Name: Modello di palloncino per venoplastica della vena cava inferiore del roditore (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-05-24T14:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 44 s
Description: Scopri il modello di palloncino per venoplastica della vena cava inferiore nel roditore per studiare la trombosi venosa e le interazioni immunitarie. Questo metodo permette di valutare interventi endovascolari e accelerare lo sviluppo di nuove terapie.

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Questo studio è supportato dalla sovvenzione per la ricerca sulle scienze di base 2023 dell'American Venous Forum (AVF) e da Surmodics, Inc.

Il seguente protocollo segue le politiche e le linee guida del Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali (IACUC) dell'Università del Michigan (UMICH), i principi del governo degli Stati Uniti per l'utilizzo e la cura degli animali vertebrati utilizzati nei test, nella ricerca e nell'addestramento e le linee guida ARRIVE 2.0. L'accordo UMICH Animal Welfare Assurance è conforme a OLAW e USDA ed è pienamente accreditato da AAALAC International. Questo protocollo è stato approvato con il numero ID PRO00010841. Sono stati utilizzati ratti maschi Sprague Dawley di razza dei Charles River Laboratories, del peso di 450 g e di 15 settimane di età.
1. Anestesia dei ratti
<ol><li>Togliere gli animali dalla loro gabbia e metterli in una camera a gas di induzione preoperatoria anestetica al 5% di isoflurano e al 100% di ossigeno a una velocità di flusso da 0,8 a 1 L/min (controllata dal vaporizzatore) per indurre l'anestesia generale.</li>
	<li>Sedare i ratti nella camera di induzione dell'anestesia, rimuoverli dalla camera, pesare, lubrificare i loro occhi con un unguento oftalmico sterile, quindi metterli in decubito dorsale su un dispositivo di riscaldamento a circolazione di acqua calda. Confermare un'adeguata profondità dell'anestesia utilizzando il riflesso del pedale (pizzicamento deciso delle dita).</li>
	<li>Radere l'addome ventrale con un tagliacapelli elettrico. Mantenere l'anestesia generale al 2,5% di isoflurano e al 100% di ossigeno a una velocità compresa tra 0,8 e 1 L/min con un circuito di non respirazione attraverso un cono nasale.</li>
</ol>2. Ecografia del ratto
<ol><li>Monitorare le valutazioni fisiologiche, tra cui frequenza respiratoria, frequenza cardiaca e temperatura, durante l'imaging.</li>
	<li>Per l'imaging addominale della Vena Cava Inferiore (IVC), applicare il gel conduttore e orientare il trasduttore in posizione trasversale. Durante la preimpostazione del vascolare periferico, utilizzare la modalità di imaging bidimensionale o la modalità B, abbassare la sonda lineare (10 MHz) al centro dell'addome, regolando la profondità con la pressione fino a quando i vasi addominali non sono visibili.</li>
	<li>Differenziare l'IVC dall'aorta addominale valutando la comprimibilità e valutando il flusso utilizzando sia la modalità Doppler a colori che a onde pulsate con una sonda lineare ad alta frequenza (10 mHz).<ol><li>Quando si applica la compressione con la sonda ecografica, differenziare i due poiché l'IVC è comprimibile, mentre l'aorta mantiene la sua forma e pervietà.</li>
	</ol></li>
	<li>Valuta la direzione e la velocità del flusso sanguigno utilizzando sia il Doppler a colori che quello a onde pulsate. La finestra color Doppler rappresenta il flusso verso la sonda in rosso e il flusso lontano dalla sonda in blu. Passare lo strumento alla modalità Doppler a onde pulsate (modalità Duplex) per valutare la direzione e la velocità del flusso sanguigno nel tempo. Acquisire le immagini di flusso necessarie utilizzando lo strumento di acquisizione automatica delle immagini dell'ecografo (le specifiche esatte per l'acquisizione delle immagini possono variare tra i sistemi a ultrasuoni).<ol><li>Utilizzare il seguente metodo di valutazione: l'aorta ha un flusso sanguigno verso la sonda e una forma d'onda trifasica, mentre l'IVC ha un flusso spontaneo lontano dalla sonda con un'ampiezza molto più bassa.</li>
