Name: Campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia del ratto cosciente (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 52 s
Description: Impara un metodo efficiente per il campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia nel ratto cosciente. Questa tecnica permette raccolte multiple senza anestesia, garantendo campioni di alta qualità per studi farmacocinetici e tossicocinetici.

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Questa ricerca è stata finanziata dal Guangdong Provincial Key Laboratory of Drug Non-clinical Evaluation and Research (No.2018B030323024) e dal Key Program "New Drug Creation" del Guangdong Key Research and Development Plan (No.2019B020202001), Guangzhou Fundamental and Application Foundation Research Project (No.202002030249 e No.202002030156).

Tutti gli esperimenti sugli animali descritti sono stati approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) del Guangdong Lewwin Pharmaceutical Research Institute Co., Ltd. Per gli esperimenti sono stati utilizzati ratti maschi e femmine di Sprague Dawley (SD), ~ 6-11 settimane. I ratti sono stati allevati seguendo le linee guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio13.
1. Preparazione degli animali
NOTA: Tutti i ratti SD utilizzati in questo studio erano svegli e non sono stati anestetizzati / eutanasiati. È necessaria l'abilità di gestire la contenzione afferrando la pelle sul dorso dell'animale.
<ol><li>Trova il punto più basso della fossa triangolare succlavia tra il collo e l'arto anteriore in un ratto. Spostarsi ~2-3 mm verso la testa e raggiungere il punto dell'ago nel sito di raccolta del sangue (Figura 1). Rimuovere i capelli usando un rasoio elettrico. NOTA: A seconda delle esigenze sperimentali, possono essere necessari siero o plasma. Il plasma è preso come esempio in questo protocollo e non influenzerà l'operazione di raccolta del sangue.</li>
	<li>Preparare tamponi di cotone macchiati con alcool al 75% per pulire e disinfettare e tamponi di cotone asciutti per pulire.</li>
</ol>2. Prelievo di sangue
NOTA: Almeno 2 persone, entrambe esperte nella raccolta del sangue e nelle tecniche di contenzione dei ratti, devono eseguire questi passaggi.
<ol><li>Afferrare la pelle sulla parte posteriore del collo con una mano per mantenere la testa, il collo e il seno del ratto in posizione verticale ed esporre il sito di iniezione (Video 1). Raddrizzare l'arto anteriore sul lato del sito di iniezione per mantenere il suo livello.</li>
	<li>Tenere la siringa parallela alla testa del ratto con l'altra mano e inclinare la siringa verso l'esterno di 5°-10° in modo che la punta sia inclinata verso la direzione ventrale.</li>
	<li>Inserire l'ago completamente nella cavità anteriore. Tirare indietro la siringa per mantenere la pressione negativa all'interno del tubo.</li>
	<li>Spostare lentamente l'ago da profondo a poco profondo e risalire lo stesso percorso. Quando il sangue è entrato nell'ago della siringa, fissare la posizione dell'ago (Video 2). NOTA: Il sangue verrà quindi riempito a velocità costante nella siringa, come mostrato nella Figura 2A (vista frontale) e nella Figura 2B (vista laterale).</li>
	<li>Monitorare la quantità massima di sangue in conformità con gli standard stabiliti dal comitato per la cura e l'uso degli animali dell'istituzione. Questo dipende dal peso e dalla salute dell'animale. In assenza di altri requisiti, non rimuovere più del 20% del volume totale del sangue dell'animale entro 24 ore, il che richiede ~ 3 settimane di recupero14.</li>
	<li>Quando viene raccolto un campione di sangue sufficiente, prelevare immediatamente la siringa e prepararsi per il trattamento del sangue (fase 3).</li>
	<li>Pressurizzare il sito di iniezione del ratto per ~ 1-2 minuti per fermare l'emorragia. Poiché il sito di raccolta si trova nella parte inferiore del collo, pizzicare la pelle della vena succlavia per fermare l'emorragia premendo su di essa (Figura 3). NOTA: Il sangue può essere raccolto alternativamente dalla vena succlavia bilaterale quando è necessaria una raccolta ripetuta del sangue.</li>
	<li>Riporta il topo nella gabbia e osserva le sue condizioni.</li>
</ol>3. Elaborazione del campione di sangue
<ol><li>Rimuovere l'ago dalla siringa e gettarlo nel contenitore per utensili affilato. Trasferire lentamente il sangue dalla siringa a un tubo da 1,5 ml. Premere la siringa contro il muro per evitare la formazione di bolle, se presenti. NOTA: Poiché la pressione può causare la rottura dei globuli rossi, rimuovere l'ago per prevenire l'emolisi14.</li>
	<li>Coprire il tubo della microcentrifuga, sfiorarlo delicatamente e capovolgerlo almeno cinque volte per mescolare accuratamente il sangue con l'anticoagulante.</li>
	<li>Centrifugare l'intero campione di sangue a 2000 x g per ~10-15 minuti a temperatura ambiente entro 120 minuti dopo aver raccolto il plasma.</li>
	<li>Utilizzare una pistola per pipette (vedere la tabella dei materiali) per trasferire il plasma superiore in una provetta vuota per microcentrifuga. Non toccare la testina della pipetta con il sangue intero inferiore. Smaltire o centrifugare nuovamente il plasma contaminato dai globuli rossi.</li>
	<li>Utilizzare immediatamente i campioni o conservarli a -30 °C. NOTA: Le caratteristiche del farmaco determinano il tempo di conservazione. I campioni di plasma ottenuti dalla vena succlavia sono traslucidi e giallo chiaro. L'emolisi può trasformare il plasma in rosso.</li>
</ol>

