Name: Modellazione dellemorragia intraventricolare neonatale attraverso liniezione intraventricolare di emoglobina (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-25T12:45:00.000+00:00
Duration: 7 min 57 s
Description: Scopri un modello animale riproducibile di emorragia intraventricolare neonatale mediante iniezione intraventricolare di emoglobina nei ratti neonati. Questo metodo consente di indurre idrocefalo, lesioni della sostanza bianca e infiammazione per studiare nuove strategie terapeutiche.

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JMS ha ricevuto finanziamenti da NIH / NINDS R01 NS110793 e K12 (Neurosurgeon Research Career Development Program). BAM ha ricevuto finanziamenti da NIH / NINDS K08 NS112580-01A1, University of Kentucky Neuroscience Research Priority Area Award e un Hydrocephalus Association Innovator Award.

NOTA: Tutti i protocolli sugli animali sono stati approvati dal Comitato per la cura e l'uso degli animali delle istituzioni. Vedere la tabella dei materiali per i dettagli su tutti i materiali, i reagenti, le apparecchiature e il software utilizzati in questo protocollo.
1. Preparazione di soluzioni di emoglobina e liquor
<ol><li>Preparare una soluzione sterile di liquido cerebrospinale artificiale (aCSF) aggiungendo 500 μL della soluzione di aCSF a un microtubo da 1,5 ml e conservare su ghiaccio.</li>
	<li>Preparare una soluzione sterile di emoglobina da 150 mg/ml aggiungendo 75 mg di emoglobina a 500 μL di aCSF in un microtubo da 1,5 ml e conservare su ghiaccio.</li>
</ol>2. Preparazione dell'animale per l'iniezione
<ol><li>Ruotare la piastra riscaldante sull'impostazione media per mantenere la temperatura corporea del ratto.</li>
	<li>Anestetizzare i ratti postnatali giorno 4 (P4) in una camera di induzione riempita con isoflurano al 3%. NOTA: Confermare un'anestesia sufficiente utilizzando la risposta punta / coda-pizzico ogni 15 minuti. Monitorare l'anestesia con l'osservazione visiva del colore dei tessuti, della temperatura corporea e della frequenza respiratoria.</li>
	<li>Somministrare sollievo dal dolore con un'iniezione sottocutanea di carprofen da 5 mg/kg al ratto anestetizzato.</li>
	<li>Posizionare il ratto anestetizzato incline nell'apparato stereotassico con il naso posizionato nell'adattatore per anestesia con un flusso costante di isoflurano all'1,5%.</li>
	<li>Stringere le barre auricolari senza rottura sul meato uditivo esterno per fissare la testa. NOTA: Applicare unguento veterinario per mantenere gli occhi idratati se gli occhi sono aperti all'età dell'iniezione.</li>
	<li>Pulire la testa, alternando con applicatori sterili con punta di cotone imbevuti di betadine e etanolo al 70%.<ol><li>Toccare l'applicatore imbevuto di betadine al centro del cuoio capelluto e distribuire il betadine in cerchi, spostandosi verso l'esterno.</li>
		<li>Ripetere il passaggio 2.6.1.1 con l'applicatore imbevuto di etanolo.</li>
		<li>Ripetere il passaggio 2.6.1.1 e il passaggio 2.6.1.2 3x.</li>
	</ol></li>
	<li>Applicare un drappo chirurgico sterile per proteggere il campo chirurgico.</li>
	<li>Usando un bisturi sterile, fai un'incisione di 0,3 cm verticalmente lungo il centro della testa per esporre il bregma del cranio. NOTA: Se si inietta dalla lambda, esporre la lambda del cranio anziché il bregma.</li>
	<li>Utilizzare un applicatore sterile con punta di cotone per asciugare l'area.</li>