		<li>Se l'IVC prossimale mostra una forma d'onda normale, ma viene rilevata distalmente una forma d'onda non fasica o assente (piatta), esplorare la possibilità di un'ostruzione venosa tra questi punti di esame.</li>
	</ol></li>
	<li>Una volta individuato l'IVC, identificare la sezione mediana, che si trova nel terzo porzione medio, inferiore alle vene renali e superiore alla biforcazione dell'IVC, molto probabilmente dove si trovano le vene lombari.</li>
	<li>Misurare nella sezione centrale IVC il diametro da parete a parete nella vista trasversale utilizzando l'immagine in sezione trasversale in modalità B, registrando il diametro più largo del recipiente. L'acquisizione delle immagini può variare a seconda delle macchine a ultrasuoni. Memorizza i dati utilizzando compact disk (CD) in file DICOM.</li>
</ol>3. Microchirurgia e recupero del ratto
<ol><li>Pulire l'addome con uno scrub alla clorexidina imbevuto di garza e una soluzione di clorexidina 3 volte per garantire una condizione chirurgica asettica.</li>
	<li>Posizionare la pellicola trasparente sterilizzata come impacco chirurgico per coprire il torace e l'area addominale del ratto, le manopole del microscopio (ingrandimento e messa a fuoco) e l'oculare.</li>
	<li>Praticare un'incisione ventrale sulla linea mediana (3 cm) a circa 2 cm sotto il processo xifoideo con le forbici dell'iride attraverso la pelle e la parete addominale, esponendo il contenuto addominale. Utilizzare una garza sterile imbevuta di soluzione salina da 2 pollici x 2 pollici per riflettere l'intestino sul lato destro dell'animale.</li>
	<li>Per l'esposizione IVC, eseguire una dissezione smussata utilizzando un applicatore sterile con punta di cotone. Posizionare uno speculum metallico nell'incisione, consentendo la visualizzazione IVC.</li>
	<li>Cauterizzare tutti i rami lombari IVC utilizzando un cauterio a punta fine a bassa temperatura, dalle vene renali alla biforcazione iliaca, e legare i rami laterali con suture in polipropilene 7-0 non assorbibili.</li>
	<li>Posizionare una microclip vascolare curva prossimale sull'IVC, che è separata dall'aorta e appena inferiore alle vene renali. Posizionare una microclip diritta sull'IVC distale, che è separata dall'aorta e superiore alla biforcazione dell'IVC.</li>
	<li>Piazzare un 8-0 sutura in nylon con punto a U caudale alla vena renale sinistra centrata sulla superficie anteriore dell'IVC.</li>
	<li>Inserire un filo guida affilato da 0,014 mm con il palloncino per venoplastica retrocaricato, retrogrado al flusso sanguigno nell'IVC infrarenale, caudale alla microclip curva.</li>
	<li>Fai avanzare il palloncino nel mezzo IVC usando la tecnica di Seldinger. Rimuovere il filo guida affilato e gonfiare il palloncino per venoplastica per 3 minuti con un sovrastiramento IVC dal 10% al 15% utilizzando una siringa di gonfiaggio da 20 ml per generare una pressione positiva in un intervallo compreso tra 0 e 30 Atm. Lavare tutti i sistemi con soluzione fisiologica sterile prima della canulazione IVC per evitare l'embolia gassosa. NOTA: Un IVC da 2,8 mm subirebbe una venoplastica a 3,22 mm (15% di sovraallungamento). La pressione di gonfiaggio richiesta per raggiungere l'allungamento desiderato è determinata dalle caratteristiche del palloncino ed è disponibile sulla confezione del produttore.</li>
