Name: Quantificazione della motilità dello sciame di superficie batterica su piastre gradienti induttori (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-01-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 57 s
Description: Scopri come quantificare la motilità dello sciame batterico su piastre gradienti induttori. Questo metodo ad alto rendimento consente di studiare la chemotassi e screening farmacologico in modo economico.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Lo sviluppo di questa tecnica è stato supportato dai fondi del piano di ricerca e sviluppo nazionale chiave del Ministero della Scienza e della Tecnologia (2018YF0902604), della National Natural Science Foundation del Fondo di ricerca cinese per giovani scienziati internazionali (22050410270) e dei fondi esterni degli Shenzhen Institutes of Advanced Technology (DWKF20190001). Vorremmo offrire la nostra sincera gratitudine alla signorina Chen Xinyi per la sua assistenza nella revisione del documento e nella gestione del laboratorio.

1. Preparazione delle piastre dello sciame gradiente
<ol><li>Preparazione dello sciame medio NOTA: Vedere la sezione di discussione per un breve confronto tra diverse viscosità medie; In questo protocollo è stata utilizzata una concentrazione di agar dello 0,7% (p/v) di mezzo sciame.<ol>
<li>Preparare il brodo di lisogenia (LB) in polvere con agar in due palloni conici; ogni pallone contiene 2 g di triptone, 2 g di cloruro di sodio, 1 g di estratto di lievito e 1,4 g di agar. Aggiungere acqua a doppia distillazione (ddH2O) e mescolare la sospensione utilizzando una barra magnetica. Regolare il volume finale a 200 ml aggiungendo ulteriore ddH2O.</li>
		<li>Autoclave della soluzione a 121 °C per 20 min. Utilizzare un tappo permeabile all'aria o un film sigillante per bottiglie con una presa d'aria. NOTA: Agar si dissolverà quando riscaldato in autoclave.</li>
		<li>Quando la temperatura scende a 65 °C, mescolare la soluzione per garantire l'omogeneità e trasferire il mezzo in un incubatore a 65 °C o a bagnomaria per un uso a breve termine.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparazione dello sciame dello strato inferiore medio NOTA: Il mezzo dello strato inferiore è la miscela di soluzioni stock di mezzo sciame e induttore. La formulazione delle piastre dello sciame a gradiente induttore è mostrata nella Tabella 1.<ol>
<li>Preparare una soluzione madre di resveratrolo da 100 mM sciogliendo 114,12 mg di polvere di resveratrolo liofilizzato in 5 ml di dimetilsolfossido (DMSO) e conservare la soluzione a -20 °C.</li>
		<li>Preparare una soluzione madre di arabinosio al 20% (p/v) sciogliendo 6 g di arabinosio in polvere in 30 ml di ddH2O; attendere 10-15 minuti per permettere all'arabinosio di dissolversi; e conservare la soluzione a temperatura ambiente.</li>
		<li>Estrarre il mezzo dall'incubatore a 65 °C e posizionarlo a temperatura ambiente; lasciare raffreddare il mezzo sciame fino a quando il pallone Erlenmeyer non è abbastanza freddo da contenere (~ 50 °C). Non posizionare il mezzo sciame a temperatura ambiente per lunghi periodi, poiché ciò causerà la solidificazione dell'agar.</li>
		<li>Aggiungere il volume richiesto della soluzione madre induttore al mezzo sciame a 50 °C (Tabella 1). Utilizzare una pipetta per erogare la soluzione induttore invece di versarla. Ruotare delicatamente per mescolare l'induttore con il mezzo dello sciame. NOTA: questo passaggio è per gli induttori che non possono essere autoclavati. Fai attenzione a non introdurre bolle nel mezzo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparazione di piastre a sciame gradienti a doppio strato NOTA: il mezzo dello strato superiore è un mezzo LB contenente lo 0,7% (p/v) di agar.<ol>
<li>Etichettare le piastre di Petri quadrate 13 x 13 cm con nome dell'induttore e ceppi e appoggiare i piatti sul bordo dei coperchi (Figura 1B).</li>
		<li>Aggiungere 40 mL di terreno caldo di fondo (50 °C) utilizzando una pipetta da 50 mL o un tubo centrifuga da 50 mL. NOTA: In alternativa, per piastre di Petri quadrate da 13 x 13 cm, è adatto uno strato inferiore da 40 ml e un mezzo di strato superiore; per piastre di Petri quadrate 10 x 10 cm, è adatto uno strato inferiore da 25 ml e un mezzo di strato superiore.</li>
		<li>Lasciare polimerizzare il mezzo dello strato inferiore scoperto per 1 ora all'interno di una cappa a flusso laminare. Non disturbare le piastre quadrate di Petri mentre il mezzo si solidifica. NOTA: durante la polimerizzazione dello strato inferiore, il mezzo sciame non contenente induttori deve essere mantenuto in un incubatore a 65 °C o a bagnomaria.</li>
