Name: Lesione da congelamento nel muscolo massetere del topo per stabilire un modello di fibrosi muscolare orofacciale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 33 s
Description: Scopri come stabilire un modello di lesione da congelamento nel muscolo massetere del topo per studiare la fibrosi muscolare orofacciale. Questo metodo consente di confrontare la rigenerazione con il muscolo tibiale anteriore.

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Questo studio è stato supportato da sovvenzioni del Comitato provinciale per la salute e il benessere del Sichuan (numero di sovvenzione: 21PJ063) e della National Natural Science Foundation of China (numero di sovvenzione: 82001031).

Tutte le procedure sugli animali in questo studio sono state esaminate e approvate dal Comitato Etico della West China School of Stomatology, Sichuan University (WCHSIRB-D-2020-114). I topi maschi C57BL/6 (5 settimane di età) sono stati allevati in una struttura a umidità controllata (53 ± 2%) e a temperatura controllata (23 ± 2 °C) e hanno seguito un ciclo luce/buio di 12 ore. Vedere la Tabella dei materiali per i dettagli relativi a tutti i materiali, reagenti e strumenti utilizzati in questo protocollo.
1. Lesione da congelamento
<ol><li>Anestesia: sedare i topi con batuffoli di cotone imbevuti di isoflurano e iniettare tiletamina-zolazepam per via intraperitoneale alla dose di 50 mg/kg. L'analgesia pre e post-operatoria è stata fornita mediante iniezione intraperitoneale di meloxicam alla dose di 1 mg/kg. Proteggi i loro occhi con un unguento veterinario. Durante l'intera procedura è stato posizionato un termoforo mantenuto a 38 °C sotto il telo chirurgico per fornire supporto termico all'animale. Fissare i topi con del nastro adesivo dopo averli appoggiati su un fianco su un tavolo chirurgico (Figura 1). Valutare la sufficienza dell'anestesia in base alla perdita del riflesso palpebrale, del riflesso raddrizzante e del riflesso di ritiro del pedale. NOTA: Quando si applica l'anestesia isofluorane, tenere il mouse in una mano e il batuffolo di cotone imbevuto di isofluorano nell'altra. Assicurati di tenere il batuffolo di cotone a distanza dall'animale per evitare disagio e irritazioni cutanee.</li>
	<li>Depilazione preoperatoria: utilizzare un rasoio elettrico per radere i peli del polpaccio e del viso del topo e applicare la pasta depilatoria con un batuffolo di cotone sulla pelle, coprendo il muscolo massetere e il muscolo tibiale anteriore. Dopo 1-2 minuti, lavare via la pasta con una salvietta chirurgica a base di etanolo (Figura 2A e Figura 2G). I siti chirurgici sono stati disinfettati con tre cicli di scrub a base di iodio ed etanolo al 75%. NOTA: Il rasoio elettrico da solo non era sufficiente per la depilazione, soprattutto nella zona del massetere. Quando si applica la pasta depilatoria, è importante non utilizzare una pasta eccessiva. Strofinare delicatamente la pelle quando si lava via la pasta per evitare ustioni cutanee.</li>
	<li>Esposizione al campo chirurgico: coprire con teli chirurgici prima della procedura chirurgica. Per il muscolo MAS, palpare prima lungo il bordo inferiore della mandibola. A 5 mm dal bordo, praticare un'incisione di 7 mm lungo la linea che collega la commessura orale al trago (la linea tratteggiata indica la posizione dell'incisione nella Figura 2B).</li>
	<li>Per il muscolo TA, palpare prima lungo il polpaccio per individuare il bordo anteriore dell'osso della tibia. Tagliare 2 mm posteriormente al bordo attraverso la pelle con un bisturi, partendo dal ginocchio e terminando alla caviglia (la linea tratteggiata indica la posizione dell'incisione nella Figura 2H). Per ogni topo, se il MAS e il muscolo TA sul lato sinistro sono feriti, utilizzare l'altro muscolo sul lato controlaterale come controllo. NOTA: Questo taglio è molto superficiale per garantire che i muscoli non vengano feriti durante l'incisione. L'incisione sul viso non deve essere troppo vicina al trago. In caso contrario, la ghiandola parotide sarà esposta, portando a un sanguinamento eccessivo durante il successivo processo di congelamento.</li>
	<li>Congelamento del ghiaccio secco: Tenere un pezzo di ghiaccio secco con una pinza preraffreddata lungo gli assi lunghi dei muscoli MAS e TA (Figura 2C e Figura 2I, rispettivamente). Posizionare il ghiaccio secco direttamente sulla superficie del muscolo per 5 s. Confermare che il muscolo appaia rigido e bianco pallido subito dopo aver rimosso il ghiaccio secco (Figura 2D e Figura 2J) ma che ritorni al suo colore e consistenza normali entro 22-25 s, in modo simile al muscolo adiacente illeso (Figura 2E e Figura 2K). NOTA: Le pinze che trattengono il ghiaccio secco devono essere preraffreddate per evitare una rapida sublimazione del ghiaccio secco. Un timer è obbligatorio per condurre la lesione da congelamento di 5 s e contare il tempo di recupero di 22-25 s del muscolo. Qualsiasi muscolo con tempo di recupero inferiore a 22 s o superiore a 25 s deve essere abbandonato. Questo passaggio richiede pratica.</li>
	<li>Chiusura della ferita: dopo il recupero totale del muscolo, chiudere la ferita cutanea con almeno tre punti di sutura 7-0 (Figura 2F e Figura 2L).</li>
