このコンテンツを表示するには、JoVEへの購読が必要です。 または、無料トライアルをお申し込みください。

方法論記事

マイクロインジェクション ウエスタン トウモロコシ Rootworm、 Diabrotica virgifera virgifera胚の生殖細胞への変換、または CRISPR/Cas9 ゲノム編集

7.1K 回視聴

⸱

DOI:

10.3791/57497

⸱

2018年4月27日

 ,  ,  ,  , 
1Department of Entomology and Plant Pathology, North Carolina State University

この記事について

サマリー

ここで rootworm 胚生殖細胞変換や CRISPR/Cas9-ゲノム編集など機能ゲノム試金の実行の目的のため収集、マイクロインジェクション precellular 西部のトウモロコシのためのプロトコルは提示します。

要約

西部のトウモロコシ rootworm (WCR) トウモロコシの重要害虫であり害虫管理戦略に迅速に適応する能力があることが知られています。RNA 干渉 (RNAi) WCR 生物学を勉強するための強力なツールであることを証明している、それはその限界を持っています。具体的には、RNAi 自体は一時的なもの (すなわちわけで関連する表現型の長期的なメンデル遺伝)、それはターゲット遺伝子の DNA 順序を知る必要があり、。後者ために制限があります興味の表現型が悪い、節約またはも新規の遺伝子によって制御される場合便利なターゲットの識別に挑戦するが、不可能ではない場合。WCR のゲノム] ツールボックスのツールの数は、安定した突然変異系統を作成し、WCR ゲノムのシーケンスに依存しない調査を有効にするために使用できる手法の開発が拡大する必要があります。ここで、収集し、核酸 precellular WCR 胚を microinject するために使用方法を詳しく説明します。ここ記載されているプロトコルは、トランスジェニック WCR の創出を目指したが、一方 CRISPR/Cas9-ゲノム編集も実行でした唯一の違いは、胚に注入液の組成と同じプロトコルを使用しています。

概要

西部のトウモロコシ rootworm (WCR)、Diabrotica virgifera virgifera、トウモロコシ1の重要な害虫であります。興味深いことに、WCR のコントロールを克服するよう措置最も農業害虫よりも急速に以来、彼らだけでなく適応だけでなく、生理学的行動2,3,4,5, 6. 過去 10 年間、RNA 干渉 (RNAi) 強力な機能ゲノム ツール WCR7、8、潜在的な制御法として研究されている、遺伝子機能9を研究手段としても使用されています。しかし、RNAi は頻繁に他の種における二本鎖 rna (dsRNA) によって実行される、インジェクション ベース RNAi は WCR にまれであります。実際、dsRNA の WCR9にマイクロインジェクションによるRNAi の報告は少ないがあります。理由は母11に dsRNA を供給することにより胚性効果の研究を許しさえ WCR が dsRNA7,10の遺伝子ノックダウンを介して摂取の高レベルに得ることができます。このメソッドには、WCR 機能ゲノム解析によるRNAi 優秀な主題が、それはこの種の胚のインジェクションの方法論の開発の進捗状況を鈍化しています。

RNAi のパワーにもかかわらず、いくつかの欠点があります。たとえば、すべての遺伝子は RNAi に均等に対応します。この変動より困難なゲノム機能アッセイの結果を解釈することができます。また、RNAi は一時的なもの、遺伝的突然変異を生成しません。その一方で、生殖細胞変換、機能ゲノムの他のツールはマーク付きの転位因子のゲノム12,13にを介して挿入変異を生成できます。これは生殖細胞変換を長期的な遺伝学的研究で使用するため突然変異系統を作成するための優れたツールになります。変換は、変異ゲノム14遺伝子の機能的なコピーを提供することにより、突然変異を救出するも使用できます。さらに、生殖細胞変換はさまざまな分子遺伝学的手法の礎です。ノックアウトや遺伝子機能を救出、に加えてエンハンサー トラップ15、遺伝子トラップ16、Gal4 ベースの異所性発現17、およびゲノム変異18の生殖細胞への変換を使用できます。