		<li>Una volta che lo strato inferiore è completamente solidificato, rimuovere i coperchi e posare le piastre di Petri quadrate all'interno di una cappa a flusso laminare.</li>
		<li>Aggiungere 40 mL di terreno superiore caldo (50 °C) utilizzando una pipetta da 50 mL o un tubo centrifuga da 50 mL. NOTA: il mezzo dello strato superiore non contiene induttori.</li>
		<li>Polimerizzare le piastre a doppio strato sul piano di lavoro coperto e indisturbato per 1 ora. Conservare le piastre preparate a 4 °C per un massimo di 24 ore. NOTA: tempi di polimerizzazione più lunghi ridurrebbero il contenuto di umidità e limiterebbero la motilità dello sciame.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Crescita di E. coli K12 e P. aeruginosa PAO1
<ol><li>Preparare 500 mL di LB medium aggiungendo 5 g di triptone, 5 g di NaCl e 2,5 g di estratto di lievito in ddH2O e rabboccare la soluzione a 500 mL. Autoclave la soluzione su ciclo liquido per 20 min a 121 °C, e conservarla a 4 °C.</li>
	<li>Preparare 100 mL di terreno LB-agar all'1,5% (p/v) aggiungendo 1 g di triptone, 1 g di NaCl, 0,5 g di estratto di lievito e 1,5 g di agar in ddH2O e rabboccare la soluzione a 100 ml. Autoclave della soluzione su ciclo liquido per 20 min a 121 °C. Trasferire il mezzo a bagnomaria a 50 °C per evitare che l'agar si solidifichi.</li>
	<li>Quando il pallone medio LB-agar è comodo da tenere, aggiungere 20 ml di lb-agar medio in una capsula di Petri (10 cm di diametro) usando una pipetta da 25 ml. Lasciare la piastra a temperatura ambiente durante la notte e conservare la piastra LB-agar a 4 °C.</li>
	<li>Prendere colture stock conservate a -80 °C, striscia E. coli K12, E. coli K12-YdeH, P. aeruginosa PAO1 e P. aeruginosa PAO1-YdeH ceppi su piastre LB-agar Petri utilizzando anelli di inoculazione usa e getta. Incubare le piastre di Petri invertite durante la notte a 37 °C.</li>
	<li>Scegli singole colonie per diversi ceppi dalle piastre di Petri, inocula ogni colonia in 5 ml di terreno LB e incuba la coltura a 37 °C in uno shaker orbitale di laboratorio impostato a 220 giri / min.</li>
	<li>Quando la densità di coltura raggiunge OD600nm ~ 1.0, rimuovere la coltura dallo shaker e posizionarla a temperatura ambiente. Regolare la densità di coltura su OD600nm = 1.0, come descritto nel passaggio 3.2.1.</li>
</ol>3. Inoculazione e incubazione di piastre di sciame gradienti
<ol><li>Preparazione di pozzi di inoculazione NOTA: i modelli di copertura per la stampa 3D in grado di generare pozzi separati da una distanza standard possono essere utilizzati al posto del metodo descritto di seguito (Figura supplementare S1).<ol>
<li>Contrassegnare le posizioni del pozzo sulla carta A4 mostrata nella Figura 1C. Impostare tre concentrazioni di prova in una capsula di Petri quadrata con due o tre repliche.</li>
		<li>Posizionare la carta A4 contrassegnata sotto una piastra sfumata solidificata. Spingere il lato più ampio di una punta della pipetta da 100 μL nella superficie media semisolida nella posizione contrassegnata. Premere la punta della pipetta fino a raggiungere il fondo del mezzo dello strato superiore.</li>
		<li>Quando la punta tocca il fondo, non applicare alcuna forza verticale alla punta; ruotare delicatamente la punta per isolare il contenuto del pozzetto cilindrico.</li>
		<li>Spostare orizzontalmente le punte delle pipette lungo una distanza molto piccola per consentire il flusso d'aria nel punto stretto messo da parte. Premere la punta con l'indice per bloccare il flusso di gas all'interno della punta mentre si tiene la pipetta usando il pollice e il dito medio.</li>
		<li>Estrarre la punta verticalmente, mantenendo il contenuto del pozzo nella punta mentre la si estrae. NOTA: se il contenuto del pozzo scivola, applicare una pressione leggermente maggiore con l'indice per sigillare completamente la punta.</li>
		<li>Ripetere i passaggi da 3.1.2 a 3.1.5 in ogni posizione contrassegnata. Coprire la piastra dello sciame prima dell'inoculazione.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Inoculazione e incubazione di piastre sfumate<ol>
<li>Regolare la densità di coltura di crescita durante la notte a OD600nm = 1.0.</li>
		<li>Pipetta 80 μL della coltura di crescita durante la notte in ogni pozzo. Non versare la coltura batterica al di fuori dei pozzi.</li>
		<li>Avvolgere le piastre con pellicola sigillante. Per l'osservazione a lungo termine (3-5 giorni), avvolgere le piastre con nastro di gomma da laboratorio sterile. NOTA: il nastro di gomma ha meno probabilità di rompersi.</li>
		<li>Posizionare un becher pieno di ddH2O nell'incubatore per mantenere l'umidità all'interno dell'incubatore. Incubare le piastre dello sciame gradiente a 37 °C. NOTA: non incubare le piastre dello sciame capovolte; questo farà sì che la coltura batterica fuoriesca dai pozzetti.</li>