</ol>3. Impostazione dell'iniettore stereotassico
<ol><li>Aspirare la soluzione di emoglobina preparata al punto 1.2 in una siringa sterile da 0,3 mL con un ago da 30 G e inserire la siringa nel sistema iniettore stereotassico. NOTA: Se si generano condizioni di controllo, aspirare una soluzione di CSF preparata al punto 1.1 in una siringa sterile da 0,3 mL e procedere con il protocollo.</li>
	<li>Accendere l'interfaccia dell'iniettore stereotassico e fare clic sul pulsante Configurazione per inserire le impostazioni del volume e della velocità di iniezione.<ol><li>Fare clic su Volume e impostare il volume su 20.000 nL (20 μL).</li>
		<li>Fare clic su Velocità di infusione e impostare la velocità su 8.000 nL /min (8 μL/min).</li>
	</ol></li>
	<li>Uscire dalla configurazione facendo clic sul pulsante Ripristina pos.</li>
	<li>Lavare la punta dell'ago facendo clic sul pulsante Infondere fino a quando una piccola perla di soluzione di emoglobina emerge sulla punta dell'ago.</li>
	<li>Estrarre delicatamente la soluzione di emoglobina dalla punta dell'ago con un applicatore sterile con punta di cotone.</li>
</ol>4. Iniezione animale
<ol><li>Impostare il bregma come zero sul sistema iniettore stereotassico regolando le posizioni mediolaterale e anteroposteriore della siringa prima di abbassare la punta dell'ago della siringa lavata per toccare delicatamente il cranio in corrispondenza del bregma. NOTA: se si effettua l'iniezione dalla lambda, impostare lambda come zero.</li>
	<li>Identificare le coordinate di scelta.<ol><li>Se si inietta dal bregma, nei ratti P4 qui descritti, utilizzare 1,5 mm lateralmente, 0,4 mm anteriormente e 2,0 mm di profondità dal bregma.</li>
		<li>Se si inietta dalla lambda, utilizzare le seguenti coordinate per i ratti P4: 1,1 mm lateralmente, 4,6 mm anteriormente e 3,3 mm di profondità dalla lambda.</li>
	</ol></li>
	<li>Sollevare l'ago della siringa 1 cm sopra il cranio per liberare il cuoio capelluto. Quando la siringa è sollevata, procedere per impostare le coordinate mediolaterali e anteroposteriori.</li>
	<li>Abbassare l'ago della siringa per toccare delicatamente il cranio. Controllare che l'ago tocchi il cranio.</li>
	<li>Impostare la coordinata dorsoventrale su un periodo di 30 s. NOTA: Durante l'impostazione della coordinata dorsoventrale, l'ago forerà il cranio. Bisogna fare attenzione per assicurarsi che la siringa passi attraverso il cranio senza deformare il cranio. La deformazione del cranio viene evitata ritirando lentamente l'ago lungo la coordinata dorsoventrale se si verifica una deformazione, quindi riposizionando l'ago lungo la stessa traiettoria. Ciò consente all'ago di passare attraverso il foro nel cranio con meno forza e senza deformazioni.</li>
	<li>Sull'interfaccia dell'iniettore stereotassico, fare clic sul pulsante Esegui per iniziare l'iniezione.</li>
	<li>Al termine dell'iniezione, lasciare l'ago della siringa in posizione per 2 minuti per ridurre al minimo il riflusso della soluzione.</li>
	<li>Prelevare lentamente la siringa lungo la coordinata dorsoventrale per 2 minuti fino a quando la punta dell'ago è 2 cm sopra il cuoio capelluto.</li>
	<li>Ruotare il braccio dell'iniettore stereotassico lontano dal campo operatorio.</li>
</ol>5. Cure postoperatorie
<ol><li>Chiudere il cuoio capelluto con una sutura monofilamento 6-0. Fai una semplice sutura interrotta al centro dell'incisione di 0,3 cm.</li>