最近では、高度なゲノムの編集を有効にするツールが開発されています。これらのツールでは、転写 Activator-Like エフェクター核酸 (TALEN) CRISPR/Cas9-ヌクレアーゼ システム19,20をご利用など。これらの新しいツールの利点は、彼らは研究者のほぼすべてのゲノム内のほぼすべての場所で二本鎖 DNA 切断を誘導する能力を提供することです。どちらか非相同末端結合、削除、または目標とされた遺伝子の挿入を導入することができます、通したり、相同性監督の修理エンジニア リング構造が存在することができますを触媒する誘導、一度これらの壊れ目を修理すること、全体の遺伝子や遺伝領域21,22の交換。ただし、これらのメソッドには、DNA、RNA および蛋白質の非常に若い胚へのマイクロインジェクションが必要があります。

重要なは、RNAi、生殖のために使用される蛋白質や核酸用二本とは異なり、変換およびゲノムの編集が、細胞膜を容易に越えることはできません。したがって、プラスミド Dna や Mrna、タンパク質のマイクロインジェクションは胞胚期 (すなわち昆虫胚 cellularizes 前に) 行われなければなりません。これは注射のタイミングを重要な要因になります。たとえば、キイロショウジョウバエ胚は卵を産む12後 2 時間以内に注入する必要があります。したがって、WCR の正常胚マイクロインジェクションのプロトコルの開発は、precellular 胚の十分な量を収集するための最良の方法だけでなく、女性の卵が産卵に最適な条件に考慮に入れなければなりません。

WCR 生物学を分子遺伝学的ツールの広い範囲をもたらすべく収集と precellular WCR 胚マイクロインジェクション法の開発が必要です。ここで我々 は WCR 研究に変換ベースの技術を使用して他人を助けるためのヒントとトリックの詳細な手順を提供します。これらのテクニックには WCR 機能ゲノム研究用トランスジェニック技術を拡張すると、に加えて、遺伝子ドライブ23,24経済的に重要なこれでテストするなど強力な新しい害虫対策も有効にします。害虫。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

1. コロニー レベル WCR 大人の飼育

  1. WCR 大人の十分な量を取得 (500-1,000) 信頼性の高い会社や研究所から (例のための参照材料表) し、30 cm3ケージに配置。
    注: 非休眠株の使用は強くお勧めします。
  2. WCR 人工飼料メーカーのプロトコル、次を準備し、38 オンスの容器に 1 cm 厚層を注ぐ (材料の表を参照してください)。混合した後、2 ヶ月未使用ダイエット 4 ° C で保存します。
  3. 大人の食事 (10-15 g) とペトリ皿 (100 × 15 mm) を 30 cm3ケージに入れます。低または乾燥食品より多くの食事を追加します。
  4. 水の源として水、コットン ロール (6"x 3/8")、提供する場所に保持するために使用する綿球で覆われているとフラスコ (300 mL) を置きます。低実行するときは、水を変更します。
  5. 26 ° C 湿度 60% で WCR を維持し、14:10 光インキュベーターを飼育昆虫のサイクルします。