		<li>Immagina la piastra dello sciame subito dopo l'inoculazione, registrandola come il punto temporale 0 h .</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Imaging dello sciame di superficie batterica
<ol><li>Estrarre le piastre dello sciame, una alla volta, dall'incubatrice ogni 12 ore, tenendo la piastra orizzontalmente, e posizionarle nel sistema di imaging del gel (vedere la Tabella dei materiali). NOTA: non lasciare impronte digitali sulla superficie delle piastre; tenere il lato della piastra dello sciame con guanti puliti.</li>
	<li>Selezionare la modalità di imaging del gel ; esporre la piastra dello sciame alla luce bianca; e regola la lunghezza focale per dare la visione più chiara degli sciami. NOTA: utilizzare la stessa lunghezza focale per tutte le piastre di un determinato lotto.</li>
	<li>Migliora la luminosità degli sciami per una chiara osservazione regolando il tempo di esposizione a 300 ms. Regolare la soglia per ridurre al minimo le interferenze provenienti dalla luce di sfondo. NOTA: la soglia viene regolata sull'interfaccia operativa del sistema di imaging del gel. Aumentare i valori a sinistra per ridurre al minimo le interferenze della luce di sfondo; diminuire i valori a destra per migliorare la luminosità degli sciami. In questo protocollo, la regione è solitamente compresa tra 6.000 e 50.000.</li>
	<li>Salvare il file immagine per ulteriori analisi. Registrare il tempo di imaging, il tipo di induttore, l'orientamento del gradiente e le deformazioni in un file .txt .</li>
</ol>5. Quantifica l'area dello sciame utilizzando il software ImageJ
<ol><li>Importare il file immagine acquisito utilizzando il sistema di imaging su gel.</li>
	<li>Impostare la barra di scala utilizzando il software ImageJ e applicarla a tutte le immagini.<ol>
<li>Create un segmento di linea che segni la lunghezza della scheda facendo clic sullo strumento linea.</li>
		<li>Fai clic su Analizza | Imposta scala per aprire la finestra Imposta scala .</li>
		<li>Digitare la lunghezza effettiva in Distanza nota e Unità di lunghezza. NOTA: Poiché in questo lavoro sono state utilizzate piastre di Petri quadrate di 13 x 13 cm, la lunghezza effettiva è "130" e l'unità di lunghezza è "mm".</li>
		<li>Seleziona la casella Globale .</li>
		<li>Inserire una barra di scala facendo clic su Analizza | Strumenti | Barra di scala, digita Larghezza in mm, Altezza in pixel, Dimensione carattere e seleziona Colore, Sfondo e Posizione dal menu a discesa. In alternativa, scegli Testo in grassetto, Nascondi testo, Carattere Serif e Sovrapposizione spuntando le caselle di controllo. NOTA: la scelta di tali parametri è determinata dagli utenti e dalle proprietà delle immagini. In questo protocollo, Larghezza in mm è stata impostata su 25, Altezza in pixel su 20, Dimensione carattere su 80 e la barra della scala è stata posizionata nell'angolo in basso a destra selezionando Posizione | In basso a destra. Altri parametri possono essere scelti dall'utente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fai clic su | processo Ombre per migliorare la nitidezza dell'immagine, in particolare i confini (Figura supplementare S2A). Fai clic su | processo Batch per elaborare le immagini. Nota : lo scopo di questo passaggio è fornire una demarcazione dei limiti più precisa.<ol>
<li>Elaborare un'immagine come riferimento facendo clic su Elabora | Ombre | Sud.</li>
		<li>Fai clic su | processo | batch Macro per aprire la finestra Processo batch . Cerca i seguenti comandi visualizzati nella finestra: run("Sud"); run("Salva"); chiudi();</li>
		<li>Digitare l'indirizzo della cartella delle immagini originali e l'indirizzo del file di output facendo clic su Elabora nella finestra Processo batch . NOTA: si consiglia di esportare le immagini con ombre in un'altra cartella e conservare una copia delle immagini originali.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilizzate lo strumento Bacchetta (traccia) per selezionare gli sciami singolarmente e regolare la tolleranza ( strumento Bacchetta (traccia) con doppio clic) finché la linea generata non si adatta correttamente al limite dello sciame (Figura supplementare S2B). NOTA: per prima cosa, fare clic sullo strumento Bacchetta (traccia) e selezionare uno sciame su un'immagine. Se i limiti non sono stati rappresentati correttamente, fate doppio clic sullo strumento bacchetta (traccia) per aprire le finestre dello strumento bacchetta , in cui è possibile regolare la tolleranza .</li>
	<li>Clicca su Analizza | Misura per esportare il valore dell'area.</li>
	<li>Ripetere i passaggi 5.1.1-5.1.5 fino a quando tutti gli sciami non vengono misurati, salvare i risultati in un file .csv per ulteriori analisi.</li>
</ol>