	<li>Stringere il punto a U dopo lo sgonfiaggio e la rimozione del palloncino per venoplastica. Rimuovere le micro-clip.</li>
	<li>Chiudere il sito della laparotomia in modo a due strati. Utilizzare una sutura sintetica riassorbibile in poliglactina 5-0 in uno schema continuo per chiudere sia la parete addominale che la pelle.</li>
	<li>Somministrare buprenorfina sospensione iniettabile a rilascio prolungato, 0,65 mg/kg per via sottocutanea (SC) dopo l'intervento come analgesico per i ratti poiché non interferisce con i pannelli di biomarcatori delle molecole infiammatorie per l'analisi delle proteine.</li>
	<li>Recuperare i ratti in una gabbia individuale, osservare dopo l'intervento (30 min) sotto una lampada riscaldante (distanza minima - 24 pollici di distanza dalla gabbia), quindi tornare alle loro unità abitative originali.</li>
	<li>Per gli animali fittizi di ciascun gruppo sperimentale, eseguire solo la dissezione, senza la legatura, la cauterizzazione e l'incannulamento dei rami IVC.</li>
	<li>Per le condizioni post-trombotiche, posizionare una microclip vascolare diritta prossimale sull'IVC, che è separata dall'aorta, appena inferiore alle vene renali, per 24 ore. Utilizzare le stesse tecniche di dissezione e chiusura.<ol><li>Verificare la presenza di segni ecografici di occlusione IVC, che includono la visualizzazione della clip IVC, la conferma di IVC distale senza flusso e le vene iliache comuni distese. I punti temporali di follow-up possono essere personalizzati per adattarsi alle specifiche dello studio.</li>
		<li>Per osservare i cambiamenti fisiologici che vengono modellati, selezionare i punti temporali nelle prime 72 ore per la formazione precoce dei trombi e da 3 a 7 giorni dopo la procedura per la successiva risoluzione dei trombi. I punti temporali successivi testati in questo modello includono da 7 a 28 giorni 5,13.</li>
	</ol></li>
	<li>Utilizzare le tecniche nei passaggi 3.5-3.9 per la venoplastica con palloncino post-trombotico con le seguenti avvertenze: Potrebbe essere necessaria una pressione dell'insufflatore più elevata per ottenere l'allungamento desiderato poiché il diametro dell'IVC aumenta in condizioni post-trombotiche.</li>
	<li>Eseguire l'eutanasia secondo le raccomandazioni stabilite dalle attuali linee guida dell'American Veterinary Medical Association sull'eutanasia per i roditori eseguendo due metodi di conferma (rimozione del sangue e rimozione degli organi vitali) per garantire che l'animale non si rianima.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig01.jpg"> Figura 1: Distribuzione delle misure duplex transaddominali del diametro dell'IVC trasversale (sezione medio-infrarenale). La misurazione è stata effettuata in base al peso dell'animale. Non è stata trovata alcuna correlazione significativa tra il peso e il diametro dell'IVC. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig01large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
4. Preparazione del campione
<ol><li>Eseguire il trasferimento tissutale di conferma di palloncini per venoplastica rivestiti di farmaco utilizzando la tecnica di analisi della cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC).</li>
	<li>Sezionare l'IVC e l'aorta e rimuoverli in blocco per l'inclusione di paraffina fissata in formalina e l'analisi istologica.</li>
	<li>Per l'analisi delle proteine, utilizzare il tampone RIPA in una concentrazione di diluizione di 60.000 μg/g di campione, processare con un omogeneizzatore tissutale in ambienti a bassa temperatura a 4 °C e conservare a -80 °C dopo il trattamento.</li>
</ol>