	<li>Rianimazione: Quando la sutura è completa, posizionare i topi nella gabbia con supporto termico e monitorarli continuamente fino a quando tutti i riflessi di raddrizzamento non sono stati recuperati.</li>
</ol>2. Raccolta muscolare
<ol><li>Eutanasia dei topi con un sovradosaggio di isoflurano, seguito da lussazione cervicale. Prelevare i muscoli MAS e TA su entrambi i lati per l'analisi istologica.</li>
	<li>Dissezione muscolare MAS: Tagliare la pelle sul viso del topo e rimuovere la ghiandola parotide per esporre la parte posteriore del muscolo MAS. Sezionare la MAS dal suo attacco anteriore fino al suo attacco posteriore sulla mandibola. L'area tratteggiata bianca indica la parte esposta della MAS (Figura 3A). NOTA: Il muscolo MAS è composto da compartimenti profondi e superficiali, entrambi strettamente attaccati alla superficie della mandibola. Assicurarsi di premere le forbici sulla mandibola durante la dissezione per garantire il completo isolamento della MAS. Attenzione a distinguere lo zigomatico-mandibolare dalla MAS per i suoi confini tra lo zigomatico e la mandibola.</li>
	<li>Dissezione muscolare TA: Tagliare la pelle dalla caviglia al ginocchio e rimuovere la fascia per esporre il muscolo TA. Usa la punta della pinza per microdissezione per isolare il tendine dell'AT e fallo scorrere fino al ginocchio per rompere le fibre che si attaccano alla tibia. Quindi, tagliare il tendine della caviglia (Figura 3B). NOTA: Per il muscolo TA, ci sono alcuni tendini muscolari attorno alla caviglia del topo; ci vorrebbe pratica per discernere il tendine di TA, che è il più grande e il più vicino alla tibia.</li>
	<li>Preraffreddamento isopentano: Preparare due barili isolanti; Riempi la botte piccola con isopentano e la botte grande con azoto liquido. Posizionare il fusto piccolo all'interno del fusto grande 10 minuti prima della dissezione muscolare (Figura 3D).</li>
	<li>Preparazione dello stampo per l'incorporamento: creare uno stampo cilindrico di carta stagnola per ogni campione e riempirlo con un composto per la temperatura di taglio ottimale (OCT).</li>
	<li>Fresco congelato: immergere il muscolo nell'OCT, tenendolo perpendicolare al composto OCT (Figura 3C). Utilizzare un portaaghi per trasferire lo stampo nell'isopentano preraffreddato. Attendere 40 s affinché l'OCT diventi bianco e solido (Figura 3D). NOTA: Assicurarsi che la posizione dello stampo non sia troppo bassa. In caso contrario, l'isopentano si mescolerà con l'OCT e comprometterà il processo di congelamento muscolare. Il livello di OCT nello stampo dovrebbe essere paragonabile all'altezza del campione muscolare. Evitare una quantità eccessiva di OCT per garantire un congelamento rapido ed efficiente.</li>
	<li>Conservazione dei campioni: Conservare i campioni di muscolo freschi congelati in piastre a 24 pozzetti chiaramente etichettate. Sezionare immediatamente i campioni o conservarli a -80 °C per un uso a lungo termine.</li>
</ol>3. Analisi istologica
<ol><li>Utilizzare un criostato per tagliare sezioni spesse 10 μm dal campione muscolare su vetrini trattati in superficie.</li>
	<li>Immergere i vetrini nell'acetone ghiacciato per 20 minuti e asciugarli all'aria nella cappa aspirante per 20 minuti.</li>
	<li>Lavare i vetrini per 3 x 5 minuti con soluzione salina tamponata con fosfato (PBS). NOTA: Da questo passaggio in poi, i vetrini sono stati conservati in una camera di umidità per evitare che si asciugassero.</li>
	<li>Colorazione rosso Sirius<ol><li>Preparare la soluzione di lavoro Sirius Red sciogliendo 0,5 g di polvere Sirius Red in 500 mL di acido picrico saturo.</li>
		<li>Colorare i vetrini con la soluzione di lavoro Sirius Red per 1 ora a temperatura ambiente.</li>
		<li>Lavare i vetrini per 2 x 5 minuti con acido acetico allo 0,5%.</li>
		<li>Dopo il processo di colorazione, i campioni devono essere disidratati prima in etanolo al 95% per 15 s, seguiti da disidratazione in etanolo anidro per 1 minuto. Il passaggio finale prevede il montaggio del vetrino con balsamo neutro.</li>
	</ol></li>
	<li>Colorazione immunoistologica<ol><li>Permeabilizzare le sezioni con Triton 0,3% in PBS per 20 minuti a temperatura ambiente, seguito da un lavaggio PBS.</li>
		<li>Per la colorazione con Pax7, bloccare le sezioni con il reagente fornito con il kit di riferimento; per la colorazione con laminina e Pdgfrα, bloccare con il 5% di albumina sierica bovina (BSA) e il 5% di siero d'asino in PBS per 1 ora a temperatura ambiente.</li>
		<li>Incubare le sezioni con anticorpi primari contro Pax7, laminina e Pdgfrα per una notte a 4 °C, quindi lavare con PBS per 3 x 5 minuti.</li>
		<li>Incubare le sezioni con anticorpi secondari coniugati con colorante fluorescente per 1 ora a temperatura ambiente, quindi lavare con PBS per 3 x 5 minuti.</li>
		<li>Incubare con 4',6-diamidino-2-fenilindolo (DAPI) per 3 min a temperatura ambiente, quindi lavare con PBS per 3 x 5 min.</li>
		<li>Posizionare il mezzo di montaggio sulla sezione, posizionare il vetrino coprioggetti sopra e utilizzare lo smalto per unghie per sigillare il vetrino coprioggetti.</li>
	</ol></li>
</ol>