<ol><li>Morales-Soto, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation%2C+imaging%2C+and+quantification+of+bacterial+surface+motility+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Preparation, imaging, and quantification of bacterial surface motility assays.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (98), e52338(2015).</li>
<li>Kaiser, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+swarming%3A+a+re-examination+of+cell-movement+patterns%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Bacterial swarming: a re-examination of cell-movement patterns.</a> Current Biology. 17 (14), 561-570 (2007).</li>
<li>Mattingly, A. E., Kamatkar, N. G., Morales-Soto, N., Borlee, B. R., Shrout, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+environmental+factors+influence+the+importance+of+the+phosphodiesterase+DipA+upon+Pseudomonas+aeruginosa+swarming%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Multiple environmental factors influence the importance of the phosphodiesterase DipA upon Pseudomonas aeruginosa swarming.</a> Applied and Environmental Microbiology. 84 (7), 02847(2018).</li>
<li>Venieraki, A., Tsalgatidou, P. C., Georgakopoulos, D. G., Dimou, M., Katinakis, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swarming+motility+in+plant-associated+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Hellenic+Plant+Protection+Journal%22%5BJournal%5D)">Swarming motility in plant-associated bacteria.</a> Hellenic Plant Protection Journal. 9 (1), 16-27 (2016).</li>
<li>Jones, H. E., Park, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+medium+composition+on+the+growth+and+swarming+of+Proteus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+General+Microbiology%22%5BJournal%5D)">The influence of medium composition on the growth and swarming of Proteus.</a> Journal of General Microbiology. 47 (3), 369-378 (1967).</li>
<li>Su, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+the+viscosity+of+healthy+and+diseased+human+mucins+on+the+motility+of+Helicobacter+pylori%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+reports%22%5BJournal%5D)">Influence of the viscosity of healthy and diseased human mucins on the motility of Helicobacter pylori.</a> Scientific reports. 8 (1), 9710(2018).</li>
<li>Kearns, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+field+guide+to+bacterial+swarming+motility%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews.+Microbiology%22%5BJournal%5D)">A field guide to bacterial swarming motility.</a> Nature Reviews. Microbiology. 8 (9), 634-644 (2010).</li>
<li>Funfhaus, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swarming+motility+and+biofilm+formation+of+Paenibacillus+larvae%2C+the+etiological+agent+of+American+Foulbrood+of+honey+bees+%28Apis+mellifera%29%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Swarming motility and biofilm formation of Paenibacillus larvae, the etiological agent of American Foulbrood of honey bees (Apis mellifera).</a> Scientific Reports. 8 (1), 8840(2018).</li>
<li>Armbruster, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Testing+the+ability+of+compounds+to+induce+swarming%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Testing the ability of compounds to induce swarming.</a> Methods in Molecular Biology. 2021, 27-34 (2019).</li>
<li>Julkowska, D., Obuchowski, M., Holland, I. B., Seror, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+the+development+of+swarming+communities+of+Bacillus+subtilis+168+and+a+natural+wild+type%3A+critical+effects+of+surfactin+and+the+composition+of+the+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of the development of swarming communities of Bacillus subtilis 168 and a natural wild type: critical effects of surfactin and the composition of the medium.</a> Journal of Bacteriology. 187 (1), 65-76 (2005).</li>
<li>Ingham, C. J., Ben Jacob, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swarming+and+complex+pattern+formation+in+Paenibacillus+vortex+studied+by+imaging+and+tracking+cells%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Swarming and complex pattern formation in Paenibacillus vortex studied by imaging and tracking cells.</a> BMC Microbiology. 8, 36(2008).</li>
<li>Shimada, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dependence+of+local+cell+density+on+concentric+ring+colony+formation+by+bacterial+species+Bacillus+subtilis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Physical+Society+of+Japan%22%5BJournal%5D)">Dependence of local cell density on concentric ring colony formation by bacterial species Bacillus subtilis.</a> Journal of the Physical Society of Japan. 73 (4), 1082-1089 (2004).</li>
<li>Brahmachari, P. V., et al. Quorum sensing regulated swarming motility and migratory behavior in bacteria. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBrahmachari%2C+PV+%22Implication+of+quorum+sensing+system+in+biofilm+formation+and+virulence%22">Implication of quorum sensing system in biofilm formation and virulence</a>. Brahmachari, P. V., et al. , Springer. Singapore. 49-66 (2018).</li>
<li>Lindum, P. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((N-Acyl-L-homoserine+lactone+autoinducers+control+production+of+an+extracellular+lipopeptide+biosurfactant+required+for+swarming+motility+of+Serratia+liquefaciens+MG1%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">N-Acyl-L-homoserine lactone autoinducers control production of an extracellular lipopeptide biosurfactant required for swarming motility of Serratia liquefaciens MG1.</a> Journal of Bacteriology. 180 (23), 6384-6388 (1998).</li>
<li>Wang, W. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+swarming+and+virulence+factor+expression+in+Proteus+mirabilis+by+resveratrol%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Inhibition of swarming and virulence factor expression in Proteus mirabilis by resveratrol.</a> Journal of Medical Microbiology. 55, Pt 10 1313-1321 (2006).</li>
<li>Zahringer, F., Massa, C., Schirmer, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+enzymatic+production+of+the+bacterial+second+messenger+c-di-GMP+by+the+diguanylate+cyclase+YdeH+from+E.+coli%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Biochemistry+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Efficient enzymatic production of the bacterial second messenger c-di-GMP by the diguanylate cyclase YdeH from E. coli.</a> Applied Biochemistry and Biotechnology. 163 (1), 71-79 (2011).</li>
<li>Kuchma, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclic+di-GMP-mediated+repression+of+swarming+motility+by+Pseudomonas+aeruginosa+PA14+requires+the+MotAB+stator%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">Cyclic di-GMP-mediated repression of swarming motility by Pseudomonas aeruginosa PA14 requires the MotAB stator.</a> Journal of Bacteriology. 197 (3), 420-430 (2015).</li>
<li>Heering, J., Alvarado, A., Ringgaard, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+cellular+differentiation+and+single+cell+imaging+of+Vibrio+parahaemolyticus+swimmer+and+swarmer+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Induction of cellular differentiation and single cell imaging of Vibrio parahaemolyticus swimmer and swarmer cells.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (123), e55842(2017).</li>
<li>Bru, J. L., Siryaporn, A., Høyland-Kroghsbo, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-lapse+imaging+of+bacterial+swarms+and+the+collective+stress+response%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Time-lapse imaging of bacterial swarms and the collective stress response.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e60915(2020).</li>
<li>Hölscher, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+spatial+segregation+in+surface+colonizing+microbial+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Monitoring spatial segregation in surface colonizing microbial populations.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54752(2016).</li>
<li>Yeung, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swarming+of+Pseudomonas+aeruginosa+is+controlled+by+a+broad+spectrum+of+transcriptional+regulators%2C+including+MetR%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">Swarming of Pseudomonas aeruginosa is controlled by a broad spectrum of transcriptional regulators, including MetR.</a> Journal of Bacteriology. 191 (18), 5592-5602 (2009).</li>
<li>Delprato, A. M., Samadani, A., Kudrolli, A., Tsimring, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swarming+ring+patterns+in+bacterial+colonies+exposed+to+ultraviolet+radiation%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Review+Letters%22%5BJournal%5D)">Swarming ring patterns in bacterial colonies exposed to ultraviolet radiation.</a> Physical Review Letters. 87 (15), 158102(2001).</li>
<li>Araujo Neto, L. A., Pereira, T. M., Silva, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+behavior%2C+growth%2C+and+swarming+formation+of+Escherichia+coli+and+Staphylococcus+aureus+in+culture+medium+modified+with+silver+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Microbial+Pathogenesis%22%5BJournal%5D)">Evaluation of behavior, growth, and swarming formation of Escherichia coli and Staphylococcus aureus in culture medium modified with silver nanoparticles.</a> Microbial Pathogenesis. 149, 104480(2020).</li>
<li>Kearns, D. B., Losick, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swarming+motility+in+undomesticated+Bacillus+subtilis%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Swarming motility in undomesticated Bacillus subtilis.</a> Molecular Microbiology. 49 (3), 581-590 (2003).</li>
<li>Kearns, D. B., Chu, F., Rudner, R., Losick, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genes+governing+swarming+in+Bacillus+subtilis+and+evidence+for+a+phase+variation+mechanism+controlling+surface+motility%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Genes governing swarming in Bacillus subtilis and evidence for a phase variation mechanism controlling surface motility.</a> Molecular Microbiology. 52 (2), 357-369 (2004).</li>
<li>Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordination+of+swarming+motility%2C+biosurfactant+synthesis%2C+and+biofilm+matrix+exopolysaccharide+production+in+Pseudomonas+aeruginosa%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Coordination of swarming motility, biosurfactant synthesis, and biofilm matrix exopolysaccharide production in Pseudomonas aeruginosa.</a> Applied and Environmental Microbiology. 80 (21), 6724-6732 (2014).</li>
</ol>