Modello di palloncino per venoplastica di roditori per studi di trattamento delle vene profonde

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</ol>

Non sono stati dichiarati conflitti di interesse.

Il VBM può essere eseguito su ratti ≥ 250 g utilizzando palloncini nell'intervallo 2,5-3,5 mm. Per i ratti che superano i 750 g, la tecnica è limitata da una maggiore quantità di tessuto adiposo nella cavità addominale e nelle dimensioni degli organi piuttosto che da variazioni del diametro IVC. Dalla nostra esperienza, abbiamo scoperto che sono necessari 10 o più animali per gruppo per ottenere la significatività statistica tra i gruppi per l'analisi delle proteine della parete venosa o i saggi di attività e l'istologia. Il controllo periodico della temperatura e la sorveglianza della frequenza respiratoria durante gli interventi chirurgici sono molto importanti per garantire il successo della procedura, nonché una diligente gestione post-chirurgica.
La VBM è sicura (tasso di sopravvivenza del 91,2%, 83/91 procedure eseguite) e riproducibile con un tempo medio di procedura di 30 minuti. La morbilità correlata alla procedura include complicanze anestesiologiche (1%, 1/91), effetti avversi da oppioidi (1%, 1/91), sanguinamento (2,1%, 2/91) e trombosi (4,3%, 4/91). Il sanguinamento dell'IVC è stato significativamente ridotto durante lo sviluppo del modello utilizzando un approccio di canulazione IVC retrograda con il punto di inserimento accanto all'IVC infrarenale, che offre un angolo più ampio per l'inserimento del filo con meno interferenze da parte degli organi addominali. Inoltre, durante le fasi di inserimento e insufflazione, si consiglia un assistente chirurgico per garantire la corretta pressione somministrata, il tempo di gonfiaggio e la retrazione affilata del filo guida. Dopo lo sgonfiaggio, è necessario garantire il corretto recupero del palloncino per venoplastica per evitare che la parete dell'IVC venga strappata nel punto di inserimento. Le misurazioni della pressione sono seguite dal produttore per evitare l'ipergonfiaggio e la rottura del palloncino. Queste misurazioni contribuiscono complessivamente a un approccio più stabile, riducendo le complicanze emorragiche e migliorando la sopravvivenza degli animali.
Il sanguinamento IVC può anche essere mitigato con le seguenti precauzioni. Innanzitutto, verifica la cauterizzazione completa dei rami posteriori e le legature dei rami laterali. Ciò garantisce anche la riproducibilità dei risultati basati su precedenti analisi di ligazione-stasi IVC di roditori 5,16,17. In secondo luogo, verificare la corretta occlusione con le clip prossimali e distali per garantire un controllo emostatico completo. Infine, verificare la completa occlusione della sutura del punto a U dopo la rimozione del palloncino prima di rimuovere le clip IVC. Se è presente sanguinamento, una leggera pressione sull'IVC con un applicatore con punta di cotone fino a raggiungere il controllo emostatico di solito ferma l'emorragia. In caso di sanguinamento è possibile utilizzare ulteriori agenti di controllo emostatico, come la gelatina in polvere assorbibile.
Le complicanze trombotiche dovrebbero essere minime se il tempo di gonfiaggio, sgonfiaggio e chiusura della sutura a U del palloncino è inferiore a 5 minuti. Se necessario, può essere somministrato un anticoagulante. Ad oggi, non esiste una procedura completamente percutanea per imitare le venoplastiche con palloncino minimamente invasive che vengono attualmente eseguite nell'uomo. La dimensione del vaso di accesso (vena femorale di ratto) è significativamente più piccola (0,81 mm in media)18 rispetto al diametro esterno della più piccola guaina 4F disponibile in commercio (1,61 mm) che sarebbe necessaria per una procedura completamente endovascolare. Le limitazioni includono la necessità di microchirurghi qualificati e la necessità di attrezzature specializzate.
In conclusione, il modello VBM simula da vicino lo scenario clinico della venoplastica venosa profonda dopo TVP. È uno strumento prezioso per studiare l'effetto endovascolare dei palloncini per venoplastica sull'IVC con diverse alternative farmacologiche in più punti temporali. Le applicazioni future di questa tecnica includono i test preclinici di altri dispositivi medici, tra cui stent, cateteri per trombectomia, rivestimenti con palloncino e nuove terapie farmacologiche.