Stabilire un modello di fibrosi muscolare orofacciale nei topi tramite una lesione da congelamento

<ol><li>Yoshioka, K., Kitajima, Y., Seko, D., Tsuchiya, Y., Ono, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+body+region+specificity+in+murine+models+of+muscle+regeneration+and+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiologica%22%5BJournal%5D)">The body region specificity in murine models of muscle regeneration and atrophy.</a> Acta Physiologica. 231 (1), e13553(2021).</li>
<li>Worley, M. L., Patel, K. G., Kilpatrick, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cleft+lip+and+palate%5BTitle%5D)+AND+%22Clinics+in+Perinatology%22%5BJournal%5D)">Cleft lip and palate.</a> Clinics in Perinatology. 45 (4), 661-678 (2018).</li>
<li>Pai, B. C. J., Hung, Y. -T., Wang, R. S. H., Lo, L. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcome+of+patients+with+complete+unilateral+cleft+lip+and+palate%3A+20-year+follow-up+of+a+treatment+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Outcome of patients with complete unilateral cleft lip and palate: 20-year follow-up of a treatment protocol.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 143 (2), 359e-367e (2019).</li>
<li>Parsaei, Y., Chandler, L., Smetona, J. T., Lopez, J., Steinbacher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aesthetic+repair+of+unilateral+cleft+lip+using+the+modified+inferior+triangle+and+adjunctive+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Aesthetic repair of unilateral cleft lip using the modified inferior triangle and adjunctive techniques.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 149 (1), 70e-73e (2022).</li>
<li>Schubert, F. R., Singh, A. J., Afoyalan, O., Kioussi, C., Dietrich, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((To+roll+the+eyes+and+snap+a+bite+-+function%2C+development+and+evolution+of+craniofacial+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+In+Cell+%26+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">To roll the eyes and snap a bite - function, development and evolution of craniofacial muscles.</a> Seminars In Cell & Developmental Biology. 91, 31-44 (2019).</li>
<li>Vyas, B., Nandkishore, N., Sambasivan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vertebrate+cranial+mesoderm%3A+developmental+trajectory+and+evolutionary+origin%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+Molecular+Life+Sciences%3A+CMLS%22%5BJournal%5D)">Vertebrate cranial mesoderm: developmental trajectory and evolutionary origin.</a> Cellular and Molecular Life Sciences: CMLS. 77 (10), 1933-1945 (2020).</li>
<li>Sambasivan, R., Kuratani, S., Tajbakhsh, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+eye+on+the+head%3A+the+development+and+evolution+of+craniofacial+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">An eye on the head: the development and evolution of craniofacial muscles.</a> Development. 138 (12), 2401-2415 (2011).</li>
<li>Cheng, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Head+muscle+fibro-adipogenic+progenitors+account+for+the+tilted+regeneration+towards+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+and+Biophysical+Research+Communications%22%5BJournal%5D)">Head muscle fibro-adipogenic progenitors account for the tilted regeneration towards fibrosis.</a> Biochemical and Biophysical Research Communications. 589, 131-138 (2022).</li>
<li>Pavlath, G. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterogeneity+among+muscle+precursor+cells+in+adult+skeletal+muscles+with+differing+regenerative+capacities%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Heterogeneity among muscle precursor cells in adult skeletal muscles with differing regenerative capacities.</a> Developmental Dynamics. 212 (4), 495-508 (1998).</li>
<li>Camacho-Alonso, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+lingual+musculature+in+rats+using+myoblasts+over+porcine+bladder+acellular+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Oral+Diseases%22%5BJournal%5D)">Regeneration of lingual musculature in rats using myoblasts over porcine bladder acellular matrix.</a> Oral Diseases. 27 (6), 1580-1589 (2021).</li>