Gli autori non hanno conflitti di interesse da divulgare.

Lo studio della motilità dello sciame batterico su piastre a gradiente semisolido può essere un compito impegnativo18,19,20, in quanto coinvolge molteplici fattori come la viscosità del substrato, l'umidità e i componenti medi. Tra questi fattori, la concentrazione di agar svolge un ruolo decisivo nel determinare la reversione microbica alla motilità del nuoto o dello sciame. Man mano che la concentrazione di agar aumenta dallo ...

La motilità dello sciame batterico si riferisce alla migrazione collettiva delle cellule batteriche attraverso la superficie di una sostanza. Oltre alle piastre di agar semisolide appositamente preparate in laboratorio1, questo fenotipo si osserva anche su alcuni substrati molli come tessuti animali2, superfici idratate3 e radici vegetali4. Mentre una superficie semisolida è considerata una delle condizioni fondamentali per lo sciame batterico, alcune specie richiedono anche un mezzo ricco di energia per supportare la loro motilità dello sciame5. La rotazione dei flagelli alimenta sia il nuoto che lo sciame motilità: il nuoto descrive la motilità unicellulare all'interno di un ambiente liquido, mentre lo sciame è il movimento sincrono di una popolazione microbica su superfici semisolide.
La viscosità del substrato influenza la motilità batterica; studi su microbi patogeni, come l'Helicobacter pylori, hanno dimostrato che la motilità del patogeno cambia a seconda della viscosità dello strato di mucina, che è influenzata dall'acidificazione ambientale nell'ospite umano6. Per replicare questi ambienti, studi precedenti che utilizzavano una concentrazione di agar superiore allo 0,3% (p / v) limitano la motilità del nuoto batterico per effettuare un graduale spostamento nello sciame superficiale. L'uso di concentrazioni di agar superiori all'1% (p/v) previene la motilità brulicante di molte specie7. I modelli di colonie formati sulla superficie sono diversi, tra cui mat8 senza caratteristiche, occhio di bue9, dendrites10 e vortex11.
Sebbene la rilevanza di tali modelli rimanga poco chiara, tali modelli sembrano dipendere da segnali ambientali e chimici12. I segnali ambientali coprono diversi aspetti, tra cui temperatura, salinità, luce e pH, mentre i segnali chimici includono la presenza di molecole microbiche di quorum sensing, sottoprodotti biochimici e sostanze nutritive. Molecole di segnalazione con quorum sensing autoinduttore come AHL (N-esanolo-L omoserina lattone) possono avere un impatto sullo sciame superficiale regolando la produzione di tensioattivo13,14. Il resveratrolo, un composto fitoalessico, potrebbe limitare la motilità dello sciame batterico15.
Nel presente lavoro, studiamo l'effetto delle concentrazioni di gradiente di resveratrolo sul ceppo Escherichia coli K12 di tipo selvatico e studiamo la motilità dello sciame inducibile dall'arabinosio delle specie ingegnerizzate E. coli K12-YdeH e Pseudomonas aeruginosa PAO1-YdeH. La produzione dell'enzima YdeH è indotta dall'arabinosio attraverso il promotore araBAD, con conseguente perturbazione cellulare c-di-GMP e influenza la motilità dello sciame batterico16,17. Questo comportamento di sciame inducibile è studiato utilizzando piastre di sciame a gradiente di arabinosio con ceppi di E. coli K12-YdeH e P. aeruginosa PAO1-YdeH.
Le piastre dello sciame gradiente vengono preparate solidificando successivamente il mezzo a doppio strato (Figura 1B). Lo strato inferiore comprende il mezzo aggiunto con l'induttore, versato su un lato di una capsula di Petri appoggiata. Dopo la solidificazione dello strato inferiore, la capsula di Petri viene restituita a una superficie piana, dove lo strato superiore contenente il mezzo senza l'induttore viene aggiunto dall'altro lato della piastra. Dopo che le piastre dello sciame sono state completamente solidificate, i pozzetti di tenuta disposti isometricamente vengono prodotti perforando i fori sulle piastre dello sciame seguendo un layout fisso (Figura 1C) o imprimendo i pozzetti utilizzando un modello stampato in 3D del coperchio della piastra contenente pioli durante il processo di polimerizzazione media (Figura supplementare S1). Un sistema di imaging su gel viene utilizzato per catturare le morfologie dello sciame in diversi punti temporali (Figura 2). L'analisi dello sciame superficiale utilizzando il software ImageJ (Figura supplementare S2) fornisce risultati quantitativi del processo di sciame superficiale (Figura 3).
Pertanto, proponiamo un metodo semplice per testare la motilità dello sciame superficiale all'interno di un intervallo di concentrazione di induttori. Questo metodo può essere utilizzato per testare risposte di concentrazione multiple di altri induttori mescolando l'induttore nel mezzo dello strato inferiore e può essere applicato ad altre specie mobili (ad esempio, Bacillus subtilis, Salmonella enterica, Proteus mirabilis, Yersinia enterocolitica). Questo approccio potrebbe fornire risultati qualitativi e quantitativi affidabili per lo screening di un singolo induttore chimico e possono essere utilizzate piastre separate per valutare più induttori chimici.