Le ostruzioni venose profonde da trombi irrisolti sono una conseguenza comune della trombosi venosa profonda (TVP) e sono una delle cause della sindrome post-trombotica (PTS), costando miliardi di dollari in assistenza sanitaria e avendo un impatto significativo sulla qualità della vita 1,2,3. La PTS è una patologia infiammatoria unica con conseguente fibrosi della parete venosa4 non completamente catturata nei modelli di TVP su piccoli animali 5,6,7 e, cosa più importante, i modelli precedenti non sono in grado di valutare la risposta agli interventi terapeutici. Le ostruzioni venose trombotiche sono spesso trattate con stent e venoplastica con palloncino 8,9; Tali interventi sono ostacolati da un alto tasso di reintervento dovuto a restenosi e occlusione 10,11,12.
Nonostante la disponibilità di palloncini rivestiti di farmaco per affrontare stenosi/occlusioni arterio-specifiche, non ne esistono per le vene profonde. Il meccanismo molecolare alla base della restenosi è scarsamente compreso nelle vene e non ha una terapia diretta4. Pertanto, il nostro obiettivo è quello di presentare un modello animale in grado di testare terapie somministrate localmente tramite palloncini per venoplastica che simulano ostruzioni post-trombotiche venose profonde. Questo modello riproduce la condizione post-trombotica e valuta come diversi tipi di palloncini per venoplastica influenzano la parete venosa in vivo.

<table><tbody><tr><td>3-0 DemeCRYL</td><td>DemeTech</td><td>G183019F4P</td><td>12 per scatola</td></tr><tr><td>5-0 DemeCRYL</td><td>DemeTech</td><td></td><td>G285017B0P 12 per scatola</td></tr><tr><td>7-0 DemeLENE</td><td>DemeTech</td><td>PM197011F13M</td><td>12 per scatola</td></tr><tr><td>8-0 DemeLON</td><td>DemeTech</td><td>NL868007C7P</td><td>12 per scatola</td></tr><tr><td>Applicatore di clip angolato</td><td>SCANLAN</td><td>3795-01A</td><td>7-1/4&Prime; (18,5 cm)</td></tr><tr><td>Baxter 0,9% cloruro di sodio Bottiglia di irrigazione</td><td>Baxter</td><td>SKU: 195-7124</td><td>1000mL Bottiglia</td></tr><tr><td>Bovie Cautery Bassa temperatura Simmetria della punta fine</td><td>Chirurgico Inc</td><td>AA00</td><td>10/bx</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Fidelis Animal Health</td><td>SKU- 099114</td><td>1,3 mg/mL, 3mL</td></tr><tr><td>CD (Sprague Dawley) Ratti</td> Charles <td>River</td><td>Ceppo Codice 001</td><td>Maschio, 400 gm</td></tr><tr><td>Clip-It Timer tracciabile</td><td>PRODOTTI TRACCIABILI</td><td>Cat. N. 5046</td><td></td></tr><tr><td>Applicatore con punta in cotone 3"</td><td>Dukal Corporation</td><td>922-00037BX100</td><td>1000/BOX</td></tr><tr><td>Detergente enzimatico per strumenti chirurgici e presoak</td><td>Medline</td><td>MDS88000B9</td><td>1 Gal</td></tr><tr><td>Eye Lube</td><td>Optixcare</td><td>SKU-065441</td><td>20g&nbsp;</td></tr><tr><td>Gaymar T/Pump Stryker Sistema di Riscaldamento/Raffreddamento Localizzato</td><td>Stryker</td><td>TP700</td><td></td></tr><tr><td>Heifetz Microclip 12mmx2.25mm</td><td>SCANLAN</td><td>3795-20</td><td>Dritto</td></tr><tr><td>Heifetz Microclip 12mmx2.25mm</td><td>SCANLAN</td><td>3795-28</td><td>Curvo</td></tr><tr><td>Heifetz Microclip 8mmx1.75mm&nbsp;</td><td>SCANLAN</td><td>3795-14</td><td>Microclip Heifetz diritte</td></tr><tr><td>8mmx1.75mm&nbsp;</td><td>SCANLAN</td><td>3795-18</td><td></td></tr><tr><td>Dispositivo di gonfiaggio curvo&nbsp;</td><td>Merit Medical</td><td>IN4130</td><td>BasixCOMPAK con Display Analogico</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>MFR VETONE</td><td>SKU-501017</td><td>100mL, Liquido per Microchirurgia per Inalazione</td></tr><tr><td>Kit contenente pinzette e pinze</td><td>Ossigeno personalizzato</td><td></td><td></td></tr><tr><td>, E-tank</td><td>Medline</td><td>MDM1630</td><td></td></tr><tr><td>Filo guida affilato</td><td>Personalizzato</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterile Glad Press-n-Seal</td><td>Glad</td><td>SKU # PSS-140</td><td>ETO</td></tr><tr><td>Spugne di garza sterili in tessuto non tessuto esposte 2s 4ply 4x4&nbsp;</td><td>Medline</td><td>SKU PRM21444H</td><td>Microscopio operatorio 100CT</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Zeiss</td><td>S100 / OPMI pico</td><td></td></tr><tr><td>Scrub chirurgico & Lavaggio a mano</td><td>Vetoquinol</td><td>NDC: 17030-003-16</td><td>16 oz</td></tr><tr><td>Gel per ultrasuoni</td><td>Medline</td><td>CTR001305</td><td>8,5 once, 12/CS</td></tr><tr><td>Sistema a ultrasuoni</td><td>Siemens</td><td>ACUSON Antares</td><td>3-D, colore, onda continua (CW), onda pulsata (PW), potenza CW/CW</td></tr><tr><td>palloncino per venoplastica</td> spettrale <td>personalizzato</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

