><td>pasta conduttiva</td></tr><tr><td>Piastra riscaldante</td><td>Medax; Kiel, Germania</td><td>2005-205-01</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Abvie; Wiesbaden, Germania</td><td>n.a.anestetico</td> <td>volatile</td></tr><tr><td>Leukofix</td><td>BSN medical; Amburgo, Germania</td><td>REF 02137-00</td><td></td></tr><tr><td>nastro Braccio meccanico + micromanipolatore</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>P/N 11277</td><td></td></tr><tr><td>Tessuti Microbac</td><td>Paul Hartmann AG; Amburgo, Germania</td><td>REF 981387</td><td>tessuti antimicrobici</td></tr><tr><td>MZ400, trasduttore lineare 38 MHz</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>REF 51068-30</td><td>trasduttore a ultrasuoni</td></tr><tr><td>Sonosid</td><td>ASID Bonz GmbH; Herrenberg, Germania</td><td>REF 782010</td><td>gel per ecografia</td></tr><tr><td>Piattaforma a ultrasuoni con piastra riscaldante e registrazione ECG</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>P/N 11179</td><td></td></tr><tr><td>UniVet-Porta</td><td>Groppler; Oberperasberg, Germania</td><td>S/N BKGM0437</td><td>vaporizzatore isoflurano</td></tr><tr><td>Vevo3100</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>REF 51073-45</td><td>dispositivo per ecografia</td></tr><tr><td>VevoLab software</td><td>VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA</td><td>n.a.software</td> <td>di valutazione</td></tr></tbody></table>

analisi del vasospasmo cerebrale in un modello murino di emorragia subaracnoidea con ultrasuoni duplex transcranici ad alta frequenza

Analysis of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage with High Frequency Transcranial Duplex Ultrasound

Il vasospasmo cerebrale che si verifica nelle settimane successive all'emorragia subaracnoidea, un tipo di ictus emorragico, contribuisce all'ischemia cerebrale ritardata. Un problema riscontrato in studi sperimentali che utilizzano modelli murini di SAH è che mancano metodi per il monitoraggio in vivo del vasospasmo cerebrale nei topi. Qui, dimostriamo l'applicazione di ultrasuoni ad alta frequenza per eseguire esami ecografici Duplex transcranici sui topi. Utilizzando il metodo, potrebbero essere identificate le arterie carotide interne (ICA). Le velocità del flusso sanguigno nelle ICA intracranici sono state accelerate significativamente dopo l'induzione di SAH, mentre le velocità del flusso sanguigno nelle ICA extracranici sono rimaste basse, indicando vasospasmo cerebrale. In conclusione, il metodo qui dimostrato consente il monitoraggio funzionale e non invasivo in vivo del vasospasmo cerebrale in un modello di SAH murino.

In 6 topi, in 3 dei quali il SAH è stato indotto utilizzando il modello di perforazione del filamento endovascolare mentre 3 hanno ottenuto un intervento chirurgico fittizio, le velocità del flusso sanguigno dell'arteria carotide interna intracranica (ICA) e dell'ICA extracranica sono state determinate un giorno prima dell'intervento chirurgico e 1, 3 e 7 giorni dopo l'intervento chirurgico. Le misurazioni sono state effettuate nell'ambito degli esami ecocardiografici di un altro studio in anestesia con isoflurane manten...

Lo scopo di questo manoscritto è quello di presentare un metodo basato sulla sonografia che consenta l'imaging in vivo del flusso sanguigno nelle arterie cerebrali nei topi. Dimostriamo la sua applicazione per determinare i cambiamenti nelle velocità del flusso sanguigno associati al vasospasmo nei modelli murini di emorragia subaracnoidea (SAH).

Analisi del vasospasmo cerebrale in un modello murino di emorragia subaracnoidea con ultrasuoni duplex transcranici ad alta frequenza

Cerebral vasospasm that occurs in the weeks after subarachnoid hemorrhage, a type of hemorrhagic stroke, contributes to delayed cerebral ischemia. A ...