2. 胚のコレクションおよび配置

  1. シャーレの滅菌 100 × 15 mm2水 1% 寒天を用いた卵コレクション区域を作る。寒天が固化した後、4 ° C で保存します。
  2. 最近置かれた卵を収集するには、(図 1 a) 寒天培地の表面に寒冷紗 (サイズへのカットそれぞれ) の 4 層に続いて、フィルター ペーパーの単一の層を配置します。
    メモ: 寒冷紗を使用できます、漂白剤で洗浄し、オートクレーブ養生した後、初めて使用するためこれを行う必要はありません。フィルター紙は再利用されないことし、滅菌する必要はありません。
  3. できるだけ (仕事日の終わり) の日に遅く WCR ケージに卵コレクション プレートを置き、アルミ箔のテントで覆います。一晩おきます。
    ケージに夜遅くコレクション区域を配置するラボのスタッフを必要とせずマイクロインジェクションの若い卵のコレクションを進め注: しなくてもライト 10 から 12 時 (14 時間) 遅れ産卵。
  4. 卵コレクション区域約 8 または 9 を削除します。
  5. 鉗子を使用すると、時間と水のビーカー (500 mL) の場所で寒冷紗の 1 層を拾います。(図 1 b と 1 C) を優しく攪拌によってチーズの卵を洗います。
  6. 電球ピペットを使用して卵を水の別のビーカー (500 mL) に転送。卵をきれいにする 2 〜 3 倍を繰り返します。
  7. 水繰越額を最小限に抑えながら、フィルター紙 (図 1) の上に卵を転送するのに電球ピペットを使用します。
  8. しっかりと確認するスライドにスライド ガラスとテープと同じ幅の短冊状に黒濾紙をカット紙産むフラット (図 2 a)。
    注: 黒濾紙は、反射する光の量を減らすことによって顕微鏡下で可視性を向上させるのに役立ちます。
  9. 非毒性接着剤の適用 (例えば材料の表を参照) 細い線 (図 2 b) でろ過紙。接着剤でコーティングされた卵を避けるために卵の直径よりも薄く、接着をしてください。
  10. 軽く接着剤のラインに彼らのフィルター ペーパーから WCR 卵 1 つずつを移動するのに細かいブラシを使用します。接着剤で産卵を乾く前にしようし、それぞれの卵の間に少なくとも 1 つの卵の距離を保ちます。
  11. 1 ろ紙スライド (図 3) に複数行の卵を置くことによって注入効率を最大化します。
  12. すべての卵をフィルター紙の上にレイアウト後のインジェクションの前にすべての接着剤が乾くまで待ちます。
    注: 生殖変換と編集 CRISPR/Cas9 を介したゲノム、注入すべて胚正午 (12) 19 h 以上古い最古の胚があるよう。しかし、RNAi のため制限はありません時間、WCR で dsRNA セル間を移動することができます。実際には、RNAi のため高齢化胚がよりよい生存率で可能性があります。

3. 保有するプラスミド Dna と注射針の準備

  1. エンドトキシン フリーの商業を使用して高品質スーパー プラスミッド DNA の準備キット (例については材料の表を参照してください)。
  2. 注射液の準備するには、各プラスミドの濃度をチェックし、ヘルパー プラスミド (250 ng/μ L 最終濃度)、ドナー プラスミド (750 ng/μ L 最終濃度)、フェノールレッド バッファー (最終濃度 20%)、結合します。渦ソリューションを簡単に、針を詰まらせることができる粒子の沈殿物に最大速度で 3 分間遠心します。
  3. ホウケイ酸ガラスの針 (外径内径 0.58 mm、10 cm 長さ 1 mm) を引く炎/ブラウン タイプのマイクロ ピペットの引き手を使用して。ストレージ、シャーレなどの明確なコンテナーの両面粘着テープで引っ張ら針を固定します。
    注: マイクロ ピペットの引き手システムの使用設定があった: 熱 335、フィルを = = 4、ヴェル = 40、デル = 200、PUL = 100。
  4. バックフィル マイクロ ローダーを使用して、注射針ヒント (材料の表を参照) をピペット 0.5 - 1.0 μ L をテーパー エンドの近くの針の内部。発生した場合は、針の先端から泡を削除します。
  5. 持針器に注射針を挿入します。
  6. 優しく、鉗子の罰金ペアを破壊または優しく触れる/ドラッグ coverslip またはガラス スライドの先端の針の先端を開きます。
    注: まだ出てくる注射ミックスを可能にする最小の開口部を持っていること (小さな開口部は一般的に高い注入圧力を必要と)。ベベル針は、彼らは既に開いているのでこの手順を必要としません。

