このコンテンツを表示するには、JoVEへの購読が必要です。 または、無料トライアルをお申し込みください。

方法論記事

行動するマウスにおける海馬シータ振動の光同調

11.7K 閲覧数

⸱

DOI：

10.3791/57349

⸱

2018年6月29日

 ,  , 
1Systems Neurophysiology Research Group, Institute of Clinical Neuroscience and Medical Psychology, Medical Faculty, Heinrich Heine University Düsseldorf, 2Behavioural Neurodynamics Group, Leibniz Institute for Molecular Pharmacology (FMP)/ NeuroCure Cluster of Excellence, 3Neuronal Circuits and Behavior Research Group, Max Planck Institute for Metabolism Research

この記事について

サマリー

動作マウスにおける海馬シータ振動 (5-10 Hz) の選択を操作する光遺伝学、電気生理学的記録の使用について述べる。リズムの同調性は、ローカル フィールド ポテンシャルを使用して監視されます。光と薬理遺伝学的抑制の組み合わせは、海馬同期の遠心性の読み出しをアドレスします。

要約

ニューラル ネットワークの動作する振動の関係や脳領域間の神経放電の組織に関する広範なデータを求める脳リズムを選択的に操作するための新しいツール。ここで特定の投影光遺伝学を組み合わせて動作マウスにおける海馬シータ振動 (5-10 Hz) の忠実度の高いコントロールの細胞電気生理学のアプローチについて述べる。重要な海馬シータ振動の生成に関与する内側中隔細胞の gaba 作動性の人口にターゲット チャネルロドプシン 2 (ChR2) により光同調の特異性を実現し、ローカル同期活性化海馬の抑制性中隔求心性神経のサブセット。ラミナ CA1 野のや神経細胞の放電の間でローカル フィールド ポテンシャル (LFP) の同時観測による光遺伝学的リズム制御の有効性が検証されます。この容易に実装可能な製剤を用いた各種光刺激プロトコル シータの誘導とその頻度と規則性の操作の有効性を示す.最後に、投影法固有の抑制と θ リズム制御の組み合わせは遠心性の地域によって海馬の同期の特定の面の読み出しをアドレスします。

概要

哺乳類の神経細胞の活動は、内および脳領域1,2,3,4間の情報伝達を支援するネットワークの振動によって調整されます。脳のリズムには、非常に遅い (< 0.8 Hz) 超高速 (> 200 Hz) 周波数まで至る振動が含まれます。証拠の大きいボディは、認知5,6,7,8,9,10 を含む多様な脳機能でネットワーク振動の関与をサポートしています、パーキンソン病やてんかんの13,14,15などの神経疾患と同様に、生得的な行動11,12 。同期の生理学的にもっともらしいモデルの開発と動作の因果関係を確立するため、ネットワークの振動の実験的操作メソッドが選択的な一時的は欠かせないため。

ネットワーク同期は多様な生物学的基質とイオン チャネルの分子の id、その動力学から興奮性とネットワーク接続性の神経に至るまでのプロセスを介する。発電機16が明らかにされている多くの脳のリズムが (例えば周波数、振幅) の異なる面が多いリズムの生物学的デザインは、明確な細胞のタイプとネットワークのダイナミクスによってもたらされます。例えば、主細胞の突起をターゲットと抑制性介在ニューロンは、周波数帯、脳領域17,18, シータ19、20、ガンマ20を含む最も重要な選手をします。,21日とリップル (140-200 Hz)22振動。ターンでは、離れた場所の細胞の位相同期は、堅牢なフィード フォワード信号錐体細胞の介在神経の発火をリセットによって保証されます。振動、同期ニューロン集団のサイズの重要なパラメーター測定 LFP 振動の振幅は密接な関係し、少なくとも高速振動2介在ニューロンに興奮性ドライブに依存します。対照的に、シータ、デルタなどの遅い振動は皮質視床23,24と海馬-内側中隔予測25,によって形成される長距離のリエントラント ループによって生成される26,27、それぞれ。このような回路の振動が信号伝搬遅延、興奮性の応答と周波数嗜好参加細胞28,29,30,の相互作用によってもたらされる31,32gaba 作動性パルブアルブミン (太陽光発電) から抑制性の投射-海馬25,33、海馬傍地域内嗅皮質26で介在する内側中隔 (MS) の細胞が陽性。内側側頭葉シータ振動の生成に不可欠。したがって、光遺伝学を用いたリアルタイム高精度ネットワーク振動・同期の神経の生理学的メカニズムを操作できます。

34,35,36,37,38 培養海馬と大脳皮質の振動やの研究のセル型固有の光遺伝学的操作を適用されています。生体内で30,39,40,41,42,43,44,45, 機能を含むガンマ5,12,36,46,47,48,49,50,の調査51,52とリップル振動40,53,54と睡眠のスピンドル、55,56。最近 PV Cre マウスの MS、海馬 θ リズムの生成のための重要な地域で Cre 依存 ChR2 ウイルスを表明しました。この準備を使用して、海馬シータ振動 (周波数と時間的安定性) の特徴は、海馬11MS の抑制性投射の光刺激によって制御されました。さらに、海馬海馬の抑制性投射のシータ振動への光刺激は目がさめている不動の中にシータを誘発しました。生じる気流 LFP および神経細胞の活動レベルでマウスで自発的なシータの θ リズムの表示プロパティです。

このプロトコルの主な機能: 海馬興奮性; 非特異的効果を回避しながら自発的なシータの重要な生理学的である抑制性経路の (1) の利用(2) 軸索、すなわち、非海馬 MS efferents; の直接影響を最小限に抑えるために特定の投影刺激(海馬海馬 θ リズムのダイナミクスとシータ振動の二国間の引き込みと直接干渉を最小限を確保 3) ローカルの θ リズム光刺激(4) パラメトリックな制御のシータ振動頻度および規則性;同調忠実高時間分解能 (5) 数量 LFP を使用して動物の行動に因果関係の定量的分析を有効にします。以来、この準備は、シータ世代25,30の脱抑制が海馬海馬のよく知られている役割を本質的に大文字、それはシータ振動動作マウスのいくつかのパラメーターのロバスト制御をできます。他より少ない調査経路および海馬海馬の細胞の種類はどこにいた研究操作38,39,47,49,50,51,52,53,54,55,56,57,58は θ リズムの機構をさらに明らかにします。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