	<li>Rimuovere il cucciolo dall'anestesia e posizionarlo su un'area sicura sulla piastra elettrica.</li>
	<li>Riportare il roditore nella gabbia di casa per riprendersi dall'anestesia sotto la cura della sua diga. NOTA: Il ritorno tempestivo alla cura della diga riduce la mortalità postoperatoria precoce.</li>
	<li>Monitorare gli animali per l'anestesia con perdita del riflesso raddrizzante ogni ora dopo l'intervento chirurgico per 3 ore.</li>
	<li>Monitorare gli animali ogni giorno per 7 giorni per la normale attività, l'assunzione di cibo e l'aumento di peso. Monitorare il sito di incisione per la guarigione delle ferite, la chiusura e la ricomparsa della pelliccia nel sito dell'intervento chirurgico. NOTA: Nel raro caso in cui si osservino cambiamenti neurologici come convulsioni, depressione centrale o diminuzione dell'appetito durante il monitoraggio, eutanasia l'animale usando perfusione intravascolare o lussazione cervicale in anestesia.</li>
	<li>Per prevenire l'infezione una volta che la sutura è chiusa e la ferita sta guarendo, applicare un triplo antibiotico topico nel sito di incisione.</li>
</ol>6. Acquisizione e quantificazione della risonanza magnetica
<ol><li>Eseguire la risonanza magnetica su uno scanner per piccoli animali 4.7T o 9.4T.</li>
	<li>Ruotare la piastra riscaldante sull'impostazione media per mantenere la temperatura corporea del ratto.</li>
	<li>Indurre l'anestesia in una camera utilizzando isoflurano al 3%. NOTA: Confermare un'anestesia sufficiente utilizzando la risposta punta / coda-pizzico ogni 15 minuti. Monitorare l'anestesia con l'osservazione visiva del colore dei tessuti, della temperatura corporea e della frequenza respiratoria.</li>
	<li>Posizionare il ratto anestetizzato prono nella risonanza magnetica con il naso posizionato nell'adattatore per anestesia con un flusso costante di isoflurano all'1,5%.</li>
	<li>Eseguire l'imaging pesato in T2 selezionando una sequenza di eco a rotazione rapida pesata in T2.<ol><li>Se si utilizza uno scanner MRI 4.7T, inserire i seguenti parametri nel software MRI: tempo di ripetizione = 3.000 ms, tempo di eco = 27,50 ms, numero di medie = 3, campo visivo = 18,0 mm x 18,0 mm, matrice = 128 x 128, numero di fette assiali = 24, spessore = 0,50 mm.</li>
		<li>Se si utilizza uno scanner MRI 9.4T, inserire i seguenti parametri nel software MRI: tempo di ripetizione = 5.000 ms, tempo di eco = 66,00 ms, spaziatura dell'eco = 16,50 ms, numero di medie = 2, ripetizioni = 1, fattore raro = 8, campo visivo = 16,0 mm x 16,0 mm, matrice = 256 x 256, numero di fette assiali = 32, spessore = 0,50 mm.</li>
	</ol></li>
	<li>Fare clic sul pulsante Continua per avviare la sequenza.</li>
</ol>7. Elaborazione e analisi delle immagini
<ol><li>Utilizzare dati nativi pesati in T2 per analizzare il volume del cervello. Utilizzare un software di segmentazione per delineare manualmente i ventricoli laterali6. Fare clic su Modalità pennello e selezionare lo stile del pennello quadrato . Regolare la dimensione del pennello su 1. Fate clic su Impostazioni layout (Layout inspector ) e selezionate la vista assiale. Fare clic su zoom per adattare. Posizionare il cursore sull'immagine; Traccia e riempi lo spazio del ventricolo laterale.</li>
	<li>Clicca su Segmentazione nella barra degli strumenti | Volume e Statistiche per visualizzare i volumi segmentati.</li>
</ol>