<ol><li>Shravya, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((International+conference+on+harmonization+of+technical+requirements+for+registration+of+pharmaceuticals+for+human+use.+ICH+M2+EWG%5BTitle%5D)+AND+%22Electronic+common+technical+document%22%5BJournal%5D)">International conference on harmonization of technical requirements for registration of pharmaceuticals for human use. ICH M2 EWG.</a> Electronic common technical document. , (2014).</li>
<li>Tan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTan%2C+Y+%22The+China+Food+and+Drug+Administration+%28CFDA%29%22">The China Food and Drug Administration (CFDA)</a>. , Springer International Publishing. (2015).</li>
<li>McGuill, M. W., Andrew, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+effects+of+blood+loss%3A+Implications+for+sampling+volumes+and+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Biological effects of blood loss: Implications for sampling volumes and techniques.</a> ILAR Journal. 31 (4), 5-20 (1989).</li>
<li>Aguilar-Mariscal, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oral+pharmacokinetics+of+meloxicam+in+the+rat+using+a+high-performance+liquid+chromatography+method+in+micro-whole-blood+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+and+Findings+in+Experimental+and+Clinical+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Oral pharmacokinetics of meloxicam in the rat using a high-performance liquid chromatography method in micro-whole-blood samples.</a> Methods and Findings in Experimental and Clinical Pharmacology. 29 (9), 587-592 (2007).</li>
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<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+blood+collection+from+tail+vein+of+non-anesthetized+rats+with+a+vacuum+blood+collection+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), e55852(2017).</li>
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<li>Itziar, F., Arantza, P., Nahia, D., Virginia, P., Juan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+biochemistry+parameters+in+C57BL%2F6J+mice+after+blood+collection+from+the+submandibular+vein+and+retroorbital+plexus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Clinical biochemistry parameters in C57BL/6J mice after blood collection from the submandibular vein and retroorbital plexus.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 49 (2), 202-206 (2010).</li>
<li>Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sublingual+and+submandibular+blood+collection+in+mice%3A+A+comparison+of+effects+on+body+weight%2C+food+consumption+and+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Sublingual and submandibular blood collection in mice: A comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage.</a> Laboratory Animals. 44 (4), 352-358 (2010).</li>
<li>Wren-Dail, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+isoflurane+anesthesia+on+circadian+metabolism+and+physiology+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Medicine%22%5BJournal%5D)">Effect of isoflurane anesthesia on circadian metabolism and physiology in rats.</a> Comparative Medicine. 67 (2), 138-146 (2017).</li>
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<li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (99), e52766(2015).</li>
<li>Diehl, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li>
<li>Casal, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+and+physiological+methods+of+evaluating+median+nerve+regeneration+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Functional and physiological methods of evaluating median nerve regeneration in the rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (158), e59767(2020).</li>
</ol>

Limei Wang, Jianmin Guo, Xiaoman Zhong, Yali Sheng, Qiwen Lai, Hui Song e Wei Yang hanno un interesse finanziario nel Guangdong Lewwin Pharmaceutical Research Institute Co., Ltd, che, tuttavia, non ha supportato questo lavoro. Gli altri autori non dichiarano interessi concorrenti.