太陽光発電 Cre ノックアウトの雄マウス5910-25 週齢が使用されました。マウスが動物施設における標準的な条件の下で収容され、12 時間の明暗サイクルし続けました。すべてのプロシージャは国内および国際的ガイドラインに従って行われ、地元の保健当局 (Landesamt für Natur、環 und Verbraucherschutz、ノルトライン ・ ヴェストファーレン州) によって承認されました。

1. ウイルス注入

  1. 全体の手順中に60生物学的安全性ガイドラインに従ってください。白衣、マスク、ヘアネット、手袋の 2 つのペアを着用します。
  2. 滅菌メスやハサミでチューブを約 1 m の長さにカット、ポンプ、シリンジ ホルダー ・ ブロックに挿入して、それを修正します。
    1. 注射器を使用して完全にシリコン オイル チューブを入力します。
    2. チューブに空気の泡が表示されるかどうかを確認します。空気の泡が認められた場合、再度オイル チューブを補充します。
    3. プッシャー ブロックにプランジャーを修正します。
    4. プランジャーの先端が管に触れるまでゆっくりシリンジ ホルダー ・ ブロックに向かってプッシャーを進めます。
    5. プランジャーの先端をチューブに挿入し、自動的にシリンジ ホルダー ・ ブロックに到達するまで、コマンド ウィンドウと低注入率 (例えば、500 nL/min) で「インフューズ」を選択して遅い速度でプッシャー ブロック前方を移動します。
  3. 注射針 (34 G) を準備します。
    1. 精密ドリル/グラインダー切削ディスクに接続されているを使用して明確に針ハブを取り外します。必要な場合は、新鮮なカット面から金属の残基を削除する針を使用します。
    2. 針をキャピラリー チューブ (3-4 cm) をスレッドします。
    3. 瞬間接着剤を管に針を接着します。
    4. 注射針を, マイクロシリンジ ポンプに接続する管の端に接続します。
  4. 脳定位固定装置のホルダーに針を取り付けます。
  5. 針の上の透明なチューブで空気の泡が表示されるまで、空気を撤回します。
  6. 酸素の 1.5-3% イソフルランとマウスを麻酔します。約 2-3 分待ってし、マウスはつま先ピンチへの応答を評価することによって麻酔完全にことを確認します。手術中動物の呼吸を監視し、必要に応じてイソフルラン麻酔濃度を調整します。
  7. 非外傷性耳ホルダーを用いた定位脳手術フレームにマウスを配置します。
  8. 脂質ゲルとマウスの目を保護します。
  9. 0.01-1 を使用して頭の皮膚掻き未満 0.1 mL リドカインを注入 mL 注射器と 26 G 注入カニューレです。
  10. 剃るし、エタノールを使用してマウスの頭を消毒します。その後、手術部位の消毒にエタノールで 3 回 2% クロルヘキシジンを交互に。
  11. 目のレベルに耳の後ろの間を行く前とラムダが表示されます罰金と鋭いはさみを使用して正中切開を実行します。
  12. 注射器を使用して塩化ナトリウムの約 50 μ L を適用することによって頭蓋骨をきれいにし乾燥紙ティッシュと空気のパフ。
  13. 前とラムダの背腹と同じレベルになるよう鼻クランプの背腹レベルを調整することによってマウスの頭の位置 (± 0.3 mm)。
  14. MS (AP 0.98 と L 前参考 0.5 mm) の上の穴をドリルします。
  15. この時点で、約 5 分間室温 (RT) のウイルス ( AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato.WPRESV40の少なくとも 2 μ L が含まれてする必要があります) の因数を解凍します。
  16. 1 分間常温約 4,000 x g で因数を遠心します。
  17. パラフィルム; の部分にウイルスの 2 μ L をピペットします。以前保護側を使用します。
  18. 液体の注入針の先端を沈めるし、約 500 nL/min 液体のレベルを観察しながら慎重に撤回します。空気の吸引を防ぐため、ウイルスは完全取られる前に撤退を停止します。溶液粘度; に従って撤退率を調整します。速い速度は、粘度が高いとウイルスの回収を促進できます。
  19. 紙ティッシュで針をクリーンアップします。
  20. ウイルスがチューブ内にウイルスと油は気泡で区切られますことを確認します。ウイルスは正常に注入中に注入されるかどうかを制御するために管のウイルスのレベルをマークします。
  21. 直上の上針を置き、ゆっくりと最初の注入ポイント (AP 0.98、L、0.5 V-5.2、5.5 ° 水平) で脳に挿入します。
  22. 450 を注入 100 150 nL/分 10 分待つの割合でウイルスの nL は慎重に 0.1 mm を針の移動し、別の 5 分を待ちます。
    1. 第 2 注入ポイント (AP 0.98、L、0.5 V-4.6) に針を移動して別の 450 を注入 100 150 nL/min の nL。
    2. 針を削除する前に別の 5 分針を 0.1 mm. 待機を移動する前に 10 分間待ちます。
  23. スクエア ノットを使用してシルク黒編み縫合糸で切開部を縫合します。回復をスピードアップする赤いランプと、動物を温めます。抗生物質 (0.3 mL Erycinum (滅菌食塩で 1:4)) やカルプロフェン i. p. 手術後毎日 2 〜 3 日を管理します。
  24. 上記のウイルスのレベルを示したマーク チューブをカットします。さらに注射用チューブを使用できます。各注入の前に新鮮な注射針を準備します。
    注: この手術は、約 1 〜 1.5 時間かかります。動物は、手術後 5 分以内通常目覚めます。最低限を待って十分な軸索式の 6 週間の時間が発現ウイルス注入後約 6 ヶ月を減少し始めると定位した絵を実行する前に 5 ヶ月より長くないです。