<li>LeBoff, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+clinician%27s+guide+to+prevention+and+treatment+of+osteoporosis%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoporosis+International%22%5BJournal%5D)">The clinician's guide to prevention and treatment of osteoporosis.</a> Osteoporosis International. 33 (10), 2049-2102 (2022).</li>
<li>Julien, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+contribution+of+skeletal+muscle+mesenchymal+progenitors+to+bone+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Direct contribution of skeletal muscle mesenchymal progenitors to bone repair.</a> Nature Communications. 12 (1), 2860(2021).</li>
<li>Mahdy, M. A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glycerol-induced+injury+as+a+new+model+of+muscle+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+and+Tissue+Research%22%5BJournal%5D)">Glycerol-induced injury as a new model of muscle regeneration.</a> Cell and Tissue Research. 374 (2), 233-241 (2018).</li>
<li>Guardiola, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+acute+skeletal+muscle+regeneration+by+cardiotoxin+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Induction of acute skeletal muscle regeneration by cardiotoxin injection.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (119), 54515(2017).</li>
<li>Larouche, J. A., Wallace, E. C., Spence, B. D., Buras, E., Aguilar, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+mapping+of+immune+and+stem+cell+dysregulation+after+volumetric+muscle+loss%5BTitle%5D)+AND+%22JCI+Insight%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal mapping of immune and stem cell dysregulation after volumetric muscle loss.</a> JCI Insight. 8 (7), e162835(2023).</li>
<li>Anderson, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+a+critical+size+threshold+for+volumetric+muscle+loss+in+the+mouse+quadriceps%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering.+Part+C%2C+Methods%22%5BJournal%5D)">Determination of a critical size threshold for volumetric muscle loss in the mouse quadriceps.</a> Tissue Engineering. Part C, Methods. 25 (2), 59-70 (2019).</li>
<li>Lukjanenko, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aging+disrupts+muscle+stem+cell+function+by+impairing+matricellular+WISP1+secretion+from+fibro-adipogenic+progenitors%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Aging disrupts muscle stem cell function by impairing matricellular WISP1 secretion from fibro-adipogenic progenitors.</a> Cell Stem Cell. 24 (3), 433-446.e7 (2019).</li>
<li>Dong, J., Dong, Y., Chen, Z., Mitch, W. E., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathway+to+muscle+fibrosis+depends+on+myostatin+stimulating+the+differentiation+of+fibro%2Fadipogenic+progenitor+cells+in+chronic+kidney+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">The pathway to muscle fibrosis depends on myostatin stimulating the differentiation of fibro/adipogenic progenitor cells in chronic kidney disease.</a> Kidney International. 91 (1), 119-128 (2017).</li>
<li>Lemos, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nilotinib+reduces+muscle+fibrosis+in+chronic+muscle+injury+by+promoting+TNF-mediated+apoptosis+of+fibro%2Fadipogenic+progenitors%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Nilotinib reduces muscle fibrosis in chronic muscle injury by promoting TNF-mediated apoptosis of fibro/adipogenic progenitors.</a> Nature Medicine. 21 (7), 786-794 (2015).</li>
<li>Joe, A. W. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle+injury+activates+resident+fibro%2Fadipogenic+progenitors+that+facilitate+myogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Muscle injury activates resident fibro/adipogenic progenitors that facilitate myogenesis.</a> Nature Cell Biology. 12 (2), 153-163 (2010).</li>
<li>Biferali, B., Proietti, D., Mozzetta, C., Madaro, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibro-adipogenic+progenitors+cross-talk+in+skeletal+muscle%3A+the+social+network%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+In+Physiology%22%5BJournal%5D)">Fibro-adipogenic progenitors cross-talk in skeletal muscle: the social network.</a> Frontiers In Physiology. 10, 1074(2019).</li>
</ol>

Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Esistono una varietà di modelli di lesioni per lo studio della rigenerazione del muscolo scheletrico, incluso l'uso di stimoli fisici, chimici e chirurgici 10,11,12,13,14,15,16. La cardiotossina e il cloruro di bario sono le due sostanze chimiche più utilizzate per avviare la rigenerazione m...

I muscoli orofacciali sono fondamentali nelle attività fisiologiche quotidiane come la masticazione, la parola, la respirazione e l'espressione facciale1. Nelle deformità orofacciali congenite, tuttavia, questi muscoli mostrano alterazioni atrofiche e fibrotiche, che portano a una compromissione della salute corporea e della cognizione sociale2. La chirurgia ricostruttiva facciale rimane il trattamento di prima linea, ma fino al 30-70% dei pazienti postoperatori soffre ancora di perdita muscolare e disfunzione muscolare 3,4 Il fallimento della rigenerazione muscolare orofacciale è stato attribuito a fattori intrinseci, che non possono essere corretti dalla sola chirurgia.
L'emergere dei muscoli orofacciali è una novità evolutiva, che accompagna la complessa testa dei vertebrati e il cuore a camera 5,6. A differenza delle loro controparti degli arti di derivazione somite, i muscoli orofacciali originano dall'arco branchiale7. Questi caratteri filogenetici e ontogenetici possono predisporli a comportamenti rigenerativi distinti8. È stato riportato che il muscolo massetere (MAS) ha sviluppato una grave fibrosi nel momento in cui il muscolo tibiale anteriore (TA) si è completamente rigenerato dopo l'esposizione nella stessa entità della lesione 1,9. Tuttavia, il meccanismo alla base della rigenerazione rimane poco compreso.
In questo studio, è stato stabilito un modello di lesione da congelamento del muscolo massetere del topo per facilitare l'indagine sulla rigenerazione del muscolo orofacciale. Abbiamo scelto 14 giorni dopo l'infortunio come punto temporale per valutare il fenotipo della fibrosi poiché era il primo punto temporale in cui era rilevabile una divergenza distinguibile tra due muscoli. La rigenerazione completa della MAS dopo l'infortunio richiede almeno 40 settimane1. Coerentemente, questo studio ha rivelato una notevole deposizione di collagene a seguito di lesione da congelamento di MAS rispetto alla regolare rigenerazione del TA a 14 giorni dopo l'infortunio. Con l'aiuto di questo modello, è possibile effettuare ulteriori studi meccanicistici sull'atrofia muscolare e sulla fibrosi, che a loro volta aiuteranno lo sviluppo di potenziali vie terapeutiche per promuovere la rigenerazione muscolare orofacciale dopo l'intervento chirurgico.