Ci sono alcuni benefici della raccolta di sangue dalle vene succlavia. (1) Poiché il sito della raccolta del sangue è facilmente dissociato e il plesso venoso non è regolare a causa delle diverse posture dei ratti, il metodo descritto può facilmente localizzare la posizione del plesso venoso mantenendo le posture stabili e confortevoli dei ratti. (2) L'operazione è facile e favorevole al rapido sviluppo delle capacità dei tecnici e meno dolore per gli animali. (3) Una modalità operativa per rendere l'animale confortevole...

Secondo le linee guida 1 della Conferenza internazionale sull'armonizzazione dei requisiti tecnici per la registrazione dei prodotti farmaceutici per uso umano (ICH)e le linee guida 2 della National Medical Products Administration (NMPA), il numero di punti temporali di raccolta del sangue dei ratti nello studio tossicocinetico (TK) deve soddisfare i requisiti della valutazione dinamica dell'esposizione ai farmaci. Il volume totale approssimativo del sangue di un ratto è 55-70 ml / kg di peso corporeo3. I punti temporali di raccolta sono generalmente intensi entro 30 minuti dopo la somministrazione e diminuiscono dopo, e più di dieci campioni di sangue devono essere raccolti entro 48 ore nei test di routine4. Ad esempio, i campioni di sangue vengono raccolti in 12 punti temporali (0 min, 5 min, 10 min, 15 min, 30 min, 45 min, 1 h, 2 h, 3 h, 4 h, 8 h e 12 h) nello studio TK di farmaci somministrati per via orale. I ricercatori devono raccogliere ripetutamente 200-250 μL di sangue nei ratti per ottenere plasma di alta qualità per il test TK5.
I siti di raccolta del sangue nei ratti includono vasi sanguigni della coda, vena del plesso retro-orbitale, vena sottomandibolare, cuore, aorta addominale6 e così via. Tra questi, la raccolta del sangue dalla vena caudale dei ratti è un metodo frequentemente usato, che richiede operatori esperti e qualificati 7,8. Raccogliere il sangue dalla vena del plesso retro-orbitale è meno complicato; Tuttavia, questo metodo non è raccomandato in quanto può danneggiare la vista dei ratti9 e il sangue dal cuore e dall'aorta addominale è appropriato solo per il prelievo di sangue finale10. Un altro metodo di raccolta del sangue dalla vena sottomandibolare in un ratto cosciente ha dimostrato di provocare più complicazioni e ha rivelato una qualità del campione di sangue insufficiente11. Pertanto, i ricercatori possono anestetizzare l'animale per ridurre la difficoltà di campionamento. Tuttavia, l'anestesia aumenta anche il costo dell'esperimento e, cosa più grave, influenzerà lo stato metabolico dei ratti12. Il presente protocollo utilizza un metodo rapido e semplice di raccolta del sangue nelle vene succlavia dei ratti senza anestesia, consentendo un posizionamento accurato e una raccolta bilaterale alternata del sangue per ottenere campioni di alta qualità in modo tempestivo e ripetuto.

<table><tbody><tr><td>Siringa da 1,0 ml (con ago, 26 G, 0,45 mm x 15,5 mm)</td><td>Jiangxi Hongda Medical Equipment Group LTD.(Nanchang, provincia di Jiangxi, Cina)</td><td>20210629</td><td></td></tr><tr><td>alcol al 75%</td><td>Shandong Lierkang Medical Technology Co., Ltd. (Dezhou, provincia di Shandong, Cina)</td><td>210717</td><td></td></tr><tr><td>Fonte animale</td><td>Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd.</td><td>grado: SPF</td><td>numero di licenza per la produzione di animali da laboratorio: SCXK (Hunan) 2019-0004, numero di certificato di qualità per animali da laboratorio: 4307272101972847</td></tr><tr><td>Batuffolo di cotone</td><td>Caoxian Hualu Sanitary Materials Co., Ltd. (Heze, provincia di Shandong, Cina)</td><td>20210301</td><td>Deve essere sterilizzato.</td></tr><tr><td>Rasoio elettrico</td><td>Shenzhen Codos Electric Appliance Co., Ltd.(Shenzhen, provincia del Guangdong, Cina)</td><td>CP-6800</td><td></td></tr><tr><td>tubo EP, 1,5 mL</td><td>Genetimes ExCell Technology,Inc.(Shanghai, Cina)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Eparina sodica (2 mL:12500 UI)</td><td>Tianjin biochem pharmaceutical Co.,Ltd(Tianjing, Cina)</td><td>51200702</td><td>Preparare 1250 UI/mL di soluzione di eparina sodica. Aggiungere in anticipo la soluzione di eparina sodica nella provetta EP e distribuirla uniformemente sulla parete della provetta EP e asciugarla a 60 gradi; C per l'uso.</td></tr><tr><td>Labtip (intervallo di volume 5-200 &mu; L)</td> <td>Thermo Fisher Scientific Oy 94300120</td><td></td><td></td></tr><tr><td>centrifuga refrigerata a bassa velocità</td><td>Hunan Xiangyi Laboratory Instrument Development Co., Ltd. (Changsha, provincia di Hunan, Cina)</td> <td>L535R</td><td></td></tr><tr><td>Pistola per pipette (20-200 &mu; L)</td> <td>MARCA</td><td>12N92305</td><td></td></tr><tr><td>Ratti (SD)</td> <td>Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd. (Changsha, provincia di Hunan, Cina)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Contenitore per attrezzi affilato</td><td>Taizhou Huangyan Yikang Plastic Factory (Taizhou, provincia di Zhejiang, Cina)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Collirio</td><td></td><td></td><td>Questo reagente non è una merce e il produttore ne richiede il test. Nel principio di riservatezza, il produttore e il modello non possono essere forniti.</td></tr></tbody></table>

campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia del ratto cosciente

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

I ratti sono ampiamente utilizzati negli studi di farmacocinetica (PK) e tossicocinetica (TK) che devono raccogliere una certa quantità di sangue in punti temporali specifici per rilevare l'esposizione al farmaco. Il metodo di prelievo del sangue di ratto determina la qualità del plasma e influisce ulteriormente sulla precisione dei risultati del test. Il metodo di raccolta del sangue della vena succlavia descritto in questo protocollo raccoglie ripetutamente campioni di sangue nello stato di coscienza degli animali per soddisfare le esigenze dei test PK e TK. Le abilità di gestione della contenzione e la procedura appropriata di incisione dell'ago assicurano il tasso di successo della raccolta del sangue. È facile da usare, garantendo allo stesso tempo la qualità del plasma e allo stesso tempo il benessere degli animali. Tuttavia, questo metodo richiede un'operazione esperta e uno improprio può causare debolezza, dolore, zoppia e persino mortalità degli animali. L'attuale metodo è stato utilizzato nella struttura di test per uno studio di tossicità orale di 4 settimane in ratti Sprague Dawley (SD) con TK. La quantità massima di sangue raccolta entro 24 ore non ha superato il 20% del sangue totale dell'animale. Il peso corporeo degli animali era superiore a 200 g per maschi e femmine. I dati hanno mostrato che il peso corporeo degli animali aumentava costantemente ogni settimana e l'osservazione clinica era normale dopo la raccolta ripetitiva dei campioni.

I buoni campioni di plasma della vena succlavia erano traslucidi di colore giallo pallido (Figura 4, il tubo sinistro). La raccolta o la manipolazione impropria del sangue ha provocato l'emolisi (Figura 4, il tubo destro).
I dati della struttura di test hanno mostrato che in uno studio di tossicità orale di 4 settimane di un collirio in ratti SD con TK, i campioni di sangue sono stati raccolti due volte in 9 punti temporali (0 h, 0,16...

Il presente protocollo descrive un metodo semplice ed efficiente per raccogliere il sangue dalla vena succlavia nei ratti. Consente un campionamento rapido, tempestivo e facilmente identificabile senza anestesia e ottiene sangue di alta qualità attraverso la raccolta ripetitiva dei campioni.

Campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia del ratto cosciente

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

Negli studi di farmacocinetica e tossicocinetica, abbiamo bisogno di raccogliere una certa quantità di sangue in momenti specifici nei ratti per rilevare l'esposizione al farmaco. Questo studio descrive un metodo semplice ed efficiente per raccogliere il sangue dalla vena succlavia nei ratti in questo protocollo. Questa tecnica consente un campionamento ripetuto, tempestivo e facilmente identificabile senza anestesia e ottiene sangue di alta qualità attraverso la raccolta ripetitiva di campioni.Dovresti conoscere l'anatomia della vena succlavia, la contenzione dei ratti e la punta dell'ago. Il metodo è rischioso e richiede un professionista qualificato. Per iniziare, trova il punto più basso della fossa triangolare succlavia tra il collo e l'arto anteriore in un ratto.Spostarsi di circa due o tre millimetri verso la testa e raggiungere il punto dell'ago nel sito di raccolta del sangue. Rimuovere i capelli usando un rasoio elettrico. Per mantenere la testa, il collo e il seno del ratto in posizione verticale, afferrare la pelle sulla parte posteriore del collo con una mano ed esporre il sito di iniezione.Raddrizzare l'arto anteriore sul lato del sito di iniezione per mantenere il su

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I campioni di sangue sono utili per valutare i biomarcatori degli stati fisiologici o della malattia in vivo. Qui descriviamo la metodologia per campionare il sangue dalla vena laterale della coda nel ratto. Questo metodo fornisce campioni rapidi con dolore e invasività minimi.