2. 光ファイバー (図 1 a) の準備

  1. マルチモード光ファイバー (105 μ m コア、0.22 NA 石英コアとクラッド ガラス) を使用します。繊維が繊維のスプールにまだ接続されているマイクロのストリッパーを使用して光ファイバーのコアの 125 μ m クラッドを除去します。
  2. 繊維をダイヤモンド ナイフを使用して約 2-3 cm の長さにカットします。
  3. セラミック棒フェルールに光ファイバーを挿入 (ID: 126 μ m)。約 0.5-1 mm 光ファイバーのフェルールの凸側から突出する必要があります。
  4. 針を使用して、フェルールの側面にフェルールの両端にエポキシ接着剤を一滴を適用します。また、スーパー接着剤を使用します。
  5. 少なくとも 30 分乾燥して接着剤を許可します。
  6. フェルールの砥粒研磨フィルム (3 μ m グリッツ) 繊維の凸側を磨きます。
  7. 光パワーメータを使用して光の伝達の正確さをテストします。
    1. 電力計に使用されているレーザーと同じ波長の波長を設定します。
    2. センサーの中心を向き先端とパッチ コードを配置します。レーザーの電源、電源メーターから光出力を読み取る。値を記録します。
    3. 交尾スリーブを介してパッチ ケーブルに光ファイバーを接続し、センサーの中央に直面して繊維の先端でそれを配置します。レーザーの電源、電源メーターから光出力を読み取る。値を記録します。
    4. 伝送速度を計算する: 最初の値が 2 番目の値を分割します。伝送速度が 0.5 以下の場合ファイバーを捨てて、それ以外の場合、注入用します。
    5. 移植前に各ファイバーの伝送速度をテストします。
    6. 光ファイバーの伝送速度にレーザーの光出力を調整後の実験のため: 5 15 5 15 mW の光ファイバー先端から最終的な光出力を達成するために透過率で割った値にパッチコード先端から光出力を設定します。
      注: はまた光ファイバーの準備のための参考文献61を参照してください。

3. タングステン ワイヤの準備配列 LFP の録音 (図 1 b)

  1. (例 6) のいくつかを接着テープの粘着面に平行に 100 μ m シリカ チューブ ガイド。約 4 〜 6 mm、1 本のワイヤー配列アセンブリの 1 つの作品をカットします。
  2. 鉗子を使用してガイド チューブを介してホルムバール被覆 45 μ m タングステン線を通します。
  3. ストリップ 6 エナメル絶縁高級銅ボンディング ワイヤ (約 5 mm 長い) とアース (約 2-3 cm 長い) 両端絶縁体を削り取るにメスを使用しています。Nanoconnector ピンを半田付けします。
  4. 各ボンディング ワイヤをそれぞれ銀導電性塗料の一滴を使用して 1 つのタングステン線に接続します。少なくとも 30 分乾燥させます。
  5. セメント線をカバーするための最小量を適用します。脳組織や、nanoconnector の上部に挿入されるタングステン ワイヤのセメントは適用されません。せ、少なくとも 30 分間乾燥セメント。
  6. 信頼性の高い注入線下以上どこ θ 振幅が小さすぎるの推定属地層三角骨に隣接する腹側のゾーンを有効にする鈍のステンレス製はさみを使用してタングステン ワイヤの角カット (5-20 °) を実行、同調忠実に再現。
  7. 絶縁体を削り取るにメスを使用して、アース線の先端 (約 2 mm) を deinsulate します。フラックス、presolder とそれを扱います。
  8. 潜在的なチェック間クロストーク電極デジタル デジタルマルチメータです。これを行うには、コネクタのピンを抵抗測定モードに設定する必要があります、マルチメータに接続します。チャネルのペアの組み合わせをチェックします。5 MΩ 以下マルチメータの読みは重要なクロストークを示します。
  9. 生理食塩水は、インピー ダンス計を使用して各ワイヤ電極のインピー ダンスを確認します。典型的なインピー ダンス値のとおり 100 kΩ です。
  10. 注入を容易にするには、光ファイバーの先端は、最短の線のレベル、光ファイバー先端に近接がタングステン ワイヤを触れていない細線アレイを 1 つの光ファイバーを接着します。繊維の角度を注入中に組織の損傷を防ぐために可能な限り小さくしてください。
    注: は文献62タングステン細線アレイの作製も参照してください。