<table><tbody><tr><td>Agar</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>V900500</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Ampicillina</td><td>Solarbio</td><td>A8180</td><td>25 g, &ge; 85% (GC)</td></tr><tr><td>Tubo da centrifuga</td><td>Corning</td><td>430790</td><td>15 mL</td></tr><tr><td>Fiala criogenica</td><td>Corning</td><td>430488</td><td>2 mL</td></tr><tr><td>Dimetil solfossido (DMSO)</td><td>Aladino</td><td>D103272</td><td>AR, > 99% (GC)</td></tr><tr><td>L(+)-Arabinosio</td><td>Aladdin</td><td>A106195</td><td>98% (GC), 500 g</td></tr><tr><td>Piastre di Petri</td><td>Bkman</td><td>B-SLPYM90-15</td><td>Piastre di Petri in plastica, circolari, 90 mm x 15 mm</td></tr><tr><td>Resveratrolo</td><td>Aladino</td><td>R107315</td><td>99% (GC), 25 g</td></tr><tr><td>Cloruro di sodio</td><td>Macklin</td><td>S805275</td><td>AR, 99,5% (GC), 500 g</td></tr><tr><td>Piastre di Petri quadrate</td><td>Bkman</td><td>B-SLPYM130F</td><td>Piastre di Petri in plastica, quadrate, 13 mm x 13 mm</td></tr><tr><td>Tryptone</td><td>Thermo Scientific Oxoid</td><td>LP0042</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Estratto di lievito</td><td>Thermo Scientific Oxoid</td><td>LP0021</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Equipments</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Incubatore biochimico</td><td>Blue pard</td><td>LRH-70</td><td></td></tr><tr><td>Tanon 5200multi sistema di imaging</td><td>Tanon</td><td>5200CE</td><td></td></tr><tr><td>Acqua termostatica bagno</td><td>Jinghong</td><td>DK-S28</td><td></td></tr></tbody></table>

quantificazione della motilità dello sciame di superficie batterica su piastre gradienti induttori

Quantifying Bacterial Surface Swarming Motility on Inducer Gradient Plates

La motilità dello sciame batterico è un fenotipo microbiologico comune che le comunità batteriche usano per migrare su superfici semisolide. Nelle indagini sulla motilità dello sciame indotto, la concentrazione specifica di un induttore potrebbe non essere in grado di segnalare eventi che si verificano entro l'intervallo di concentrazione ottimale per suscitare le risposte desiderate da una specie. Le piastre semisolide contenenti concentrazioni multiple sono comunemente usate per studiare la risposta all'interno di un intervallo di concentrazione dell'induttore. Tuttavia, le piastre semisolide separate aumentano le variazioni della viscosità media e del contenuto di umidità all'interno di ciascuna piastra a causa del tempo di solidificazione non uniforme.
Questo documento descrive un metodo in un'unica fase per testare contemporaneamente la motilità dello sciame superficiale su una singola piastra a gradiente, in cui i pozzetti di prova disposti isometricamente consentono l'acquisizione simultanea di risposte multiconcentranti. Nel presente lavoro, lo sciame superficiale di Escherichia coli K12 e Pseudomonas aeruginosa PAO1 è stato valutato in risposta a un gradiente di concentrazione di induttori come il resveratrolo e l'arabinosio. Periodicamente, le morfologie dello sciame sono state fotografate utilizzando un sistema di imaging per catturare l'intero processo di sciame superficiale.
La misurazione quantitativa delle morfologie dello sciame è stata acquisita utilizzando il software ImageJ, fornendo informazioni analizzabili dell'area dello sciame. Questo documento presenta un semplice metodo di piastra a sciame a gradiente che fornisce informazioni qualitative e quantitative sugli effetti degli induttori sullo sciame superficiale, che può essere esteso per studiare gli effetti di altri induttori su una gamma più ampia di specie batteriche mobili.

Il flusso di lavoro costituito dalla preparazione di piastre di sciame gradienti, inoculazione e incubazione è mostrato nella Figura 1B. Per generare piastre nuotate sfumate, il mezzo dello strato inferiore viene versato in piatti appoggiati a ~ 4,3 ° dal piano orizzontale (Figura supplementare S3), seguito dal versamento del mezzo dello strato superiore dopo che lo strato inferiore è stato completamente solidificato. La composizione del mezzo a doppio strato è mostrata nell...

Qui, descriviamo l'uso di piastre a gradiente induttore per valutare la motilità dello sciame batterico ottenendo contemporaneamente risposte di concentrazione multiple.

