Studio comparativo sul contenuto di polisaccaridi e sulle attività antiossidanti di Hippophae rhamnoides subsp. sinensis e Hippophae gyantsensis

Questo studio confronta il contenuto di polisaccaridi e l'attività antiossidante tra Hippophae rhamnoides sub. sinensis e Hippophae gyantsensis per chiarire le loro differenze. Lo studio è metodologicamente valido e affronta una lacuna nella letteratura riguardante le differenze specie-specifiche nelle caratteristiche dei polisaccaridi.

I risultati di questo studio sono significativi per la valutazione della qualità e le potenziali applicazioni farmaceutiche. Per iniziare, trasferisci cinque grammi di polvere campione di olivello spinoso in un pallone a fondo tondo da 250 millilitri. Quindi aggiungere 50 millilitri di etanolo anidro e immergerlo a temperatura ambiente di 25 gradi Celsius per 24 ore.

Il giorno successivo, filtrare la polvere del campione imbevuta utilizzando un imbuto Buchner per ottenere il residuo del filtro. Lavare tre volte i residui del filtro con 50 millilitri di acqua deionizzata. A questo punto, trasferire il residuo del filtro sgrassato in un pallone a fondo tondo essiccato da 250 millilitri.

Aggiungere 150 millilitri di acqua deionizzata con un rapporto solido/liquido da uno a 30 grammi per millilitro. Eseguire l'estrazione del reflusso a bagnomaria a 80 gradi Celsius per due ore due volte. Quindi concentrare l'estratto utilizzando un evaporatore rotante.

Conservare la soluzione concentrata in frigorifero a quattro gradi Celsius per un uso successivo. Successivamente, aggiungere il reagente Sevag alla soluzione di polisaccaridi grezzi in un rapporto di volume da uno a quattro e posizionarlo su un agitatore magnetico. Quindi trasferire il composto in una provetta da centrifuga da 50 millilitri.

Centrifugare la sospensione a 4.000 g per 15 minuti e raccogliere il surnatante. Per concentrare l'estratto di polisaccaridi dopo la rimozione delle proteine, aggiungere etanolo anidro in un rapporto di volume da uno a tre per precipitare i polisaccaridi. Mettere il composto a quattro gradi Celsius per una notte.

Il giorno successivo, rimuovere lo strato superiore di etanolo. Trasferire il composto in una provetta da centrifuga da 50 millilitri e centrifugare come prima. Liofilizzare il precipitato per ottenere polisaccaridi totali.

Trasferire tre grammi di fenolo in un matraccio tarato marrone. Aggiungere 50 millilitri di acqua deionizzata per sciogliere il fenolo. Agitare fino a ottenere un composto omogeneo, quindi etichettare e conservare il pallone per un uso successivo.

Quindi, trasferire 10 milligrammi di glucosio anidro in un matraccio tarato da 10 millilitri. Aggiungere acqua deionizzata e agitare bene il composto. Quindi etichettare il pallone.

Per la preparazione della soluzione del campione da analizzare, pesare cinque milligrammi di polisaccaridi di olivello spinoso liofilizzati in matracci tarati. Aggiungere acqua deionizzata per portare ciascuno a un volume finale di 50 millilitri. Sonicare ogni miscela per 20 minuti fino a completa dissoluzione.

Diluire la soluzione di glucosio standard con acqua deionizzata a 0,1 milligrammi per millilitro. Quindi, utilizzando una micropipetta, trasferire 200, 300, 400, 500, 600 e 700 microlitri in sei provette pulite. Aggiungere acqua pura per portare ciascuno a un volume totale di un millilitro e mescolare delicatamente ogni soluzione per garantire una diluizione uniforme.

Aggiungere un millilitro di soluzione di fenolo al 6% e cinque millilitri di acido solforico a ciascuna provetta e mescolare bene. Trasferire i campioni in cuvette. Utilizzare acqua pura come bianco e misurare l'assorbanza a 490 nanometri con uno spettrofotometro UV visibile in tre repliche.