<ol><li>Robinson, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+posthemorrhagic+hydrocephalus+from+prematurity%3A+Pathophysiology+and+current+treatment+concepts%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%3A+Pediatrics%22%5BJournal%5D)">Neonatal posthemorrhagic hydrocephalus from prematurity: Pathophysiology and current treatment concepts: A review.</a> Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 9 (3), (2012).</li>
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</ol>

Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse.

Questo modello IVH che utilizza l'iniezione di emoglobina consente lo studio della patologia dell'IVH specificamente mediata dall'emoglobina. Per gli studi complementari, l'emoglobina può anche essere facilmente somministrata in vitro e non confonde i saggi biochimici per le proteine prodotte da microglia / macrofagi che sono presenti nel sangue intero.
Le principali teorie di IVH-PHH includono l'ostruzione meccanica della circolazione del liquido cerebrospinale, la rottura delle cigl...

L'IVH neonatale ha origine dalla matrice germinale, un sito di rapida divisione cellulare adiacente ai ventricoli laterali del cervello in via di sviluppo. Questa struttura altamente vascolare è vulnerabile all'instabilità emodinamica correlata alla nascita prematura. Il sangue viene rilasciato nei ventricoli laterali nell'emorragia della matrice germinale (GMH)-IVH quando i vasi sanguigni fragili all'interno della matrice germinale si rompono. Nel caso di IVH di grado IV, l'infarto emorragico periventricolare può anche contribuire al rilascio di prodotti ematici all'interno del cervello. 1 La combinazione di GMH-IVH può causare PHH, in particolare dopo emorragie di alto grado (gradi III e IV)1. La PHH può essere trattata con il posizionamento di uno shunt ventricolo-peritoneale, ma il posizionamento dello shunt non inverte la lesione cerebrale che può verificarsi dall'IVH. Sebbene la moderna terapia intensiva neonatale abbia abbassato i tassi di IVH2, 3, non ci sono trattamenti specifici per la lesione cerebrale o l'idrocefalo causati da IVH una volta che si è verificato. Una limitazione significativa nello sviluppo di trattamenti preventivi per le lesioni cerebrali indotte da IVH e PHH è la comprensione incompleta della fisiopatologia IVH.
Recentemente, i primi livelli di CSF dell'emoglobina del prodotto chiave di degradazione del sangue hanno dimostrato di essere associati al successivo sviluppo di PHH nei neonati con IVH4 di alto grado. Inoltre, i livelli di CSF delle proteine della via di manipolazione del ferro - emoglobina, ferritina e bilirubina - sono associati alla dimensione del ventricolo nell'IVH neonatale. Ciò è stato dimostrato anche in una coorte multicentrica di neonati con PHH pretermine, dove livelli più elevati di ferritina nel liquido cerebrospinale ventricolare erano associati a una dimensione del ventricolo più grande5.
In questo studio, abbiamo sviluppato un modello clinicamente rilevante di danno cerebrale indotto da IVH e idrocefalo utilizzando l'iniezione di emoglobina nei ventricoli cerebrali, che consente la quantificazione della lesione cerebrale e PHH e la sperimentazione di nuove strategie terapeutiche (Figura 1) 6, 7. Questo modello IVH utilizza cuccioli di ratto neonatale, che vengono posti in anestesia generale per tutta la durata della procedura. Viene praticata un'incisione della linea mediana sul cuoio capelluto e le coordinate derivate dai punti di riferimento del cranio - il bregma o lambda - vengono utilizzate per colpire i ventricoli laterali per l'iniezione. L'iniezione lenta utilizzando una pompa per infusione fornisce emoglobina nel ventricolo. Questo protocollo è facile da usare, versatile e può modellare diversi componenti di IVH che si traducono in PHH.