Quantificazione della motilità dello sciame di superficie batterica su piastre gradienti induttori

Bacterial swarming motility is a common microbiological phenotype that bacterial communities use to migrate over semisolid surfaces. In investigations of ...

Il protocollo tiene traccia simultaneamente delle risposte dello sciame batterico a diverse concentrazioni di induttori su un agar semisolido. Ciò si ottiene in modo economicamente vantaggioso. Questa tecnica di screening ad alto rendimento annulla la necessità di agar con varie concentrazioni di induttori per osservare le risposte microchemiotattiche.La tecnica è progettata per lo screening farmacologico e anche per osservare le risposte SD micropatogene. Inoltre, può essere utilizzato per studiare microrisposte a vari segnali biochimici nell'ospite umano. Questo metodo può fornire informazioni sulla chemiotassi batterica.I batteri risponderanno a varie concentrazioni di attrattivi chimici noti come chemiotassi positiva o repellenti chimici noti come chemiotassi negativa. Un set up accuratamente preparato è essenziale per evitare variazioni tra l'angolo del gel dello strato inferiore per evitare il problema della riproducibilità. Per iniziare, etichettare 13 per 13 centimetri quadrati piastre di Petri con macchie e nomi di induttori.Quindi appoggiare i piatti oltre il bordo dei coperchi. Aggiungere la soluzione di arabinosio al mezzo caldo dello strato inferiore. Aggiungere 40 millilitri di medio strato inferiore caldo.Lasciare indisturbato il mezzo dello strato inferiore scoperto per un'ora all'interno di una cappa a flusso laminare. Una volta che lo strato inferiore è completamente solidificato, rimuovere i coperchi e posare le piastre di Petri all'interno di una cappa a flusso laminare. Aggiungere 40 millilitri di terreno caldo dello strato superiore utilizzando un filtro a pipetta motorizzato.Curare le piastre a doppio strato coperte e indisturbate per un'ora, quindi conservarle a quattro gradi Celsius per 24 ore. Posizionare la carta A4 contrassegnata sotto una piastra sfumata ben solidificata. Spingere il lato più ampio di una punta della pipetta da 100 microlitri nella superficie media semisolida nella posizione contrassegnata e premere la punta della pipetta fino a raggiungere il fondo del mezzo dello strato superiore.Quando la punta tocca il fondo, smettere di applicare qualsiasi forza verticale alla punta e ruotare delicatamente la punta per isolare il contenuto del pozzetto cilindrico. Spostare orizzontalmente la punta della pipetta lungo una piccola distanza per consentire il flusso d'aria nel luogo stretto messo da parte. Premere la punta con l'indice per bloccare il flusso di gas all'interno della punta.Estrarre la punta verticalmente, mantenendo il contenuto del pozzo nella punta mentre la si estrae. Aggiungi 80 microlitri della cultura della crescita notturna in ogni pozzo. Estrarre le piastre dello sciame dall'incubatrice una alla volta ogni 12 ore e inserirle nel sistema di imaging del gel.Selezionare la modalità di imaging su gel, esporre la piastra dello sciame alla luce bianca e regolare la lunghezza focale per ottenere una visione chiara degli sciami. Migliora la luminosità degli sciami per un'osservazione precisa regolando il tempo di esposizione a 300 millisecondi. Regolare la soglia per ridurre al minimo le interferenze provenienti dalla luce di sfondo.Salvare il file immagine per ulteriori analisi. Registrare il tempo di imaging, il tipo di induttore, l'orientamento del gradiente e i ceppi in un file txt. Fare clic su Elabora, quindi su Ombre per migliorare la nitidezza dell'immagine.Fare clic su Processo seguito da Batch per elaborare l'immagine. Quindi elaborare un'immagine come riferimento facendo clic su Elabora, Ombre e Sud. Fare clic su Elabora, Batch, Macro per aprire la finestra Processo batch.Cerca i comandi visualizzati nella finestra. Digitare l'indirizzo della cartella delle immagini originali nell'indirizzo del file di output facendo clic su Elabora nella finestra Processo batch. Utilizzate lo strumento di traccia della bacchetta per selezionare gli sciami singolarmente e fate doppio clic sullo strumento di traccia della bacchetta per regolare la tolleranza fino a quando la linea generata non si adatta correttamente al limite dello sciame.Fare clic su Analizza, quindi su Misura per esportare il valore dell'area. E.coli K12 YdeH è stato testato su piastre a gradiente di arabinosio utilizzate per dimostrare il processo di sciame superficiale con sovrapposizione che si verifica tra pozzi adiacenti. Una piastra con tre pozzetti di prova ha permesso la formazione di confini non sovrapposti.La motilità dello sciame di P.aeruginosa PAO1 YdeH è stata promossa con un aumento della concentrazione di arabinosio dalla concentrazione più bassa, ma gradualmente limitato con concentrazioni più elevate di arabinosio. I ceppi di tipo selvaggio di E.coli K12 testati su piastre a gradiente di resveratrolo entro l'intervallo di concentrazione da zero a 400 microliti hanno mostrato una modesta restrizione della motilità dello sciame con l'aumento della concentrazione di resveratrolo. Le aree dello sciame sono state quantificate dal software ImageJ.La curva dello sciame mostrava le risposte di concentrazione multiple. La parte più cruciale di questa procedura è la produzione di una piastra a sciame a doppio strato con un intervallo di concentrazione specifico di induttori. Questo metodo consente ai ricercatori di studiare lo sciame superficiale indotto all'interno di uno specifico intervallo di concentrazione e di quantificare gli effetti di altri induttori e componenti sullo sciame.

quantifying-bacterial-surface-swarming-motility-on-inducer-gradient

Research

Ricerca

JoVE Journal

Biochemistry

Biochimica

Questo protocollo descrive lo sviluppo di un dispositivo a microfluidi per indagare chemiotassi batterica in gradienti di concentrazione stabile di chemoeffectors.