modello di palloncino per venoplastica della vena cava inferiore del roditore

Rodent Inferior Vena Cava Venoplasty Balloon Model

La venoplastica con palloncino è una tecnica clinica comunemente usata per trattare la stenosi venosa profonda e l'occlusione come conseguenza di traumi, anomalie anatomiche congenite, trombosi venosa profonda acuta (TVP) o stent. L'ostruzione venosa profonda cronica è istopatologicamente caratterizzata da trombosi, fibrosi o entrambe. Attualmente, non è disponibile alcun trattamento diretto per colpire questi processi patologici. Pertanto, è necessario un modello animale in vivo affidabile per testare nuovi interventi. Il modello di palloncino per venoplastica (VBM) della venoplastica inferiore della vena cava inferiore (IVC) dei roditori consente lo studio della venoplastica con palloncino in condizioni non trombotiche e post-trombotiche in più punti temporali. L'effetto locale e sistemico dei palloncini per venoplastica rivestiti e non rivestiti può essere quantificato tramite saggi tissutali, trombotici e del sangue come la reazione a catena della polimerasi in tempo reale (RT-PCR), il western blot, il saggio di immunoassorbimento enzimatico (ELISA), la zimografia, l'analisi della parete venosa e del trombo cellulare, i saggi del sangue intero e del plasma e l'analisi istologica. Il VBM è riproducibile, replica gli interventi chirurgici sull'uomo, è in grado di identificare le alterazioni locali della proteina della parete venosa e dei trombi e consente analisi multiple dallo stesso campione, diminuendo il numero di animali necessari per gruppo.