<table><tbody><tr><td>Siringa da insulina da 0,3 mL</td><td>BD Microfine + Siringa da insulina</td><td>230-4533</td><td>0,3-0,5 mL Le sinringhe funzioneranno</td></tr><tr><td>Microprovetta da 1,5 mL</td><td>USA Scientific</td><td>1615-5500</td><td>Lotto n. K194642H -3 511</td></tr><tr><td>4,7T MRI</td><td>Agilent/Varian</td><td>4,7T/33 cm</td><td>Agilent/Varian DirectDrive 4,7-T (200 MHz) Sistema di risonanza magnetica</td></tr><tr><td>6-0 sutura monofilamento</td><td>ETHICON</td><td>667G</td><td></td></tr><tr><td>9,4T Risonanza magnetica</td><td>Bruker</td><td>BioSpec 94/20</td><td>Utilizzato in questo protocollo senza criosonda</td></tr><tr><td>Bilancia analitica</td><td>CCURIS Instruments</td><td>W3200-320</td><td></td></tr><tr><td>CSF artificiale (aCSF)</td><td>Tocris Bioscience</td><td>3525</td><td>Numero di lotto: 72A</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Products L.P.</td><td>301005-00</td><td>NDC 67618-150-09</td></tr><tr><td>Carprofene (iniettabile)</td><td>Zoetis Inc.</td><td>PI 4019448</td><td>Rimadyl</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Decon Laboratories</td><td>2701</td><td></td></tr><tr><td>Pad riscaldante</td><td>Sunbeam</td><td>E12107-819</td><td>UL 612A, Z-1228-001</td></tr><tr><td>Emoglobina</td><td>MP Biomedicals</td><td>100714</td><td>LOTTO N. SR02321</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Piramal Critical Care</td><td>NDC 66794-017-25</td><td></td></tr><tr><td>Vaporizzatore di isoflurano</td><td>VETEQUIP</td><td>911103</td><td></td></tr><tr><td>Luce per l'inturment stereotassico</td><td>Dolan-Jenner industries</td><td>Fiber-Lite MI-150</td><td></td></tr><tr><td>Pompa a siringa per microiniezione</td><td>World Precision Instruments</td><td>MICRO21</td><td>Serial 184034 T08K</td></tr><tr><td>Software per risonanza magnetica</td><td>Bruker BioSpin</td><td>Paravision 360 3.2</td><td></td></tr><tr><td>Oxygen</td><td>Airgas Healthcare</td><td>UN1072</td><td>NUMERO DI LOTTO S1432080XA02</td></tr><tr><td>ratti</td> <td>Sprague DawleyCharles River Laboratories</td><td>Codice ceppo: 001</td><td></td></tr><tr><td>Strumento stereotassico</td><td>Strumenti</td><td>KOPF Modello 900LS Lazy Susan</td><td></td></tr><tr><td>Applicatore sterile con punta in cotone</td><td>Fischerbrand</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Lama chirurgica</td><td>covetrus</td><td>#10</td><td></td></tr><tr><td>Triplo antibiotico topico</td><td>Unguento antibiotico</td><td>triplo NDC 51672-2120-1</td><td></td></tr><tr><td>Software di quantificazione del volume del ventricolo</td><td>ITK-SNAP</td><td>ITK-SNAP 4.0.0 beta</td><td></td></tr></tbody></table>

modellazione dell'emorragia intraventricolare neonatale attraverso l'iniezione intraventricolare di emoglobina

Modeling Neonatal Intraventricular Hemorrhage Through Intraventricular Injection of Hemoglobin

L'emorragia intraventricolare neonatale (IVH) è una conseguenza comune della nascita prematura e porta a lesioni cerebrali, idrocefalo postemorragico (PHH) e deficit neurologici per tutta la vita. Mentre la PHH può essere trattata con procedure di diversione temporanea e permanente del liquido cerebrospinale (CSF) (serbatoio ventricolare e shunt ventricolo-peritoneale, rispettivamente), non ci sono strategie farmacologiche per prevenire o trattare la lesione cerebrale indotta da IVH e l'idrocefalo. Sono necessari modelli animali per comprendere meglio la fisiopatologia della fecondazione in vitro e testare i trattamenti farmacologici. Mentre esistono modelli di IVH neonatale, quelli che provocano in modo affidabile l'idrocefalo sono spesso limitati dalla necessità di iniezioni di grandi volumi, che possono complicare la modellazione della patologia o introdurre variabilità nel fenotipo clinico osservato.
Recenti studi clinici hanno implicato l'emoglobina e la ferritina nel causare l'allargamento ventricolare dopo IVH. Qui, sviluppiamo un modello animale semplice che imita il fenotipo clinico di PHH utilizzando iniezioni intraventricolari di piccolo volume del prodotto di rottura del sangue emoglobina. Oltre a indurre in modo affidabile l'allargamento ventricolare e l'idrocefalo, questo modello provoca lesioni della sostanza bianca, infiammazione e infiltrazione delle cellule immunitarie nelle regioni periventricolari e della sostanza bianca. Questo articolo descrive questo metodo semplice e clinicamente rilevante per modellare IVH-PHH in ratti neonatali utilizzando l'iniezione intraventricolare e presenta metodi per quantificare le dimensioni del ventricolo dopo l'iniezione.