<table><tbody><tr><td>Siringa da 1 ml</td><td>Shifeng Medical Apparatus and Instrument (Chengdu, Sichuan, Cina)</td><td>Siringa da 1 ml</td><td>/</td></tr><tr><td>Acetone</td><td>Chron Chemicals</td><td>Acetone</td><td>/</td></tr><tr><td>Vetrini per microscopio di adesione</td><td>Citotest Scientific</td><td>188105</td><td>/</td></tr><tr><td>Depilatorio animale</td><td>Phygene Scientific</td><td>PH1877</td><td>/</td></tr><tr><td>BSA (albumina sierica bovina)</td><td>Solarbio Life Scienze</td><td>A8010</td><td>/</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>C0065</td><td>/</td></tr><tr><td>Asino anti-capra Alexa Fluor 488</td><td>Abcam</td><td>ab150129</td><td>1:200</td></tr><tr><td>siero d'asino</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>SL050</td><td>/</td></tr><tr><td>Ghiaccio secco</td><td>Sinrro Technology (Chengdu, Sichuan, Cina)</td><td>ghiaccio secco a forma di riso</td><td>/</td></tr><tr><td>IFKine Red Donkey anti-coniglio</td><td>Abbkine Società scientifica</td><td>A24421</td><td>1:200</td></tr><tr><td>Barili isolanti (grandi)</td><td>Thermos</td><td>D600</td><td>/</td></tr><tr><td>Barili isolanti (piccoli)</td><td>Polar Ware</td><td>250B</td><td>/</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>RWD Life Technology Company (Shenzhen, Guangdong, Cina)</td><td>R510-22</td><td>/</td></tr><tr><td>Isopentano</td><td>MACKLIN</td><td>M813375</td><td>/</td></tr><tr><td>Laminin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L9393</td><td>1:1000</td></tr><tr><td>Azoto liquido</td><td>Sinrro Technology (Chengdu, Sichuan, Cina)</td><td>/</td><td>/</td></tr><tr><td>Kit MOM</td><td>Vector Laboratories</td><td>BMK-2202</td><td></td></tr><tr><td>Mice&nbsp;</td><td>&nbsp; Dashuo Biological Technology Company (Chengdu, Sichuan, Cina)</td> <td>5 settimane /</td><td></td></tr> <tr><td>mezzo di montaggio</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>S2100</td> <td>/</td></tr> <tr><td>Balsamo nertrale</td><td>Solarbio Life Sciences</td><td>G8590</td> <td>/</td></tr> <tr><td>Pax7</td><td>Studi sullo sviluppo Banca degli ibridomi</td><td>Pax7</td><td>1:5</td></tr><tr><td>Pdgfra</td><td>R& D systems</td><td>AF1062</td><td>1:40</td></tr><tr><td>Kit di colorazione Sirus Red Solarbio</td><td>Life Sciences</td><td>G1472</td><td>/</td></tr><tr><td>Strumenti chirurgici (pinze, forbici, porta aghi, bisturi e sutura)</td><td>Zhuoyue Medical Instrument (Suqian, Jiangsu, Cina)</td><td>/</td><td>/</td></tr><tr><td>Tissue-tek OCT</td><td>Sakura</td><td>4583</td><td>/</td></tr><tr><td>Triton</td><td>Shanghai Scigrace Biotech</td><td>ABIO-Biofroxx-0006A</td><td>/ </td></tr><tr><td>Zoletil</td><td>Virbac</td><td>Zoletil 50</td><td>/</td></tr></tbody></table>

lesione da congelamento nel muscolo massetere del topo per stabilire un modello di fibrosi muscolare orofacciale

Freezing Injury in Mouse Masseter Muscle to Establish an Orofacial Muscle Fibrosis Model