4. 定位同腹

  1. 1.6 1.13 の手順で説明するように、準備を実行します。
  2. 頭蓋骨の上から結合組織を削除し、記録中に筋の成果物を防ぐために約 2 mm、徹底的に首の筋肉を押し下げます。
  3. 綿の先端アプリケータと生理食塩水を使用して頭蓋骨をきれいにし、地面およびインプラント (図 1) の安定化用骨ステンレス鋼ねじ (00-96 × 1/16) を配置する (前に 2) と小脳、直径 0.8 mm 以上 2 4 穴をドリルします。小脳の上に 1 つ銅配線 (約 2-3 cm 長さ) に接続して接地ネジを配置します。
  4. 電気生理学的記録中に筋の成果物を防ぐためにセメントを完全に接地ネジをカバーしてください。すべてのネジ (図 1E) を接続するセメント リングを構築します。
  5. (海馬、AP-1.94、L 1.4、前参考 V 1.4) の注入側の上に開頭術を実行します。脳組織の表面に約 5 μ L の滅菌食塩を適用します。
  6. 藤枝を使用して、開頭手術でワイヤー配列をゆっくりと下ろします。単一の録音のためインプラント シリコン プローブ ワイヤー配列63; 代わりにアイソレイション軽いアーティファクトを防ぐためにインプラント海馬で個別に光ファイバーのファイバー先端プローブに直接直面している (図 1 -私)。半球同調の調整の調査、対側の海馬 CA1 野の追加の光ファイバーをインプラントします。
  7. 暖かい液体ワックス/パラフィン オイル、脳組織を保護するために注入サイト上記注射器で 70 ° C に予熱の約 5 μ L を適用します。
  8. 適用電線配列の周りのセメントとセメントと頭蓋骨をカバーします。
  9. Presoldered 接地/基準線、例えば、針を使用してください接地ネジに接続されている presoldered 線にフラックスの一滴を適用し、ヒューズ ワイヤをはんだ付け装置を使用してください。
  10. セメント系全体のアース線をカバーします。
  11. 0.3 mL Erycinum (1:4 で滅菌 NaCl) を管理、カルプロフェン (5 mg/mL) i. p. 手術後、少なくとも次の 2 日間。マウスは通常術後 15 分以内に目覚めます。回復をスピードアップする赤いランプと、動物を温めます。
  12. 術後最初の週または重量が安定するまで、マウスの重量を毎日監視します。減量手術の前に記録されたマウスの重量の 10% を超えてはなりません。体重の安定化を加速させ、術後最初の日の間にウェット フードとコンデンス ミルクを使って、マウスを供給します。
  13. Ref. 62で説明するようインプラント海馬 (AP-1.94、L 1.4 V 1、それに続く低下) シリコン プローブの引き込み時に海馬の細胞の活動を記録する (図 1 -私)。AP-3 L 1.4 V 1.6 39 ° 尾側吻側で海馬に光ファイバーをインプラントします。細胞突起の刺激が必要な場合は、MS (AP +0.98 L 1 V 3.9 横方向 15 °) で追加の光ファイバーをインプラントします。

5. 光刺激と電気生理学的データ集録

  1. レコーディングの設定 (例えば、15 分のセッション、3 日間の 1 日あたり 1-2 セッション) にマウスを慣らします。最初の実験から始まる前に動物の行動を調べます。環境、スニッフィング、鳥、等を実行する室で、マウスが移動する場合は、最初の実験的セッションを開始します。
  2. 同じ部屋で他の動物の不在でおなじみ商工会議所にマウスを配置します。
  3. 粘着テープを使用して動物の位置を追跡する頭段に LED を接続します。動物が実験を開始する前に録音室を探っている期間中カメラで LED の光が反映していることを確認します。暗闇の中で LED の光を追跡するために記録します。録音室の上カメラを配置します。
  4. パッチ コードから光出力を確認します。注入された光ファイバーの伝送速度に応じて接続後ファイバー先端から光出力を推定します。光ファイバーの先端から光出力を 5-15 mW の, 信頼性の高い同調できるように間を確認します。
  5. パッチアンプ用アダプター プリアンプを慢性埋込コネクタに接続します。光刺激実験のため慢性埋込海馬繊維に光ファイバー パッチ ケーブルを接続します。制御光の刺激実験でヘッドセットに接続してダミー フェルールに光ファイバーを接続します。
  6. 記録室にマウスを配置します。
  7. 刺激のプロトコルを生成する刺激発生器を制御するソフトウェアを開きます。
  8. 473 nm 固体レーザを制御するチャネルを選択します。最初の行に入力 3,000 mV (1 列)、速度 30 ms (2 列)、0 mV (3 列)、112 ms の時間 (4 列)、行の繰り返し 840 とグループ 2 分 30 ミリ秒長いパルス 7 Hz 刺激のためのプロトコルを生成する、繰り返しの 1。別の周波数または別の期間で刺激が必要な場合は、4 の列と行の繰り返しの数で時間を調整します。2 番目の行選択 0 mw (1 列) 時間 500 h (2 列)、行手順 1、およびグループは刺激プロトコルを終了した後、レーザーがオフされていることを確認する 1 を繰り返します。
  9. クリックして"ファイル > 名前を付けて"希望の名前でファイルを保存し、。
  10. 刺激 TTL 出力電気生理学的の集録を同期するデジタル大山猫のアナログ入力ボードに接続されているレーザーのトリガーであることを保証し、光遺伝学的データ。
  11. また、パラメトリック シータ発振周波数の変動を調整するため、ガウス分布に従う期間、パルス間間隔変動に伴う光パルスの列車を適用します。例えば、ステップ 15.1 に 3.2 ms2からさまざまなプロトコルのパルス間間隔の分散を変更します。シータ周波数 (図 6) の異なる変動とシータの新紀元を生成するこれらのプロトコルが適用されます。
  12. 記録システムのソフトウェアを開きます。「ACQ」を取得すると"REC"を記録するをクリックします。ベースラインの動作 (例えば、基準速度を取得するために 2 分またはベースラインの場所フィールドを抽出する 30 分) を記録する光刺激を開始する前に待機します。
  13. 刺激発生器を制御するソフトウェアを開きます。「ファイル > 開く」をクリックし、選択したプロトコル ファイルを選択します。「ダウンロードと開始」光の刺激を開始するをクリックします。
    注: 実験を調査することができますと刺激がリモート コントロール経由で開始されました。これは、実験者の存在の動物の行動に及ぼす影響を除外します。研究の目標に応じて刺激を開始し、特定の動作中に終了できます。