Il successo dell'iniezione è stato confermato con mezzi radiologici e immunoistochimici. Gli animali sottoposti a iniezione di emoglobina hanno sviluppato ventricolomegalia acuta moderata quando valutati tramite risonanza magnetica (Figura 2A), con ventricoli laterali significativamente più grandi a 24 ore e 72 ore dopo l'iniezione di emoglobina rispetto agli animali iniettati con aCSF (Figura 2B, C). Sebbene non vi sia stata alcuna differenza s...

Presentiamo un modello di emorragia intraventricolare neonatale utilizzando cuccioli di ratto che imita la patologia osservata negli esseri umani.

Modellazione dell'emorragia intraventricolare neonatale attraverso l'iniezione intraventricolare di emoglobina

Neonatal intraventricular hemorrhage (IVH) is a common consequence of premature birth and leads to brain injury, posthemorrhagic hydrocephalus (PHH), and ...

Questo protocollo è significativo perché sviluppiamo un modello clinicamente rilevante di danno cerebrale indotto da IVH e idrocefalo, utilizzando l'iniezione di emoglobina nei ventricoli, che consente la successiva quantificazione dei volumi del ventricolo nell'applicazione, per testare nuove strategie terapeutiche. Il vantaggio principale di questa tecnica è che consente lo studio della patologia dell'IVH che è specificamente mediata dall'emoglobina e dai prodotti di degradazione del sangue della via del ferro. Questa tecnica è anche facile da usare e versatile.Le implicazioni di questa tecnica si estendono allo sviluppo di terapie per l'idrocefalo post-emorragico, in quanto consente un'ulteriore comprensione della fisiopatologia IVH e la valutazione di strategie di trattamento clinicamente rilevanti per la prevenzione delle sequele neurologiche dopo IVH. A dimostrare la procedura sarà Sruthi Ramagiri, un post-doc associato dell'Australia Laboratory. Per iniziare posizionare il ratto anestetizzato incline nell'apparato stereotassico con il naso posizionato nell'adattatore per anestesia.Quindi fissare la testa stringendo le barre auricolari non di rottura sul meato uditivo esterno. Per pulire la testa, toccare prima un applicatore sterile con punta di cotone imbevuto di Betadine al centro della testa e spostarsi verso l'esterno per diffondere il Betadine in cerchi. Quindi ripetere il processo con un applicatore imbevuto di etanolo al 70%.Successivamente, usando un bisturi, fai un'incisione di 0,3 centimetri verticalmente lungo il centro della testa per esporre il bregma del cranio. Quindi asciugare l'area utilizzando un applicatore con punta di cotone. Per impostare l'iniettore stereotassico, aspirare la soluzione di emoglobina precedentemente preparata in una siringa da 0,3 o 0,5 millilitri e posizionare la siringa nel sistema di iniettori stereotassici.Quindi, attivare l'interfaccia dell'iniettore stereotassico e fare clic sul pulsante di configurazione per inserire il volume di iniezione e le impostazioni della velocità. Fare clic sul volume e impostare il volume su 20.000 nanolitri. Quindi fare clic sulla velocità di infusione e impostare la velocità su 8.000 nanolitri al minuto.Fare clic sul pulsante di ripristino della posizione per uscire dalla configurazione. Lavare la punta dell'ago facendo clic sul pulsante di infusione fino a quando una piccola perla di emoglobina appare sulla punta dell'ago, quindi utilizzare un applicatore con punta di cotone per rimuovere delicatamente il tallone. Per iniziare l'iniezione animale, impostare il bregma come zero sul sistema di iniezione stereotassica regolando le posizioni mediolaterale e anteroposteriore della siringa.Quindi abbassare l'ago della siringa per toccare delicatamente il cranio al bregma. Dopo aver identificato le coordinate di scelta, sollevare l'ago della siringa un centimetro sopra il cranio per liberare il cuoio capelluto. Impostare le coordinate mediolaterali e anteroposteriori.Quindi abbassare la siringa affinché l'ago tocchi delicatamente il cranio e impostare la