Il muscolo orofacciale costituisce un sottoinsieme del tessuto muscolare scheletrico, con una traiettoria evolutiva e un'origine di sviluppo distinte. A differenza dei muscoli degli arti di derivazione somite, i muscoli orofacciali originano dagli archi branchiali, con contributi esclusivi dalla cresta neurale cranica. Un recente studio ha rivelato che la rigenerazione è diversa anche nel gruppo dei muscoli orofacciali. Tuttavia, il meccanismo di regolamentazione sottostante deve ancora essere scoperto. Gli attuali modelli di rigenerazione del muscolo scheletrico si concentrano principalmente sul muscolo dell'arto e del tronco. In questo protocollo, il ghiaccio secco è stato utilizzato per indurre lesioni da congelamento nel muscolo massetere del topo e nel muscolo tibiale anteriore per creare un modello di fibrosi muscolare orofacciale. Le dinamiche temporali delle cellule satelliti muscolari e dei progenitori fibro-adipogenici erano diverse tra i due muscoli, portando a una ridotta rigenerazione delle miofibre e a un'eccessiva deposizione di matrice extracellulare. Con l'aiuto di questo modello, è stato possibile condurre un'indagine più approfondita sulla rigenerazione muscolare nell'area orofacciale per sviluppare approcci terapeutici per i pazienti con malattie orofacciali.

La colorazione HE e Sirius Red (Figura 4 e Figura S1 supplementare) ha rivelato la completa rigenerazione muscolare dell'AT in questo modello di lesione da congelamento. Al contrario, la MAS mostrava un'alterata rigenerazione delle miofibre e un'eccessiva deposizione di matrice extracellulare. L'istologia dei muscoli MAS e TA intatti è mostrata nella Figura 4A, B, dove le miofibre sono allineate e l'area fibroti...

L'obiettivo di questo protocollo è stabilire un modello di fibrosi muscolare orofacciale. Il confronto dell'istologia tra il massetere dei topi e il muscolo tibiale anteriore dopo la lesione da congelamento ha confermato la fibrosi del muscolo massetere. Questo modello faciliterà ulteriori indagini sul meccanismo alla base della fibrosi muscolare orofacciale.

Lesione da congelamento nel muscolo massetere del topo per stabilire un modello di fibrosi muscolare orofacciale

Orofacial muscle constitutes a subset of skeletal muscle tissue, with a distinct evolutionary trajectory and development origin. Unlike the somite-derived ...

Gli attuali studi sulla rigenerazione del muscolo scheletrico si concentrano semplicemente sull'arto e sul muscolo del tronco, lasciando le caratteristiche e il meccanismo della rigenerazione del muscolo orofacciale in gran parte inesplorati. Lo scopo di questa ricerca è quello di creare un modello murino più semplice e affidabile per facilitare ulteriori indagini sulla rigenerazione muscolare nell'area orofacciale. Recenti sviluppi dimostrano che i muscoli orofacciali costituiscono un sottoinsieme unico del muscolo scheletrico con una traiettoria evolutiva e un'origine di sviluppo distinte.Mostrano anche prestazioni di rigenerazione diverse rispetto alle loro controparti degli arti. Un'indagine più approfondita sulla rigenerazione del muscolo orofacciale è giustificata per capire il meccanismo alla base di queste marcate differenze. Lo studio presenta un metodo rapido e riproducibile per studiare la rigenerazione muscolare orofacciale.Il processo di lesione semicongelante ha richiesto 20 minuti e il processo di raccolta ha richiesto solo 10 minuti per ogni topo e i topi possono tollerare bene la lesione senza alcuna compromissione della locomozione. Poiché il nostro modello consente un successivo confronto tra il muscolo massetere fibrotico e il muscolo tibiale anteriore completamente rigenerato dal punto di vista della morfologia, dell'istologia e della regolazione molecolare, ci serve un potere a due per approfondire il meccanismo sottostante. La nostra ricerca futura si concentrerà sugli effetti causali tra le alterazioni delle cellule staminali muscolari residenti e delle cellule multiple di nicchia, e sugli interventi sviluppati di conseguenza per il processo di fibrosi muscolare orofacciale.