L'obiettivo generale di questa procedura è monitorare il vasospasmo cerebrale dopo l'emorragia subaracnoidea nei topi in vivo. Ciò è ottenuto con l'applicazione di una sonografia duplex codificata a colori ad alta frequenza in anestesia con isoflurane. I dati di imaging vengono elaborati per determinare le velocità del flusso sanguigno nelle arterie carotide interne intra ed extracraniali.Una velocità accelerata del flusso sanguigno intracranici indica vasospasmo cerebrale. In questo studio, abbiamo eseguito misurazioni delle velocità del flusso sanguigno delle arterie intracranici ed extracraniali nei topi femmine, C57BL / 6N di età compresa tra 11 e 12 settimane. I topi sono stati sottoposti a induzione di SAH o a finto intervento chirurgico che è stato descritto in dettaglio altrove.Per preparare l'esame di ecografia accendere la macchina ad ultrasuoni ed inserire l'ID animale.Riscaldare la piastra riscaldante del sistema ad ultrasuoni a 37 gradi Celsius. Assicurarsi che la sonda di temperatura rettale sia pronta per l'uso. Utilizzare un bagno d'acqua calda per riscaldare il gel ad ultrasuoni a 37 gradi Celsius.Preparare la crema per la depilazione, la crema a contatto per gli elettrodi e l'unguento per gli occhi. Assicurarsi che il trasduttore sia montato correttamente sul braccio meccanico e assicurarsi che la camera di per l'induzione di anestesia sia lavata con il 4% di isoflurane e il 40% di ossigeno. Indurre l'anestesia mettendo il mouse nella camera per un minuto.Proteggi gli occhi con unguento. Continuare solo dopo aver raggiunto un'anestesia sufficientemente profonda. Mantenere l'anestesia con l'1,5% di isoflurane e il 40% di ossigeno utilizzando una maschera di anestesia durante l'intera procedura.Nel primo passo, le velocità del flusso sanguigno delle arterie carotidi interne intracranici sono determinate con la sonografia duplex ad alta frequenza transcraniciale. Posizionare il mouse nella posizione prona sulla piastra di riscaldamento del sistema ad ultrasuoni per mantenere una temperatura corporea di 37 gradi Celsius. Applicare un unguento per gli occhi su entrambi i lati.Prima del primo esame accorciare la pelliccia all'occipite con un rasoio elettrico. Quindi rimuovere i capelli rimanenti chimicamente usando la crema per la depilazione. Utilizzare un batuffolo di cotone per stendere e strofinare la crema per due minuti fino a quando i capelli iniziano a cadere.Dopo altri due minuti rimuovere la crema e i capelli con una spatola e disinfettare la pelle con un antisettico alcolico della pelle. Rivestire le quattro estremità dell'animale con pasta conduttiva e fissarle con nastro adesivo sugli elettrodi ECG incorporati nella scheda. Posizionare il lubrificante su una sonda di temperatura rettale e inserirlo con cura per monitorare la temperatura corporea, utilizzando, se necessario, una lampada riscaldante aggiuntiva.Verificare se i parametri fisiologici, l'ECG e il segnale di respirazione vengono visualizzati correttamente sullo schermo del sistema ad ultrasuoni. Se necessario, il livello di anestesia può essere regolato per ottenere la frequenza cardiaca target da 4 a 500 battiti al minuto. Rivestirlo con gel ad ultrasuoni.Utilizzare un trasduttore array lineare e una frequenza fotogrammi superiore a 200 fotogrammi al secondo per acquisire immagini ad ultrasuoni e montarlo sul braccio meccanico. Posizionare il trasduttore sull'occipite inclinato all'indietro di 30 gradi. Utilizzare la modalità B e la modalità CW-Doppler per visualizzare la giusta arteria carotide interna intracranica e spostare il trasduttore con la centralina avanti e indietro fino a trovare il massimo flusso delle arterie.Per raccogliere informazioni anatomiche utilizzare la tradizionale modalità B e la modalità CW-Doppler e iniziare l'acquisizione cliccando sul pulsante acquire. Per registrare informazioni sulle caratteristiche di flusso dei vasi intracranici, fare clic sul pulsante doppler dell'onda d'impulso, posizionare un volume del campione al centro del contenitore e acquisire un ciclo cine più lungo di tre secondi. Procedere in modo identico con il lato sinistro.Nella fase successiva le velocità del flusso sanguigno delle arterie carotide interne extracranici sono determinate con la sonografia duplex ad alta frequenza. Posizionare il mouse in posizione supina sulla piastra riscaldante del sistema ad ultrasuoni per mantenere una temperatura corporea di 37 gradi Celsius. Prima del primo esame rimuovere i capelli della parte anteriore del collo con un rasoio elettrico.Quindi rimuovere i capelli rimanenti chimicamente usando la crema per la depilazione come descritto in precedenza. Rivestire le quattro estremità dell'animale con pasta conduttiva e fissarle con nastro adesivo sugli elettrodi ECG incorporati nella scheda. Posizionare il lubrificante su una sonda di temperatura rettale e inserirlo con cura per monitorare la temperatura corporea.Utilizzando una lampada di riscaldamento