4. マイクロインジェクションと投与後のケア

  1. 細かいペイント ブラシを使用して、慎重に滅菌水で 1-3 個の卵の表面を湿らせる針を挿入、薬液を注入します。表面が乾く前に、それぞれの卵を注入します。成功のインジェクションを示す注入中に卵中の赤い色の少量を外観を探します。クラッシュまたは破損、空を見て、またはそれ以外の場合、注入することはできませんのすべての卵を削除します。
    注: 射出圧力によって異なりますが針穴のサイズに基づいて、10-13 psi は良い出発点です。
  2. すべての卵が注入された後は、スライド ガラスからフィルター用紙を取り除きます。
  3. (上記) 1% 寒天料理の表面にフィルター紙を置きます。
  4. 料理を密封し、12 日間インキュベーターを飼育 26 ° C 昆虫を置くプラスチック パラフィン フィルムを使用します。
    注: パラフィン フィルムの料理の間に金型のクロス汚染を防ぐ助け。しかし、カビや細菌の増殖を防ぐために他の治療法は、注入された胚の生存率を減らすことができます。

5. 培養と胚の孵化

  1. 孵化胚 12 日後注入をチェックを開始し、次の 2 週間毎日続けてください。
  2. 発芽トウモロコシと土飼育箱に細かいブラシを使用して、幼虫を転送します。
    注: 金型は、寒天料理で成長可能性がありますが、ほとんどの場合幼虫が孵化まだ。それらすべてをキャッチする金型内で慎重に幼虫を探します。いくつか幼虫は皿の蓋に移動可能性があり、結露にはまり込む可能性があります。
  3. 26 ° C 以下の飼育方法25標準 WCR で幼虫を育てます。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

このプロトコルを開発するときの重要な考慮事項は、マイクロインジェクションの時に萌芽期の開発の段階をだった。具体的には、生殖細胞系列変換は萌芽期の cellularization の前に dna マイクロインジェクションを必要です。これは、Dna が細胞膜を容易に通過できないためにです。WCR 胚の dechorionation は本質的にすべての胚の完全性に責任がある保護膜を溶解するため、WCR 核染色を使用して萌芽期の開発の段階を視覚化する試みは成功しなかった。ただし、このラインの問い合わせは、タイムリーに胚の十分な量を取得 – 別の難しさに取って代わられました。フィールドに、WCR 女性は土に卵を産む、従ってそれ驚きべきである、演習では、女性のみ卵を産む暗闇の中。これは短い昼間コレクション (2-4 h) を困難になります。この問題を克服するために単一の一晩卵レイは行ったし、胚の大量をもたらすことがわかった。(図 1) を収集し、インジェクションのため (図 2

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

これはマイクロインジェクション precellular WCR 胚生殖細胞への変換を行うための重要なプロセスのためのベストプラクティスを確立する最初のプロトコルで RNAi を目的として二本の WCR のマイクロインジェクション報告9がずっと、および/またはこの種の編集 CRISPR/Cas9 ゲノム。WCR 胚の正常なマイクロインジェクションは、変換効率は、多くの要因に依存しています。後述はいくつかの主要な問題に影響を与えるこのカブトムシの生殖細胞の変形のためのプロトコルを使用しての結果。

Precellular 胚を取得
前述のように、DNA は方法 dsRNA が細胞膜を交差させない。つまりは重要な重要性の DNA、mRNA やタンパク質が前に cellularization を注入します。射出のタイミングが重要なので nondiapausing WCR ひずみ30胚形成を完了するのにかかる時間に基づく成功のインジェクションの可能性があります...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