coordinata dorsoventrale nell'arco di 30 secondi. Una volta impostate le coordinate, iniziare l'iniezione facendo clic sul pulsante di esecuzione sull'interfaccia dell'iniettore stereotassico. Al termine dell'iniezione, lasciare l'ago in posizione per due minuti per ridurre al minimo il riflusso della soluzione.Quindi, ritirare lentamente la siringa lungo la coordinata dorsoventrale per due minuti, fino a quando la punta dell'ago è due centimetri sopra il cuoio capelluto. Quindi ruotare il braccio iniettore stereotassico lontano dal campo operatorio e chiudere il cuoio capelluto con una sutura monofilamento 6-O. Per la risonanza magnetica, eseguire l'imaging pesato T2 selezionando una sequenza di eco a rotazione rapida pesata T2.Dopo aver impostato i parametri MRI come descritto nel testo, fare clic sul pulsante Continua per avviare la sequenza. Per l'elaborazione delle immagini e l'analisi del volume cerebrale, aprire i dati pesati T2 nativi nel software di segmentazione. Per delineare manualmente i ventricoli laterali, fare clic sulla modalità pennello e selezionare lo stile del pennello quadrato, quindi regolare la dimensione del pennello su uno.Quindi, fai clic su Impostazioni layout, seleziona Vista assiale e fai clic su Zoom per adattare. Quindi posizionare il cursore sull'immagine e tracciare e riempire lo spazio del ventricolo laterale. Infine, fai clic sulla segmentazione nella barra degli strumenti, seguita da volume e statistiche per visualizzare i volumi segmentati.Gli animali sottoposti a iniezione di emoglobina hanno sviluppato ventricolomegalia moderata quando valutati tramite risonanza magnetica. Con ventricoli laterali significativamente più grandi a 24 ore e 72 ore dopo l'iniezione di emoglobina, rispetto agli animali iniettati con ACSF. Sebbene la differenza nel volume ventricolare laterale tra i due gruppi di ratti non fosse significativa dopo 38 giorni, le scansioni MRI hanno dimostrato che il 44% dei ratti trattati con emoglobina aveva ancora ventricolomegalia irrisolta.Inoltre, rispetto all'ACSF, l'iniezione di emoglobina ha comportato una significativa diminuzione del volume della sostanza bianca dopo 38 giorni. L'emoglobina ha anche promosso una risposta infiammatoria in vivo, come evidente dal livello significativamente più alto del fattore di necrosi tumorale delle citochine pro-infiammatorie alfa dopo l'iniezione di emoglobina, ma non di sangue salino o intero. Inoltre, la colorazione immunoistochimica della proteina acida fibrillare gliale ha rivelato un'attivazione significativamente più elevata degli astrociti dopo l'iniezione di emoglobina, rispetto a dopo l'iniezione di ACSF.La cosa più importante da ricordare quando si tenta questa procedura è impostare le coordinate di iniezione corrette per garantire la consegna dell'emoglobina nei ventricoli laterali. Seguendo questa procedura, i traccianti CSF possono essere consegnati nello spazio CSF per valutare i cambiamenti nella circolazione del CSF e i modelli di efflusso dopo IVH. Questo metodo aggiuntivo affronta il modo in cui il flusso CSF viene alterato in IVH PHH.

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L'iniezione di sangue autologo modello di emorragia intracerebrale in topi descritti in questo protocollo utilizza la tecnica di iniezione doppio per minimizzare il rischio di reflusso del sangue il percorso dell'ago, non anticoagulanti nel sistema di pompaggio, ed elimina tutto lo spazio morto e tubi espandibili nel sistema.

Iniezione di sangue autologo Modello spontanea emorragia intracerebrale in topi

Modelli animali clinicamente rilevanti di emorragia intracerebrale (ICH) sono necessari per ampliare la nostra conoscenza di ictus emorragico e di esaminare nuove strategie terapeutiche. In questo studio, abbiamo descrivere e valutare due modelli ICH che implementano iniezioni unilaterali di ciascuna sangue autologo intero o collagenasi batterica nel gangli della base (corpo striato) di topi.