6. 光同調と海馬の出力の投影固有阻害の組み合わせたアプローチ

  1. セクション 1 で説明したように PV Cre マウス MS gaba 作動性細胞における ChR2 を表現します。
  2. さらに、両背側海馬半球 (AP-1.7; の CamKIIα 依存ハロロドプシン (eNpHR3.0、 AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH) の 2.4 μ L の合計を注入します。L ± 1.05;V-2.05 と 1.4 mm;AP-1.7;L ± 1.7;V-2.05 と 1.55 mm;AP-2.3;L ± 1.5;V-2.2 と 1.3 mm;AP-2.3;L ± 2.2;V-1.65 ・ 2.45 mm)。
  3. 式の時間の 6 週間かかります。
  4. セクション 4 で説明した海馬 ca1 で光ファイバーでタングステン細線アレイをインプラントします。さらに、インプラントの外側中隔で二国間光ファイバー (LS、AP 0.1、0.25 L、V-2.250 mm と AP 0.5 L-0.3、V-2.70 mm)。
  5. 光シータ同調実験手順 5.4 5.5 で説明したよう実行します。
    1. 海馬 LS 出力の同時抑制プロトコル刺激信号生成を生成する:例えば、トリガー出力チャネルの発症が合計 45 の持続的な連続的な脈拍と 593 nm DPSS レーザー 15 s に接続をトリガーする前に、s473 nm 固体レーザのパルス出力。
    2. 593 nm DPSS レーザーにマルチモード光ファイバーの光結合器を用いたパッチコードを介して LS で両方のファイバーを接続します。
    3. 録音を開始、ダウンロードし、トリガー刺激生成を制御するプロトコル。

7 データ処理

  1. 電気生理学的信号を変換し、.dat および .pos フォーマット、それぞれ64に神経生理学的データ (ND) マネージャーで追跡データを配置します。
  2. 低域通過フィルターと ND マネージャー661,250 Hz の広帯域信号のダウン サンプリングして LFP を取得します。
  3. 各録画のシータ振動 (Neuroscope を使用して)19の最大振幅とチャンネルを選択します。
  4. しきい値検出アルゴリズムとレーザー パルスの刺激新紀元のタイムスタンプを検出 (MATLAB 関数 findpeaks.m を使用してまたは類似)11。
  5. 多チャンネル データ分析ソフトウェアで .dat ファイルをインポートするには、「ファイル > インポート」をクリックして、データ型として「バイナリ ファイル」を選択し .dat ファイルを選択します。構成] ダイアログで、正しいチャンネル数と 1,250 Hz のサンプリング レートを入力し、"ok"をクリックして .smr ファイルとして保存します。パワー スペクトルをプロットするには、「分析 > 新しい結果表示 > パワー」を選択します。設定で最高の θ 振幅と FFT サイズを 16,384 チャンネルを選択、クリックして「新規」、「開始時刻」と「終了時間」として刺激新紀元の初めを定義刺激エポック社の「プロセス」をクリックして終了います。
  6. 光刺激の周波数範囲内で累積的なパワー スペクトル密度 (PSD) の比として引き込み忠実度を計算 (刺激周波数 ± 0.5 Hz)、multitaper メソッドでシータ (5-12 Hz) バンドで累積的な psd ファイル (NW = 3、ウィンドウ サイズ 8,192) 10 s 新紀元のため (例えば、ツールキット < http://chronux.org/>)。
  7. 支配的な PSD ピークが ≤ 記録新紀元を除外する (非シータ新紀元、MATLAB 関数 find.m を使用して) の分析から 5 Hz。
  8. (MATLAB 関数 sortrows.m および pcolor.m を使用して) 計算された同調忠実に従ってすべての記録された新紀元の LFP パワー スペクトルのラスターをプロットします。パワー スペクトルと同調を読み込み変数インチ型パワー格納され、「ファイル > 開く」をクリックして忠実に再現 = sortrows(In,1);pcolor(Power(:,2:end))。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

セクション 1 で説明した MS の gaba 作動性セルに chr2 ターゲットは、図 2 aで示されています。背側海馬 CA1 領域の上移植は光ファイバー経由で MS gaba 作動性細胞の軸索の光遺伝学的刺激だけでなく、対側同側 (図 2 b) の刺激の周波数でシータをヘアレスします。半球 (図 2)。シータは、これの有効性は相対的なシータ刺激周波数、すなわち、この辺りは LFP 電源として各記録の新紀元のため計算された光刺激 (図 3 a) にもっとまたはより少なく効率的に同伴されることができます。同調は (図 3 b) を忠実に再現。0.3、すなわち、自然の光を録音でより高い上同調忠実度は録音時代の約 80% に認められた.非シータ...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

ここで私たちは同調行動中の動物の海馬シータを引き出す方法論が広くアクセスを発表しました。このアプローチは、情報処理や動作の θ の関数の研究に役立ちます。このメソッドの重要な側面が含まれます: (1) オプシンの選択と MS の軸索に chr2 ターゲット細胞海馬、継続的な刺激と LFP ように注入された光ファイバー線配列アセンブリの (2) 堅牢な光・電子機能マウス、シータ周波数で光の最適な量の (3) の適用、引き込み再現 (4)ホックを投稿定量化と optoelectrical アーティファクトの (5) のコントロールの動作の記録。

最初の点の主な注意点は、内側にある静脈叢を温存するセキュリティで保護されたウイルス注入です。このステップの最適な施術は、注射の成功率を低減でき、結果の取得が遅れる可能性があります。オプシンの動力学を考慮する、ChR2 (アクティブ化の時間: 2 ms、殺菌時間: 9 ms65)。2 番目の点は、光透過率の再現性の制御と注入電極のインピー ダンスを要求し、追加インプラントのタイムリ...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