著者が明らかに何もありません。

謝辞

この作品は、モンサント社のトウモロコシ Rootworm 知識研究プログラムからの助成金によって支えられた、NCSU から MDL に番号 AG/1005 (MDL と YC) してスタートアップ資金を与えます。(MDL) に番号 MCB 1244772 を付与する FC は、モンサント社のトウモロコシ Rootworm 知識研究プログラム (AG/1005)、全米科学財団からの助成金によって支えられました。著者は競争の興味を宣言しません。FC と MDL の考案設計実験;FC、PW、SP で行う実験。FC と MDL の分析結果FC、NG、MDL は原稿を書いていた。WCR のスクリーニングでの専門的な支援、テレサ o ' leary、ウィリアム Klobasa とステファニーと感謝します。我々 はまた飼育プロトコルを提供するラボのコロニーを確立する卵の出荷のため博士のウェイドのフランス語 (農務省、北中央農業研究所、ブルッキングズ, サウスダコタ) を感謝します。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
定性的濾紙(ブラック)Ahlstrom8613-0900卵マイクロインジェクション用
1オンス容器 Anny's プラスチック食器ASET101卵容器
ショウジョウバエ寒天 II 型Apex66-103WCR 産卵皿用基板
フェザーウェイト鉗子 Bioquip4748虫と蛹の取り扱い 
クロロックスレギュラーブリーチ1クロロックス44600-30770ウォッシュコーンと皿
のお気に入りのイエロークアファームサプライ502ますWCR
マイクロインジェクションシステム(自家製)NA部品&説明書ご要望に応じて利用可能な制御注入圧力(0-20 psi)
エルマーの非毒性接着剤エルマーズプロダクツ株式会社E304濾紙に卵のり
epTIPS マイクロローダーEppendorfC2554691埋め戻し針 ローディングのヒント
Falcon Tissue Culture DishesFalcon25383-103発芽トウモロコシ /150 x 25 mm
Fisherbrand 定量的グレードの濾紙サークルフィッシャーサイエンティフィS47576C卵産卵用の寒天皿を作る/9cm
スパークリーンフィッシャーサイエンティフィック04-320-4ウォッシュディッシュ
プレーン顕微鏡スライドフィッシャーサイエンティフィック12-549-3マイクロインジェクション用の濾紙と卵の保持
ウエスタンコーン 根虫 花粉なし 代替フロンティア 農業科学 F9766BWCR大人の人工ダイエット
コットンボール、大型ジェネシーサイエンティフィック51-101スコを閉じる
グローブサイエンティフィック3.0mL小型電球トランスファーピペットグローブサイエンティフィック137035を収集して転送ライ
カM165FC蛍光実体顕微鏡 ライカM165 FC WCR上映
蛍光実体顕微鏡用DsRedフィルターセットライカDSR励起フィルター:510-560 nm、蛍光フィルター:590-650 nm
EGFPフィルターライカGFP2起フィルター:440–520 nm、発光フィルター:510 nm
BugDormMegaView 成体コロニー用DP1000_5P
ミニチュアペイントブラシMyArtscapeMAS-102-MINIライナー 2/0 
ジョイスティックマイクロマニピュレーター成重MN-151マイクロマニピュレーター&ニードルホルダー
顕微鏡XYステージオリンパス265515顕微鏡ステージ(ステレオスコープ使用に適応)
グレード90 チーズクロスオンラインファブリックストアCHEE90卵産用
プラスチックパラフィンフィルム Pechiney Plastic PackagingPM-996マイクロインジェクション後の寒天皿を密封/ロール サイズ 4 インチ x 125 フィート
パーシバル インキュベーターパーシバル I41VLH3C8WCR成長チャンバー(昆虫飼育インキュベーター)
ナローマウス三角フラスコVWR4980-300-PK成体コロニー用水容器 
グリフィンローフォームビーカーVWR1000-600-PK卵洗浄編
組コットンロールスモンドデンタルコットン株式会社605-3599成体コロニーの給水での使用 
ペトリ皿 (35x10mm)SIGMACLS430588-500EAダイエットプレート用
フェノールレッドシグマ143-78-8マイクロインジェクションバッファー
レーザーベースマイクロピピエットプーラーサッター器具P-2000/Gニードルプーラー/熱=335、FIL=4、VEL=40、DEL=200、PUL=100
プレミアム表土スコッツ社71130758クロン栽培
用土壌Relocジップピット2ミルジッパーバッグ米国プラスチックコーポレーション48342バッグ寒天皿マイクロインジェクション/ 5x7
ペトリ皿(100x15m)VWR89038-968卵産卵用寒天皿/ 100 x 15 mm
6オンスコンテナWebstaurantstore128E506WCRシングルペア嵌合チャンバー 
38オンスコンテナWebstaurantstore128NC888虫飼育ボックス/38オン
スChoiceHD 16オンス電子レンジ対応半透明プラスチックデリコンテナWebstaurantstore128HRD16虫飼育ボックス/16オン
マイクロインジェクションスコープ Wild HeerbruggWILD-M8XYステージを装備したマイクロインジェクションスコープ
標準ガラスキャピラリーワールド精密機器1B100F-4マイクロインジェクション針
大人のウエスタンコーン 根虫ノースセンターアクリカルチャー研究 研究室非ジアパーゼ株ブライアン・ウェイド博士からのリクエスト フレンチの研究室
プラスミドDNA MIDIキットキアゲン12143注射用プラスミドDNAの精製
幼トラッカーを供給しックフラ卵励科学ケージ用リッチ幼幼ス