aggiuntiva, se necessario. Verificare nuovamente la corretta visualizzazione dei parametri fisiologici sullo schermo. Rivestire la parte anteriore del collo con gel ad ultrasuoni riscaldato a 37 gradi Celsius.Posizionare il trasduttore parallelo all'animale e regolare la posizione in modo da ottenere immagini longitudinali dell'arteria carotidea destra. Utilizzare la modalità BW-Doppler per visualizzare l'arteria carotidea destra. L'immagine dovrebbe contenere la giusta arteria carotide comune, l'arteria carotide interna destra e l'arteria carotide esterna destra.Per raccogliere informazioni anatomiche utilizzare la tradizionale modalità B e la modalità CW-Doppler e iniziare l'acquisizione cliccando sul pulsante acquire. Per registrare informazioni sulle caratteristiche di flusso dell'arteria carotide extracranica cliccare sul pulsante doppler dell'onda di impulso, posizionare il volume del campione al centro dell'arteria carotide comune l'arteria carotide interna e l'arteria carotide esterna e acquisire un ciclo cine più lungo di tre secondi. Procedere in modo identico con il lato sinistro.Termina l'anestesia e rimuovi l'animale dalla piastra riscaldante e mettilo in una gabbia, posto in un'incubatrice riscaldata a 36 gradi Celsius per un'ora per prevenire l'ipotermia e verificare il pieno recupero. Il prossimo passo è l'elaborazione dei dati dell'ultrasonografia. Utilizzo di postazioni di lavoro esterne per la post-elaborazione dei dati ecografiche ad alta frequenza.Esportare le immagini e i cicli cine in modalità B, CW-Doppler e PW-Doppler sul software Vevo LAB. Aprire lo studio ecografico esportato. Selezionare un animale e aprire il circuito cine PW-Doppler dell'arteria carotide intracranica.In questo protocollo vengono tipicamente registrati da sette a otto battiti cardiaci nelle corrispondenti curve di velocità di flusso. Mettere in pausa il ciclo del cine e fare clic sul pulsante di misurazione. Scegli la confezione vascolare e clicca su RICA PSV per misurare la pressione sistolica di picco dell'arteria carotide intracranica destra.Ora fare clic a sinistra sul picco di una curva di velocità e tirare la linea retta sulla linea zero. Determinare la misurazione con un clic con il pulsante destro del mouse. Ora scegliete RICA EDV per misurare la velocità diastolica finale.Fare clic a sinistra sull'eruzione minima della curva di velocità alla fine del diastole. Tirare la linea direttamente sulla linea zero e determinare la misurazione con un clic con il pulsante destro del mouse. Selezionate RICA VTI per misurare l'integrale del tempo di velocità.Fate clic a sinistra all'inizio di una curva di velocità e seguite la curva con un mouse fino alla fine dell'altopiano diastolico. Quindi fare di nuovo clic con il pulsante destro del mouse per determinare la misurazione. Esportare i dati delle arterie carotidi interne intracerebrali utilizzando il pulsante del report.Premere esporta e salvare i dati come file di report VSI. Utilizzare lo stesso approccio alla misurazione psv, EDV e VTI delle arterie carotidi interne extracranici giuste ed esportare i dati di conseguenza. Procedere in modo identico con il lato sinistro e utilizzare LICA PSV, EDV e VTI.In cinque topi e tre dei quali il SAH è stato indotto mentre due ottengono un intervento chirurgico fittizio, le velocità del flusso sanguigno dell'arteria interna intracranica e dell'arteria carotide interna extracranica sono state determinate un giorno prima dell'intervento chirurgico e uno, tre e sette giorni dopo l'intervento chirurgico. Prima dell'intervento chirurgico, le velocità extra e intracranici del flusso sanguigno, così come il rapporto tra flusso sanguigno intra ed extracraniale erano simili tra il SAH e gli animali fittizi. Il primo giorno dopo l'induzione del SAH non ci sono stati cambiamenti importanti nelle velocità del flusso sanguigno intra o extracraniale o nei rapporti tra flusso sanguigno intra ed extracraniale.Nei giorni tre e sette le velocità del flusso sanguigno intracranica dell'arteria carotide interna aumentarono notevolmente e due degli animali SAH che indicavano vasospasmo cerebrale dopo il SAH. Poiché le velocità extracranici del flusso sanguigno sono rimaste pressoché invariate, i rapporti delle velocità del flusso sanguigno intra ed extracraniale sono aumentati significativamente anche il settimo giorno negli animali SAH che indicano vasospasmo cerebrale. In conclusione, la sonografia duplex transcraniciale ad alta frequenza codificata a colori può essere utilizzata per eseguire misurazioni in vivo delle velocità del flusso sanguigno intracraniciale nei topi.Simile alla situazione nei pazienti umani le velocità del flusso sanguigno intracranici accelerano nei topi dopo il SAH che indica vasospasmo. Il metodo ultra sonografico qui mostrato è veloce e di poca invasività. Permette studi longitudinali sul vasospasmo nei modelli di SAH murino.

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