著者が明らかに何もありません。

謝辞

原稿のデータ分析による専門家の助けのためのマリア ・ Gorbati とコメントのジェニファー Kupferman に感謝したいと思います。この作品は、ドイツ研究振興協会 (DFG; によって支えられました。Exc 257 NeuroCure、TK と AP;優先順位プログラム 1665、1799/1-1(2)、ハイゼンベルグ プログラム、AP 1799/2-1)、ドイツ ・ イスラエル科学研究開発 (GIF; 財団私-1326-421.13/2015 年、TK) と人類のフロンティア ・ サイエンス ・ プログラム (HFSP;RGY0076/2012、TK)。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
PV-Creマウスジャクソン研究所B6;129P2-PvalbTM1(cre)Arbr/J
Name会社カタログ番号Comments
Surgery
StereotaxisDavid Kopf Instruments, Tujunga, CA, USAModel 963Ultra Precise Small Animal Stereotaxic Instrument
ドリルビット、0.8 mmBijoutil、Allschwil、Switzerland49080HM
0.01-1 mlシリンジBraun、Melsungen、Germany9161406V
StericanカニューレBraun26 G、0.45x25 mm BL/LB
Fine and sharp はさみFine Science Tools Inc.、バンクーバー、カナダ14060-09
ForcepsFine Science Tools Inc.11210-10Dumont AA - エポキシコーティング鉗子
鈍いステンレス鋼はさみファインサイエンスツール株式会社14018-14
はんだ付けステーションWeller Tools GmbH、Besigheim、ドイツWSD 81
ErythromycinRotexmedica GmbH、トリッタウ、ドイツPZN:108239321gの粉末を注入用溶液
用にNameCompanyカタログ番号strong<>Comments
Optogenetics
Hamilton pumpPHD Ultra, Harvard Apparatus, Holliston, MA, USAモデル 703008PHD Ultra シリンジ ポンプ プッシュ/プル機構付き
Hamilton 5 & micro;Lシリンジ、26ゲージPHDウルトラ、ハーバード装置モデル75 RN SYR
ハミルトン5&マイクロ;L プランジャーPHD ウルトラ、ハーバード デバイスモデル 75 RN SYR
チューブフィッシャー サイエンティフィック、ピッツバーグ、米国PE 20内径 0.38 mm (.015")、外径 1.09 mm (.043")
ステリカン カニューレブラウン、メルズンゲン、ドイツ27 G、25x0.40 mm、鈍い
精密ドリル/グラインダーProxxon、ウェッカー、ルクセンブルクfbs 240/e
カッティングディスクProxxonNO 28812
Cre依存チャネルrhodopsinPenn Vector Core, Philadelphia, PA, USAAV-1-18917P構造名: AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato, 力価: 1.42x1013 vg/ml
Cam kinase dependent halorhodopsinPenn Vector CoreAV-1-26971P構造名: eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH, 力価: 2.08_1012 vg/ml
マルチモード光ファイバーThorLabs、ダッハウ、ドイツFG105LCA0.22 NA、Low-OH、およびOslash;105 &マイクロ;mの中心、400 - 2400 nm
陶磁器棒のフェルールの精密繊維プロダクト、ミルピタス、CA、米国CFLC126陶磁器LC MMのフェルール、ID 126um
磨くペーパーThorlabsLF3D6" x 6"ダイヤモンドのラッピング(磨く)シート
電力メートルThorlabsPM100Dコンパクト電力およびエネルギーメートルのコンソール、デジタル4 "LCD
のマルチモード繊維光学カプラーThorlabsFCMM50-50A-FC1x2 MMカプラー、50:50分割比、50 & マイクロ;m GIファイバー、FC / PC
光ファイバーパッチコードThorlabsFG105LCA CUSTOM-MUCカスタムメイド、長さ3 m、保護チューブ付き、チューブ:FT030、コネクタ1:FC / PC、コネクタ2:1.25mm(LC)セラミックフェルール
スリーブファイバー製品、ミルピタス、CA、米国ADAL1セラミックスプリット嵌合スリーブØ用;1.25 mm (LC/PC) フェルール
473 nm DPSS レーザーLaserglow Technologies, Toronto, ON, CanadaR471005FXLRS-0473 Series
593 nm DPSS laserLaserglow TechnologiesR591005FXLRS-0594 Series
MC_Stimulus IIMultichannel Systems, Reutlingen, GermanySTG 4004
インピーダンス調整モジュールNeural microTargeting worldwide, Bowdoin, USAICM
NameCompanyカタログ番号Comments
>Electrophysiology
Tungsten wiresCalifornia Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USACFW001095440 & micro;メートル、99.95%
キャピラリーチューブOptronics1068150020ID:100.4µm
Omnetics nanoconnectorOmnetics Connector Corporation、米国ミネアポリスA79038-001
ネジBilaney、Düドイツ、セルドルフ00-96x1/16ステンレス鋼
シリコンプローブNeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI, USAB32
HeadstageNeuralynx, Bozeman, Montana USAHS-8ミニチュア ヘッドステージ ユニティ ゲイン プリアンプ
銀 導電性塗料Conrad electronics, ドイツ530042
液体フラックスFelder GMBH Löttechnik、オーバーハウゼン、ドイツLötöl ST DINEN 29454.1, 3.2.2.A (F-SW 11)
LEDNeuralynxHS-LED-Red-omni-10V
Name会社>カタログ番号Comments
Software
MATLABMathworks, Natick, MA, USA
MC_StimulusソフトウェアMultichannel, Systems
Neurophysiological Data ManagerNDManager, http://neurosuite.sourceforge.net
Klustershttp://neurosuite.sourceforge.net, Hazan et al., 2006
録音システムNeuralynxCheetahhttps://neuralynx.com/software/cheetah
マルチチャンネルデータ分析ソフトウェアCambridge Electronic Design Limited, Cambridge, GBSpike2
精密 のソフトウェア