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Biologia

Vari modelli murini di occlusione dell'arteria cerebrale media (MCAO) sono ampiamente utilizzati nella ricerca sul cervello sperimentale. Qui, dimostriamo il modello di transcranica permanente distale MCAO che produce coerente infarto corticale di misura corrispondente al danno imposto dalla maggioranza degli ictus ischemici umani.

Corsa di modellazione in Mouse: Coagulazione permanente dell&#39;arteria cerebrale media distale

Presentiamo un protocollo chirurgico che descrive in dettaglio come eseguire un'assotomia di taglio o schiacciamento sul nervo facciale nel topo. L'assotomia del nervo facciale può essere impiegata per studiare la risposta fisiologica alla lesione nervosa e testare le tecniche terapeutiche.

Facial assotomia Nerve in topi: un modello per studiare motoneuroni risposta al danno

Questo protocollo dimostra i dettagli passo-passo su come estrarre il primo molare mandibolare nel topo. Fornisce un metodo alternativo per i ricercatori che si concentrano sulla guarigione e la rigenerazione della mandibola.

L'istituzione di un modello murino di guarigione dell'orbita di estrazione molare mandibolare

Qui, descriviamo un protocollo per la creazione chirurgica di una lesione da perdita muscolare volumetrica (VML) nel massetere di ratto, fornendo un modello riproducibile e accessibile per lo studio delle lesioni muscolari craniofacciali e il loro trattamento utilizzando biomateriali come il nuovo idrogel.

Modello di roditore della perdita muscolare volumetrica del massetere per lo studio dei materiali di bioingegneria

Qui, presentiamo un protocollo che combina l'elettroporazione e la denervazione in vivo del muscolo elevatore cranico auris longus (LAL). Questa procedura consente lo studio del potenziale ruolo delle proteine di derivazione muscolare nella rigenerazione della sinapsi neuromuscolare.

Elettroporazione combinata in vivo e reinnervazione a breve termine del muscolo scheletrico elevatore cranico Auris Longus

Questo protocollo presenta un metodo completo ed efficiente per l'analisi della riparazione dell'osso mandibolare. Descriviamo una tecnica riproducibile per la frattura mandibolare non stabilizzata in un modello murino, che consente l'analisi del processo di riparazione ossea endocondrale con un danno tissutale e una perdita ossea minimi.

Tecnica meno invasiva per la frattura mandibolare non stabilizzata in modelli murini

Le lesioni da perdita muscolare volumetrica (VML) superano la capacità rigenerativa endogena, con conseguente deficit funzionale permanente. L'attuale ricerca VML si concentra principalmente sui muscoli degli arti e del tronco. Per estendere gli studi meccanicistici della VML ai muscoli craniofacciali, questo articolo descrive un metodo in vivo per la valutazione longitudinale della funzione del muscolo massetere pre e post-lesione VML.

Valutazione funzionale in vivo del muscolo massetere del ratto dopo la creazione chirurgica di una lesione da perdita muscolare volumetrica (VML)

Ortotopico modelli animali di cancro ovarico meglio replicare la malattia umana e, pertanto, migliorare la nostra comprensione della progressione del cancro e la risposta del tumore alla terapia. Un modello di topo riceve una iniezione intrabursal della luciferasi che esprimono le cellule tumorali ovariche. Il trattamento è somministrato tramite sonda gastrica. La crescita tumorale è controllato...

Imaging in vivo e trattamenti terapeutici in un modello di mouse ortotopico di cancro ovarico

Basato sulla fluorescenza Misura Store-Entry operato di calcio in cellule vive: dal Cancer Cell coltura per fibra muscolare scheletrica

Descriviamo un metodo per misurare direttamente la forza muscolare, potenza muscolare, cinetica contrattili e affaticabilità dei muscoli scheletrici isolati in...

Vivo Valutazione Ex della contrattilità, affaticabilità e alternanza in isolati muscoli scheletrici

Scopri come stabilire un modello di lesione da congelamento nel muscolo massetere del topo per studiare la fibrosi muscolare orofacciale. Questo metodo consente di confrontare la rigenerazione con il muscolo tibiale anteriore.

Lesione da congelamento nel muscolo massetere del topo per stabilire un modello di fibrosi muscolare orofacciale

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