Un dispositivo a microfluidi per quantificare chemiotassi batterica in gradienti di concentrazione stabile

Fonte: Heering, J., et al. Induzione del differenziamento cellulare e imaging di singole cellule di Vibrio parahaemolyticus Swimmer e Swarmer. J. Vis. Exp. (2017)Questo video dimostra l'induzione della differenziazione delle cellule swarmer in Vibrio parahaemolyticus utilizzando un terreno di agar appositamente preparato. Manipolando i segnali ambientali come l'esaurimento del ferro, l'integrazione di calcio e il contatto con la superficie, i batteri sono stimolati a passare dalla loro forma di...

Induzione del differenziamento di Vibrio parahaemolyticus in cellule Swarmer

Fonte: Morales-Soto, N. et. al., Preparazione, imaging e quantificazione dei saggi di motilità della superficie batterica. J. Vis. Exp. (2015)Questo video mostra un test di sciamatura utilizzando batteri che esprimono la proteina fluorescente verde per osservare la motilità superficiale sull'agar molle. L'imaging time-lapse cattura l'espansione coordinata e la formazione dei viticci, evidenziando la motilità della superficie batterica.

Saggio di sciamatura per la visualizzazione della motilità della superficie batterica

Fonte: Guo, S., et al. Quantificazione della motilità della sciamatura batterica superficiale su piastre a gradiente induttore. J. Vis. Exp. (2022).Questo video mostra l'uso di una piastra a sciame a gradiente a doppio strato per studiare il comportamento della sciamatura batterica al variare delle concentrazioni di inibitori. Una piastra con un inibitore che forma gradiente nello strato inferiore viene inoculata con batteri e incubata. Le immagini vengono acquisite a intervalli regolari per...

Valutazione dello sciame batterico utilizzando una piastra inibitrice del gradiente

Fonte: Scheidweiler, D., et al. Combinare dispositivi fluidici con microscopia e citometria di flusso per studiare il trasporto microbico in mezzi porosi su scale spaziali. J. Vis. Esp. (2020).Questo video dimostra l'uso di un dispositivo microfluidico per quantificare la motilità batterica attraverso una matrice porosa composta da pilastri disposti casualmente. Batteri marcati con fluorescenze vengono introdotti nel dispositivo, fotografiati tramite microscopia mentre si muovono attraverso la...

Valutazione della motilità batterica tramite un dispositivo microfluidico

La motilità della sciamatura è influenzata da fattori fisici e ambientali. Descriviamo un protocollo in due fasi e linee guida per aggirare le sfide comunemente associate alla preparazione del saggio a sciame e alla raccolta dei dati. Una tecnica di imaging macroscopico viene impiegata per ottenere informazioni dettagliate sul comportamento dello sciame che non sono fornite dalle attuali tecniche di analisi.

Preparazione, Imaging, e la quantificazione di Surface batterica motilità Assays

Il ruolo di assortimento (segregazione spaziale) in scenari evolutivi può essere esaminato utilizzando semplici sistemi microbici in laboratorio che permettono la regolazione della distribuzione spaziale controllato. Modificando la densità cellulare fondatore, vari livelli di assortimento possono essere visualizzati utilizzando ceppi batterici fluorescente nei biofilm colonie di Bacillus subtilis.

Il monitoraggio spaziale segregazione in superficie Colonizzare microbiche Popolazioni

Questo protocollo consente la microscopia a cellule singole del nuotatore diverso Vibrio parahaemolyticus e delle cellule swarmer. Il metodo produce una popolazione di cellule swarmer facilmente accessibili per l'analisi delle cellule singole e copre la preparazione delle colture cellulari, l'induzione della differenziazione swarmer, la preparazione del campione e l'analisi delle immagini.

Induzione della differenziazione cellulare e dell&#39;immagine delle cellule singole di<em&gt; Vibrio parahaemolyticus</em&gt; Nuotatore e cellule Swarmer

Dettagliamo un metodo semplice per produrre filmati time-lapse ad alta risoluzione di sciami di Pseudomonas aeruginosa che rispondono a batteriofa (fago) e stress antibiotico utilizzando uno scanner di documenti piatti. Questa procedura è un metodo semplice e veloce per monitorare le dinamiche dello sciame e può essere adattata per studiare la motilità e la crescita di altre specie batteriche.

L'imaging time-lapse di sciami batterici e la risposta allo stress collettivo

Molti batteri usano la motilità guidata dalla flagella per navigare nel loro ambiente e colonizzare un ambiente favorevole sia individualmente che collettivamente. Qui è dimostrato l'uso di tre metodi consolidati che sfruttano la motilità come strumento di selezione per identificare componenti / percorsi che contribuiscono al nuoto e alla motilità brulicante.

Investigare la motilità guidata dalla Flagella in Escherichia coli applicando tre tecniche consolidate in una serie

Questo protocollo presenta un metodo rapido ed efficiente per identificare i fattori genetici coinvolti in vari tipi di motilità in Pseudomonas aeruginosa.

Metodo ad alto rendimento per l'osservazione dei fenotipi di motilità in Pseudomonas aeruginosa

Scopri come quantificare la motilità dello sciame batterico su piastre gradienti induttori. Questo metodo ad alto rendimento consente di studiare la chemotassi e screening farmacologico in modo economico.

Quantificazione della motilità dello sciame di superficie batterica su piastre gradienti induttori

Esplora altri video