参考文献

  1. Salinas, E., Sejnowski, T. J. Correlated neuronal activity and the flow of neural information. Nat Rev Neurosci. 2 (8), 539-550 (2001).
  2. Buzsaki, G., Wang, X. J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu Rev Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  3. Cannon, J., et al. Neurosystems: brain rhythms and cognitive processing. Eur J Neurosci. 39 (5), 705-719 (2014).
  4. Fries, P. Neuronal gamma-band synchronization as a fundamental process in cortical computation. Annu Rev Neurosci. 32, 209-224 (2009).
  5. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  6. Colgin, L. L., et al. Frequency of gamma oscillations routes flow of information in the hippocampus. Nature. 462 (7271), 353-357 (2009).
  7. Csicsvari, J., Jamieson, B., Wise, K. D., Buzsaki, G. Mechanisms of gamma oscillations in the hippocampus of the behaving rat. Neuron. 37 (2), 311-322 (2003).
  8. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  9. Lisman, J. E., Jensen, O. The theta-gamma neural code. Neuron. 77 (6), 1002-1016 (2013).
  10. Sirota, A., et al. Entrainment of neocortical neurons and gamma oscillations by the hippocampal theta rhythm. Neuron. 60 (4), 683-697 (2008).
  11. Bender, F., et al. Theta oscillations regulate the speed of locomotion via a hippocampus to lateral septum pathway. Nat Commun. 6, 8521(2015).
  12. Carus-Cadavieco, M., et al. Gamma oscillations organize top-down signalling to hypothalamus and enable food seeking. Nature. 542 (7640), 232-236 (2017).
  13. Bragin, A., Engel, J., Wilson, C. L., Fried, I., Buzsaki, G. High-frequency oscillations in human brain. Hippocampus. 9 (2), 137-142 (1999).
  14. Wang, J., et al. High-frequency oscillations in Parkinson's disease: spatial distribution and clinical relevance. Mov Disord. 29 (10), 1265-1272 (2014).
  15. Hammond, C., Bergman, H., Brown, P. Pathological synchronization in Parkinson's disease: networks, models and treatments. Trends Neurosci. 30 (7), 357-364 (2007).
  16. Buzsaki, G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron. 33 (3), 325-340 (2002).
  17. Gulyas, A. I., et al. Hippocampal pyramidal cells excite inhibitory neurons through a single release site. Nature. 366 (6456), 683-687 (1993).
  18. Buhl, E. H., et al. Physiological properties of anatomically identified axo-axonic cells in the rat hippocampus. J Neurophysiol. 71 (4), 1289-1307 (1994).
  19. Wulff, P., et al. Hippocampal theta rhythm and its coupling with gamma oscillations require fast inhibition onto parvalbumin-positive interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (9), 3561-3566 (2009).
  20. Korotkova, T., Fuchs, E. C., Ponomarenko, A., von Engelhardt, J., Monyer, H. NMDA receptor ablation on parvalbumin-positive interneurons impairs hippocampal synchrony, spatial representations, and working memory. Neuron. 68 (3), 557-569 (2010).
  21. Buhl, D. L., Harris, K. D., Hormuzdi, S. G., Monyer, H., Buzsaki, G. Selective impairment of hippocampal gamma oscillations in connexin-36 knock-out mouse in vivo. J Neurosci. 23 (3), 1013-1018 (2003).
  22. Racz, A., Ponomarenko, A. A., Fuchs, E. C., Monyer, H. Augmented hippocampal ripple oscillations in mice with reduced fast excitation onto parvalbumin-positive cells. J Neurosci. 29 (8), 2563-2568 (2009).
  23. Contreras, D., Steriade, M. Cellular basis of EEG slow rhythms: a study of dynamic corticothalamic relationships. J Neurosci. 15 (1 Pt 2), 604-622 (1995).
  24. Herrera, C. G., et al. Hypothalamic feedforward inhibition of thalamocortical network controls arousal and consciousness. Nat Neurosci. 19 (2), 290-298 (2016).
  25. Freund, T. F., Antal, M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus. Nature. 336 (6195), 170-173 (1988).
  26. Unal, G., Joshi, A., Viney, T. J., Kis, V., Somogyi, P. Synaptic Targets of Medial Septal Projections in the Hippocampus and Extrahippocampal Cortices of the Mouse. J Neurosci. 35 (48), 15812-15826 (2015).
  27. Hangya, B., Borhegyi, Z., Szilagyi, N., Freund, T. F., Varga, V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 29 (25), 8094-8102 (2009).
  28. Bartho, P., et al. Ongoing network state controls the length of sleep spindles via inhibitory activity. Neuron. 82 (6), 1367-1379 (2014).
  29. Giocomo, L. M., et al. Grid cells use HCN1 channels for spatial scaling. Cell. 147 (5), 1159-1170 (2011).
  30. Stark, E., et al. Inhibition-induced theta resonance in cortical circuits. Neuron. 80 (5), 1263-1276 (2013).
  31. Crandall, S. R., Cruikshank, S. J., Connors, B. W. A corticothalamic switch: controlling the thalamus with dynamic synapses. Neuron. 86 (3), 768-782 (2015).
  32. Steriade, M., McCormick, D. A., Sejnowski, T. J. Thalamocortical oscillations in the sleeping and aroused brain. Science. 262 (5134), 679-685 (1993).
  33. Joshi, A., Salib, M., Viney, T. J., Dupret, D., Somogyi, P. Behavior-Dependent Activity and Synaptic Organization of Septo-hippocampal GABAergic Neurons Selectively Targeting the Hippocampal CA3 Area. Neuron. , (2017).
  34. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. J Neurosci. 34 (34), 11385-11398 (2014).
  35. Craig, M. T., McBain, C. J. Fast gamma oscillations are generated intrinsically in CA1 without the involvement of fast-spiking basket cells. J Neurosci. 35 (8), 3616-3624 (2015).
  36. Pastoll, H., Solanka, L., van Rossum, M. C., Nolan, M. F. Feedback inhibition enables theta-nested gamma oscillations and grid firing fields. Neuron. 77 (1), 141-154 (2013).
  37. Akam, T., Oren, I., Mantoan, L., Ferenczi, E., Kullmann, D. M. Oscillatory dynamics in the hippocampus support dentate gyrus-CA3 coupling. Nat Neurosci. 15 (5), 763-768 (2012).
  38. Mattis, J., et al. Frequency-dependent, cell type-divergent signaling in the hippocamposeptal projection. J Neurosci. 34 (35), 11769-11780 (2014).