Per il test di precisione, preparare la soluzione di test. Eseguire la colorimetria dell'acido fenolo-solforico. Determinare l'assorbanza e ripetere sei volte per calcolare la deviazione standard relativa.

Per il test di stabilità, preparare la soluzione di prova. Esegui la colorimetria a zero, due, quattro, sei, otto e 10 ore dopo la preparazione. Determinare l'assorbanza nei punti temporali sopra indicati per calcolare la deviazione standard relativa.

Per il test di ripetibilità, preparare sei repliche parallele del campione. Eseguire la colorimetria dell'acido fenolo-solforico e determinare l'assorbanza seguendo la procedura stabilita. Per eseguire il test di recupero, preparare nove repliche parallele della soluzione di test.

Aggiungere volumi di riferimento equivalenti all'80, 100 e 120% del contenuto totale di polisaccaridi. Quindi eseguire la colorimetria dell'acido fenolo-solforico. Per la determinazione del contenuto, preparare la soluzione di esempio.

Eseguire la colorimetria dell'acido fenolo-solforico seguendo il metodo stabilito. Quindi determinare l'assorbanza. Pesare 2,7 milligrammi di DPPH in un matraccio tarato vuoto da 50 millilitri.

Aggiungere 50 millilitri di etanolo anidro per sciogliere il DPPH e preparare una soluzione madre. Successivamente, sciogliere cinque milligrammi di vitamina C in 10 millilitri di acqua deionizzata per preparare una soluzione di 0,5 milligrammi per millilitro. Diluire questa soluzione successivamente per preparare le soluzioni per il test della vitamina C.

Ora sciogliere cinque milligrammi di ciascun campione di polisaccaride di olivello spinoso in 10 millilitri di acqua deionizzata per preparare una soluzione di 0,5 milligrammi per millilitro. Diluire queste soluzioni successivamente per ottenere concentrazioni di prova. Utilizzando la soluzione DPPH come substrato, preparare i gruppi di prova in una piastra a 96 pozzetti.

Aggiungere 150 microlitri di acqua e 50 microlitri di DPPH per il gruppo di controllo negativo, A0. Aggiungere 150 microlitri del campione o della soluzione di vitamina C e 50 microlitri di DPPH per il gruppo di campioni A1. Per il gruppo di controllo del campione A2, aggiungere 150 microlitri di campione e 50 microlitri di etanolo anidro. Lasciare che la reazione proceda al buio per 30 minuti. Quindi misurare l'assorbanza a 517 nanometri.

La curva standard del glucosio ha mostrato una forte relazione lineare tra assorbanza e concentrazione nell'intervallo da 0,02 a 0,07 milligrammi per millilitro. La resa media di polisaccaridi di Hippophae gyantsensis era significativamente superiore a quella di Hippophae rhamnoides sottospecie sinensis. Il test di precisione ha dimostrato una variazione minima dell'assorbanza in sei misurazioni e una RSD dello 0,21%, che indica un'elevata precisione dello strumento.

Il test di stabilità ha mostrato che i valori di assorbanza sono rimasti costanti per un periodo di 10 ore, con un valore RSD dello 0,45% che conferma la stabilità della soluzione campione. Il test di ripetibilità ha prodotto valori di assorbanza coerenti in sei repliche con RSD dello 0,5%, convalidando la ripetibilità del metodo. L'esperimento di recupero per il contenuto di glucosio ha prodotto un tasso medio di recupero del 99,18%, confermando l'accuratezza del metodo.

Il contenuto medio di polisaccaridi di Hippophae rhamnoides sottospecie sinensis era significativamente superiore a quello di Hippophae gyantsensis. Hippophae gyantsensis ha mostrato un'attività antiossidante leggermente superiore rispetto a Hippophae rhamnoides sottospecie sinensis a tutte le concentrazioni testate. A 0,5 milligrammi per millilitro, il tasso di eliminazione del DPPH di Hippophae gyantsensis ha raggiunto l'81,93%, mentre Hippophae rhamnoides sottospecie sinensis ha raggiunto il 75,17%