参考文献

  1. Gray, M. E., Sappington, T. W., Miller, N. J., Moeser, J., Bohn, M. O. Adaptation and Invasiveness of Western Corn Rootworm: Intensifying Research on a Worsening Pest. Annual Review of Entomology. 54, 303-321 (2009).
  2. Gassmann, A. J., Petzold-Maxwell, J. L., Keweshan, R. S., Dunbar, M. W. Field-evolved resistance to Bt maize by western corn rootworm. PLoS One. 6 (7), e22629(2011).
  3. Gray, M. E., Levine, E., Oloumi-Sadeghi, H. Adaptation to crop rotation: western and northern corn rootworms respond uniquely to a cultural practice. Recent research developments in entomology. 2, 19-31 (1998).
  4. Meinke, L. J., Siegfried, B. D., Wright, R. J., Chandler, L. D. Adult Susceptibility of Nebraska Western Corn Rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae) Populations to Selected Insecticides. Journal of Economic Entomology. 91 (3), 594-600 (1998).
  5. Roselle, R., Anderson, L., Simpson, R., Webb, M. Annual report for 1959, cooperative extension work in entomology. , University of Nebraska Extension. Lincoln, NE. (1959).
  6. Wright, R., Meinke, L., Siegfried, B. Corn rootworm management and insecticide resistance management. Proceedings. , 45-53 (1996).
  7. Baum, J. A., et al. Control of coleopteran insect pests through RNA interference. Nat Biotechnol. 25 (11), 1322-1326 (2007).
  8. Velez, A. M., et al. Parameters for Successful Parental RNAi as An Insect Pest Management Tool in Western Corn Rootworm, Diabrotica virgifera virgifera. Genes (Basel). 8 (1), (2016).
  9. Alves, A. P., Lorenzen, M. D., Beeman, R. W., Foster, J. E., Siegfried, B. D. RNA interference as a method for target-site screening in the Western corn rootworm, Diabrotica virgifera virgifera. J Insect Sci. 10, 162(2010).
  10. Rangasamy, M., Siegfried, B. D. Validation of RNA interference in western corn rootworm Diabrotica virgifera virgifera LeConte (Coleoptera: Chrysomelidae) adults. Pest Management Science. 68 (4), 587-591 (2012).
  11. Khajuria, C., et al. Parental RNA interference of genes involved in embryonic development of the western corn rootworm, Diabrotica virgifera virgifera LeConte. Insect Biochem Mol Biol. 63, 54-62 (2015).
  12. Cooley, L., Kelley, R., Spradling, A. Insertional mutagenesis of the Drosophila genome with single P elements. Science. 239 (4844), 1121-1128 (1988).
  13. Robertson, H. M., et al. A stable genomic source of P element transposase in Drosophila melanogaster. Genetics. 118 (3), 461-470 (1988).
  14. Spradling, A. C., Rubin, G. M. Transposition of Cloned P Elements into Drosophila Germ Line Chromosomes. Science. 218 (4570), 341-347 (1982).
  15. O'Kane, C. J., Gehring, W. J. Detection in situ of genomic regulatory elements in Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 84 (24), 9123-9127 (1987).
  16. Lukacsovich, T., et al. Dual-tagging gene trap of novel genes in Drosophila melanogaster. Genetics. 157 (2), 727-742 (2001).
  17. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted Gene Expression as a Means of Altering Cell Fates and Generating Dominant Phenotypes. Development. 118 (2), 401-415 (1993).
  18. Horn, C., Offen, N., Nystedt, S., Hacker, U., Wimmer, E. A. piggyBac-based insertional mutagenesis and enhancer detection as a tool for functional insect genomics. Genetics. 163 (2), 647-661 (2003).