  39. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  40. Stark, E., et al. Pyramidal cell-interneuron interactions underlie hippocampal ripple oscillations. Neuron. 83 (2), 467-480 (2014).
  41. Blumberg, B. J., et al. Efficacy of nonselective optogenetic control of the medial septum over hippocampal oscillations: the influence of speed and implications for cognitive enhancement. Physiol Rep. 4 (23), (2016).
  42. Courtin, J., et al. Prefrontal parvalbumin interneurons shape neuronal activity to drive fear expression. Nature. 505 (7481), 92-96 (2014).
  43. Nagode, D. A., Tang, A. H., Yang, K., Alger, B. E. Optogenetic identification of an intrinsic cholinergically driven inhibitory oscillator sensitive to cannabinoids and opioids in hippocampal CA1. J Physiol. 592 (1), 103-123 (2014).
  44. Bitzenhofer, S. H., et al. Layer-specific optogenetic activation of pyramidal neurons causes beta-gamma entrainment of neonatal networks. Nat Commun. 8, 14563(2017).
  45. Kondabolu, K., et al. Striatal cholinergic interneurons generate beta and gamma oscillations in the corticostriatal circuit and produce motor deficits. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (22), E3159-E3168 (2016).
  46. Sohal, V. S., Zhang, F., Yizhar, O., Deisseroth, K. Parvalbumin neurons and gamma rhythms enhance cortical circuit performance. Nature. 459 (7247), 698-702 (2009).
  47. Pina-Crespo, J. C., et al. High-frequency hippocampal oscillations activated by optogenetic stimulation of transplanted human ESC-derived neurons. J Neurosci. 32 (45), 15837-15842 (2012).
  48. Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
  49. Kim, H., Ahrlund-Richter, S., Wang, X., Deisseroth, K., Carlen, M. Prefrontal Parvalbumin Neurons in Control of Attention. Cell. 164 (1-2), 208-218 (2016).
  50. Lu, Y., et al. Optogenetically induced spatiotemporal gamma oscillations and neuronal spiking activity in primate motor cortex. J Neurophysiol. 113 (10), 3574-3587 (2015).
  51. Kim, T., et al. Cortically projecting basal forebrain parvalbumin neurons regulate cortical gamma band oscillations. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (11), 3535-3540 (2015).
  52. Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. Gamma-range synchronization of fast-spiking interneurons can enhance detection of tactile stimuli. Nat Neurosci. 17 (10), 1371-1379 (2014).
  53. Gan, J., Weng, S. M., Pernia-Andrade, A. J., Csicsvari, J., Jonas, P. Phase-Locked Inhibition, but Not Excitation, Underlies Hippocampal Ripple Oscillations in Awake Mice In. Neuron. 93 (2), 308-314 (2017).
  54. van de Ven, G. M., Trouche, S., McNamara, C. G., Allen, K., Dupret, D. Hippocampal Offline Reactivation Consolidates Recently Formed Cell Assembly Patterns during Sharp Wave-Ripples. Neuron. 92 (5), 968-974 (2016).
  55. Kim, A., et al. Optogenetically induced sleep spindle rhythms alter sleep architectures in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (50), 20673-20678 (2012).
  56. Latchoumane, C. V., Ngo, H. V., Born, J., Shin, H. S. Thalamic Spindles Promote Memory Formation during Sleep through Triple Phase-Locking of Cortical, Thalamic, and Hippocampal Rhythms. Neuron. 95 (2), 424-435 (2017).
  57. Robinson, J., et al. Optogenetic Activation of Septal Glutamatergic Neurons Drive Hippocampal Theta Rhythms. J Neurosci. 36 (10), 3016-3023 (2016).
  58. Fuhrmann, F., et al. Locomotion, Theta Oscillations, and the Speed-Correlated Firing of Hippocampal Neurons Are Controlled by a Medial Septal Glutamatergic Circuit. Neuron. 86 (5), 1253-1264 (2015).
  59. Hippenmeyer, S., et al. A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling. PLoS Biol. 3 (5), e159(2005).
  60. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nat Protoc. 11 (3), 566-597 (2016).
  61. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  62. Buzsaki, G., et al. Multisite recording of brain field potentials and unit activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 28 (3), 209-217 (1989).
  63. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. J Vis Exp. (61), e3568(2012).
  64. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization. J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).
  65. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  66. Korotkova, T., et al. Reconciling the different faces of hippocampal theta: The role of theta oscillations in cognitive, emotional and innate behaviors. Neurosci Biobehav Rev. , (2017).
  67. Vertes, R. P., Hoover, W. B., Viana Di Prisco, G. Theta rhythm of the hippocampus: subcortical control and functional significance. Behav Cogn Neurosci Rev. 3 (3), 173-200 (2004).
  68. Hasselmo, M. E., Hay, J., Ilyn, M., Gorchetchnikov, A. Neuromodulation, theta rhythm and rat spatial navigation. Neural Netw. 15 (4-6), 689-707 (2002).
  69. Witt, A., et al. Controlling the oscillation phase through precisely timed closed-loop optogenetic stimulation: a computational study. Front Neural Circuits. 7, 49(2013).
  70. Korotkova, T., Ponomarenko, A. In Vivo Neuropharmacology and Neurophysiology. , Springer Science. Series Neuromethods (2017).
  71. Dannenberg, H., et al. Synergy of direct and indirect cholinergic septo-hippocampal pathways coordinates firing in hippocampal networks. J Neurosci. 35 (22), 8394-8410 (2015).
  72. Pikovsky, A., Rosenblum, M., Kurths, J. Synchronization: A universal concept in nonlinear sciences. 70, American Journal of Physics. (2002).
  73. Boyce, R., Glasgow, S. D., Williams, S., Adamantidis, A. Causal evidence for the role of REM sleep theta rhythm in contextual memory consolidation. Science. 352 (6287), 812-816 (2016).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

タグ

2
行動するマウスにおける海馬シータ振動の光同調
お問い合わせ
図書館への推薦

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。