Il VBM è un modello che valuta l'effetto dei palloncini per venoplastica nel controllo completo dell'emostasi. Innanzitutto, abbiamo quantificato il diametro IVC (sezione medio-infrarenale), come mostrato nella Figura 1, per il corretto dimensionamento del palloncino. In secondo luogo, la tecnica microchirurgica sviluppata passo dopo passo è illustrata nella Figura 2 e mostriamo anche esempi delle fasi critiche nella Figura 3. Si noti l'approccio retrogrado utilizzato per la canulazione IVC con il filo guida affilato.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig02.jpg"> Figura 2: Tecnica microchirurgica per il test di palloncini per venoplastica nei ratti. La tecnica utilizzata è descritta qui. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig02large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig03.jpg"> Figura 3: Immagini in vivo della tecnica di dispiegamento. (A) Controllo emostatico. (B) Punto a U su IVC infrarenale. (C) Inserimento del filo tramite punto a U con palloncino rivestito di sirolimus da 3 mm. (D) Distribuzione retrograda di venoplastica con palloncino (rivestita di Sirolimus). Abbreviazioni: IVC = vena cava inferiore; AO = Aorta; CBV = Venoplastica con palloncino rivestito. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig03large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Altre misurazioni normali dei vasi venosi e distinzioni tra IVC e aorta sono evidenziate nella Figura 4. I risultati dell'ecografia trombotica sono inclusi nella Figura 5. Infine, nella Figura 6 si può osservare un confronto tra il diametro dell'ecografia preoperatoria e le misurazioni post-trombotiche. La velocità media del flusso Doppler a onde pulsate (mm/s) nella vena cava inferiore prima e dopo il posizionamento del vaso è mostrata nella Figura 7.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig04.jpg"> Figura 4: Immagini duplex transaddominali rappresentative, con esempi di calcolo del diametro dell'IVC trasversale. (A) IVC prossimale. (B) IVC medio-infrarenale. (c) IVC distale. Analisi Color Doppler di (D) IVC medio-infrarenale e (E) aorta addominale. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig04large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig05.jpg"> Figura 5. Immagini che mostrano immagini di posizionamento pre e post clip. (A) Dopo i risultati dell'ecografia per il posizionamento della clip che confermano l'occlusione IVC. (B) Flusso dell'aorta prossimale e distale. (C) Flusso IVC prossimale. (D) Vene iliache comuni. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig05large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig06.jpg"> Figura 6. Immagini ecografiche. L'ecografia cambia prima e dopo 15 minuti, 30 minuti e 45 minuti, confermando l'occlusione IVC. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig06large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig07.jpg"> Figura 7: Velocità media del flusso Doppler a onde pulsate. Velocità media del flusso (mm/s) nella vena cava inferiore prima e dopo il posizionamento della clip (**: P ≤ 0,01, test di Mann-Whitney eseguito). Le barre di errore mostrano l'errore standard. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig07large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Per analizzare l'esito di diversi interventi di venoplastica con nuovi rivestimenti, si consiglia la misurazione di proteine efficaci in grado di dimostrare l'effetto on-target del farmaco di interesse. Per il palloncino per venoplastica rivestito con sirolimus utilizzato qui, abbiamo misurato i livelli di proteina AKT fosforilata (p-AKT) dei lisati IVC di ratto, confermando l'inibizione della via mTOR poiché p-AKT è una proteina a valle che diminuisce in risposta a sirolimus14,15. Possiamo osservare in Figura 8 come, dopo la venoplastica con palloncino rivestito (CBV), la p-AKT sia significativamente diminuita rispetto al gruppo sham.
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66820/66820fig08.jpg"> Figura 8: Livelli di proteina p-AKT. Livelli proteici dei lisati IVC di ratto di sham rispetto alla venoplastica con palloncino rivestito (CBV) in condizioni normali che confermano l'effetto target con l'inibizione della via mTOR utilizzando palloncini rivestiti di venoplastica con sirolimus. (**: P ≤ 0.01, test di Mann-Whitney eseguito). Le barre di errore mostrano l'errore standard. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66820/66820fig08large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

Il protocollo presenta un modello di roditore di sopravvivenza per testare interventi di palloncino per venoplastica (VB) in vene profonde non trombotiche, trombotiche e post-trombotiche.

Modello di palloncino per venoplastica della vena cava inferiore del roditore

Balloon venoplasty is a commonly used clinical technique to treat deep vein stenosis and occlusion as a consequence of trauma, congenital anatomic ...

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L'induzione elettrolitica di attivazione endoteliale sulla superficie interna della vena cava risultati in formazione tipo trombo venoso a causa di attivazione endoteliale e parziale stasi del sangue, due componenti della triade di Virchow.

Elettrolitico vena cava inferiore Model (EIM) della Trombosi Venosa

L'intero modello murino stasi di trombosi della vena cava inferiore rendimenti quantificabile quantità di tessuto della parete venosa e trombosi. Si è dimostrato utile per valutare le interazioni tra la parete venosa e il trombo occlusivo e nel valutare la progressione da acuta a cronica.