  19. Bassett, A. R., Tibbit, C., Ponting, C. P., Liu, J. L. Highly efficient targeted mutagenesis of Drosophila with the CRISPR/Cas9 system. Cell Rep. 4 (1), 220-228 (2013).
  20. Moscou, M. J., Bogdanove, A. J. A simple cipher governs DNA recognition by TAL effectors. Science. 326 (5959), 1501(2009).
  21. Bibikova, M., Golic, M., Golic, K. G., Carroll, D. Targeted chromosomal cleavage and mutagenesis in Drosophila using zinc-finger nucleases. Genetics. 161 (3), 1169-1175 (2002).
  22. Jeggo, P. A. DNA breakage and repair. Adv Genet. 38, 185-218 (1998).
  23. Gantz, V. M., Bier, E. Genome editing. The mutagenic chain reaction: a method for converting heterozygous to homozygous mutations. Science. 348 (6233), 442-444 (2015).
  24. Windbichler, N., et al. A synthetic homing endonuclease-based gene drive system in the human malaria mosquito. Nature. 473 (7346), 212-215 (2011).
  25. Branson, T. F., Jackson, J. J., Sutter, G. R. Improved Method for Rearing Diabrotica virgifera virgifera (Coleoptera, Chrysomelidae). Journal of Economic Entomology. 81 (1), 410-414 (1988).
  26. Siebert, K. S., Lorenzen, M. D., Brown, S. J., Park, Y., Beeman, R. W. Tubulin superfamily genes in Tribolium castaneum and the use of a Tubulin promoter to drive transgene expression. Insect Biochem Mol Biol. 38 (8), 749-755 (2008).
  27. Chu, F., et al. Germline transformation of the western corn rootworm, Diabrotica virgifera virgifera. Insect Mol Biol. , (2017).
  28. Ingolia, T. D., Craig, E. A., McCarthy, B. J. Sequence of three copies of the gene for the major Drosophila heat shock induced protein and their flanking regions. Cell. 21 (3), 669-679 (1980).
  29. Berghammer, A. J., Klingler, M., Wimmer, E. A. A universal marker for transgenic insects. Nature. 402 (6760), 370-371 (1999).
  30. Branson, T. The selection of a non-diapause strain of Diabrotica virgifera (Coleoptera: Chrysomelidae). Entomologia Experimentalis et Applicata. 19 (2), 148-154 (1976).
  31. Handel, K., Grunfelder, C. G., Roth, S., Sander, K. Tribolium embryogenesis: a SEM study of cell shapes and movements from blastoderm to serosal closure. Dev Genes Evol. 210 (4), 167-179 (2000).
  32. Handler, A. M., James, A. A. Insect transgenesis: methods and applications. , CRC Press. (2000).
  33. Lorenzen, M. D., et al. piggyBac-based insertional mutagenesis in Tribolium castaneum using donor/helper hybrids. Insect Mol Biol. 16 (3), 265-275 (2007).
  34. Gilles, A. F., Schinko, J. B., Averof, M. Efficient CRISPR-mediated gene targeting and transgene replacement in the beetle Tribolium castaneum. Development. 142 (16), 2832-2839 (2015).
  35. Phuc, H. K., et al. Late-acting dominant lethal genetic systems and mosquito control. BMC Biol. 5, 11(2007).
  36. Horn, C., Wimmer, E. A. A transgene-based, embryo-specific lethality system for insect pest management. Nat Biotechnol. 21 (1), 64-70 (2003).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

タグ

胚微量注入プラスミド注入ホウケイ酸ガラスニードルマイクロマニピュレーター技術卵採取プロトコル胚調製幼生飼育
マイクロインジェクション ウエスタン トウモロコシ Rootworm、 Diabrotica virgifera virgifera胚の生殖細胞への変換、または CRISPR/Cas9 ゲノム編集
お問い合わせ
図書館に推薦する

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。