Modellazione emorragia intracerebrale in Mouse: iniezione di sangue autologo o collagenasi batterica

Questo video mostra un metodo per generare un modello di ratto di emorragia intraventricolare neonatale. In questa procedura, a un cucciolo di ratto anestetizzato viene iniettata emoglobina nel ventricolo laterale del cervello. L'emoglobina provoca stress ossidativo e rilascia eme, simulando un'emorragia intraventricolare. Il conseguente danno ai tessuti cerebrali, guidato da specie reattive dell'ossigeno e citochine infiammatorie, porta all'ingrossamento ventricolare, una conseguenza comune...

I modelli preclinici di emorragia intracerebrale vengono utilizzati per imitare alcuni aspetti della malattia clinica. Pertanto, possono essere esplorati i meccanismi di lesione e le potenziali strategie terapeutiche. In questo protocollo vengono descritti due modelli di emorragia intracerebrale, iniezioni intrastriatali (gangli della base) di sangue autologo o collagenasi.

Iniezione intrastriatali di sangue autologo o Clostridial Collagenase come modelli murini di emorragia intracerebrale

Modelli animali di malattia pediatrica possono sperimentare insorgenza precoce e la progressione della malattia aggressiva. Erogazione di una terapia clinicamente rilevanti per modelli giovani del mouse può essere tecnicamente difficile. Questo protocollo descrive un metodo di iniezione endovenosa non invasivo per topi neonati entro i primi due giorni di vita postnatale.

Le iniezioni per via endovenosa nel topo neonatale

Qui, descriviamo un semplice metodo di iniezione intracerebroventricolare e intravascolare di particelle virali o microsfere fluorescenti nel cervello del topo neonatale. Il modello di localizzazione del virus e delle nanoparticelle potrebbe essere rilevato mediante valutazione microscopica o ibridazione in situ.

Intracerebroventricular e intravascolare Iniezione di Viral particelle e fluorescenti microperle nel cervello neonatale

Presentiamo un protocollo per stabilire un massiccio modello di emorragia pontina in un ratto attraverso la doppia iniezione di sangue autologo.

Emorragia pontina massiccia per doppia iniezione di sangue autologo

Il monitoraggio della pressione intracranica nei modelli di roditori di emorragia intraventricolare non traumatica non è comune nella letteratura corrente. Qui, dimostriamo una tecnica per misurare la pressione intracranica, la pressione arteriosa media e la pressione di perfusione cerebrale durante l'emorragia intraventricolare in un modello animale di ratto.

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Questo articolo ha lo scopo di fornire ai ricercatori una guida dettagliata e accessibile per impostare un modello suino infantile di shock emorragico.

Descrizione di un modello neonato suino di shock emorragico a volume controllato

Questo protocollo mira a dimostrare una via di somministrazione venosa riproducibile che può essere utilizzata nei ratti e nei topi per tutto il periodo neonatale. Questa procedura è importante per gli studi preclinici sui roditori che desiderano rispecchiare la somministrazione di farmaci nelle unità di cura neonatale utilizzando principalmente la somministrazione endovenosa.

Un modello di roditore neonatale di iniezione venosa retroorbitaria

L'idrocefalo postemorragico del prematuro (PHHP) può essere modellato nei ratti neonatali combinando corioamnionite ed emorragia intraventricolare. La combinazione di questi eventi prenatali e postnatali ricapitola accuratamente i segni clinici distintivi della PHHP, tra cui macrocefalia, ventricolomegalia ed elevata pressione intracranica, per tutta la durata della vita.

Modellazione dell'idrocefalo postemorragico del prematuro nei ratti

Scopri un modello animale riproducibile di emorragia intraventricolare neonatale mediante iniezione intraventricolare di emoglobina nei ratti neonati. Questo metodo consente di indurre idrocefalo, lesioni della sostanza bianca e infiammazione per studiare nuove strategie terapeutiche.

Modellazione dell'emorragia intraventricolare neonatale attraverso l'iniezione intraventricolare di emoglobina

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