Modello del mouse completa stasi della vena cava inferiore Trombosi

Per migliorare la nostra conoscenza della formazione neotissue cellulare e molecolare, un modello murino della TEVG è stata sviluppata di recente. Gli innesti sono stati impiantati come infrarenali innesti vena cava interposizione di C57BL / 6 topi. Questo modello raggiunge risultati simili a quelli ottenuti nella nostra ricerca clinica, ma nel corso di un time-course di gran lunga ridotto.

L&#39;impianto di Vena cava inferiore Interposizione Graft in modello murino

Questo protocollo utilizza un catetere a palloncino per causare un danno endoluminale sull'arteria carotide di ratto e d'ora in poi suscitare iperplasia neointimale. Questo è un modello consolidato per lo studio dei meccanismi di rimodellamento vascolare in risposta al danno. È inoltre ampiamente utilizzato per determinare la validità dei potenziali approcci terapeutici.

Vascolare Balloon Lesioni e intraluminale Amministrazione in Rat carotide

L'ipertensione arteriosa polmonare (PAH) è una malattia delle arteriole polmonari che porta alla loro obliterazione e allo sviluppo di insufficienza ventricolare destra. I modelli di roditori di PAH sono fondamentali per comprendere la fisiopatologia della PAH. Qui dimostriamo la caratterizzazione emodinamica, con cateterismo cardiaco destro ed ecocardiografia, nel topo e nel ratto.

Emodinamica Caratterizzazione di roditori modelli di ipertensione arteriosa polmonare

Abbiamo stabilito un modello di angioplastica pericardica a cerotti che può essere utilizzata sia in vene di piccolo diametro che in arterie. Questo modello può essere utilizzato per confrontare la formazione di iperplasia neointimale venosa e arteriosa.

Patch Angioplastica nel ratto aorta o vena cava inferiore

Descriviamo qui stenosi nella vena cava inferiore come un modello murino di trombosi profonda della vena. Questo modello racchiude in sintesi restrizione di flusso di sangue, uno dei principali fattori scatenanti di trombosi venosa in esseri umani.

Stenosi della Vena Cava inferiore: un modello murino di trombosi venosa profonda

La ricostruzione della vena cava suprahepatic (SHVC) rimane un passo difficile nel trapianto orthotopic del fegato del ratto. In questo articolo, vi mostriamo un protocollo passo-passo per la ricostruzione di SHVC in ratti facendo uso di una tecnica di anastomosi magnetico romanzo.

Un modello del ratto di orthotopic del trapianto del fegato usando una tecnica novella dell'anastomosi magnetico per la ricostruzione della Vena Cava Suprahepatic

Una fistola aortocaval è stata creata perforando l'aorta infra-renale murina attraverso entrambe le pareti nella vena cava inferiore ed è stata seguita dalla creazione di una stenosi nel suo deflusso attraverso la legatura parziale della vena cava inferiore. Questo modello riproducibile può essere utilizzato per studiare la stenosi venosa centrale.

Modello Murine della Stenosi Venoso Centrale utilizzando Aortocaval Fistula con una stenosi di flusso

Il presente protocollo mira a creare sperimentalmente iperplasia intima venosa sottoponendo le vene alla pressione arteriosa per lo sviluppo di strategie per attenuare l'iperplasia intimave venosa a seguito di chirurgia di rivascolazione utilizzando innesti vena.

Un modello di interposizione venosa di coniglio che imita la chirurgia di rivascolarizzazione usando grafts di venina per valutare l'iperplasia intima sotto la pressione sanguigna arteriosa

Viene descritta una metodologia dettagliata per stabilire un modello minimamente invasivo di embolia polmonare nel ratto utilizzando coaguli di sangue autologhi. Vengono inoltre forniti ulteriori metodi per quantificare l'area infartuata e visualizzare l'albero arterioso polmonare.

Istituzione di un modello di embolia polmonare minimamente invasivo per ratti utilizzando coaguli di sangue autologhi

Scopri il modello di palloncino per venoplastica della vena cava inferiore nel roditore per studiare la trombosi venosa e le interazioni immunitarie. Questo metodo permette di valutare interventi endovascolari e accelerare lo sviluppo di nuove terapie.

Modello di palloncino per venoplastica della vena cava inferiore del roditore

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