Prelievo di sangue dalla vena della coda laterale del Topo

Qui, descriviamo un metodo di prelievo di sangue della vena della coda semplice in ratti anestetizzati con non utilizzando un sistema di tubo di aspirazione. Questo metodo riduce il rischio di esposizione diretta al sangue e semplifica prendendo campioni multipli da un singolo prelievo venoso.

Ripetuto il prelievo di sangue dalla vena di coda dei ratti Non anestetizzati con un sistema di raccolta di sangue sotto vuoto

Qui, presentiamo un protocollo per raccogliere campioni di sangue dalla vena succlavia del ratto.

Puntura della vena succlavia come metodo alternativo di raccolta del campione di sangue in ratti

Tecniche microchirurgiche dettagliate sono dimostrate per stabilire un modello di ratto di cannulazione della vena giugulare a lungo termine per la raccolta sequenziale del sangue nello stesso animale. I parametri fisiologici ed ematologici sono stati monitorati durante la fase di recupero del ratto. Questo modello è stato applicato per studiare la farmacocinetica del polifenolo somministrato per via orale senza indurre stress animale.

Abilità microchirurgiche di stabilire la cannulazione permanente della vena giugulare nei ratti per il campionamento seriale del sangue del farmaco somministrato per via orale

Il protocollo mostra ripetute raccolte di liquido cerebrospinale e sangue da ratti epilettici eseguite in parallelo con il monitoraggio continuo del video-elettroencefalogramma (EEG). Questi sono fondamentali per esplorare i possibili collegamenti tra i cambiamenti in varie molecole del fluido corporeo e l'attività convulsiva.

Campionamento del liquido cerebrospinale e del sangue dalla vena caudale laterale nei ratti durante le registrazioni EEG

Qui presentiamo una combinazione di efficaci metodi di restrizione dei ratti e puntura della vena succlavia che consentono una raccolta di sangue rapida, sicura e ripetuta nei ratti senza anestesia.

Prelievo di sangue della vena succlavia nei ratti coscienti

Il iperinsulinemico-euglicemico pinza è il "gold standard" per la valutazione dell'azione dell'insulina. L'insulina è infusa a velocità costante stimolo del glucosio. La quantità di glucosio esogeno infusa per contrastare questo calo è indice di sensibilità all'insulina. Ecco la procedura viene eseguita su un consapevole, ratto sfrenato.

Iperinsulinemico-euglicemico pinza nei topi

Cateterismo cronico dei vasi sanguigni nel ratto è spesso necessaria per la somministrazione di sostanze, ottenere campione di sangue per un periodo di tempo o per le misure dirette consapevole della pressione arteriosa. Cateterismo arterioso femorale di ratto e le corrispondenti misure della pressione arteriosa nell'animale cosciente sarà dimostrato.

Femorale cateterismo arterioso e venoso per il campionamento del sangue, Drug Administration e pressione sanguigna consapevole e misure di frequenza cardiaca

Gli accessi vascolari per misurare l'emodinamica, fornire fluidi ed eseguire prelievi di sangue sono importanti per qualsiasi studio su piccoli modelli animali. Presentiamo una tecnica per l'impianto di cateteri nell'arteria carotide e nella vena giugulare comune in un ratto anestetizzato per il collegamento a un sistema per eseguire monitoraggio, infusioni e campionamento.

Cateterismo dell&#39;arteria carotide e giugulare Vena di eseguire misure emodinamiche, Infusi e campionamento del sangue in un modello di ratto cosciente

Le applicazioni pratiche e le prestazioni dei metodi per la generazione di campioni di tessuto rappresentativo di porcini modelli animali per un ampio spettro di analisi a valle nella biobanca progetti sono dimostrati, tra cui volumetria, campionamento casuale sistematico, e trattamento differenziale dei campioni di tessuto per i tipi di analisi qualitative e quantitative morfologiche e molecolari.

Strategie di campionamento e trattamento dei campioni di tessuto Biobank Porcine modelli biomedicale

Impara un metodo efficiente per il campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia nel ratto cosciente. Questa tecnica permette raccolte multiple senza anestesia, garantendo campioni di alta qualità per studi farmacocinetici e tossicocinetici.

Campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia del ratto cosciente

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