方法論記事

小規模セル処理のための自動カウンターフロー遠心システム

DOI：

10.3791/60423

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2019年12月12日

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1The Ritchie Centre, Hudson Institute of Medical Research, 2Department of Obstetrics and Gynaecology, Monash University, 3Scinogy, 4Australian Regenerative Medicine Institute, Monash University

この記事について

サマリー

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自動化は、セル製造におけるアップスケーリングとコスト管理の鍵となります。本稿は、小規模バイオプロセッシングのための緩衝交換および細胞濃度ステップを自動化するための逆流遠心細胞処理装置の使用について説明する。

要約

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遺伝子および細胞ベースの治療法の商業化を成功させるには、費用対効果が高くスケーラブルな製造プロセスが必要です。バッファー交換と製品濃度は、ほとんどの製造プロセスに不可欠なコンポーネントです。ただし、製品開発の初期段階では、これらの手順は手動で実行されることがよくあります。バッファ交換のための手動行き止まり遠心分離は、手間がかかり、コストがかかり、スケーラブルではありません。閉じた自動化システムは、この面倒なステップを効果的に排除できますが、実装は困難な場合があります。ここでは、小規模から中規模の細胞処理に適した新開発の細胞処理装置を紹介し、手動処理と大規模自動化のギャップを埋めることを目的としています。このプロトコルは、流量と遠心分離速度を変更することで、さまざまなセルタイプやプロセスに簡単に適用できます。当社のプロトコルは、手動プロセスと比較して、処理時間が短い高いセルリカバリを実証しました。自動化されたプロセスから回収された細胞はまた、その増殖速度を維持した。装置は緩衝交換、細胞製剤および凍結保存のようなステップを収容するために閉じた製造プロセスのモジュラー部品として適用することができる。

概要

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現代医学の風景は、遺伝子および細胞ベースの治療法(GCT)の最近の発展によって急速に変化しました。翻訳研究で最も急速に成長している分野の1つとして、GCTセクターはユニークで前例のない課題にも直面しています。堅牢な臨床成果に加えて、GCTの商業的成功には効率的で費用対効果の高い製造プロセスが不可欠であり、小規模製造業では特に達成が困難である1.時間、労力、品質保証のコストは、細胞の各バッチが数百または数千の代わりに1人の患者に対して数回の用量しか生成する場合に拡大されます。製造プロセスが抗体および組換えタンパク質の産生に近い同種細胞療法とは異なり、自家細胞療法は、典型的には小規模な操作1として産生される。バイオ医薬品製造における比較的新しい現象として2は、小規模な細胞処理の選択肢が非常に限られている。

細胞製造には緩衝液交換が不可欠です。これは、細胞が培養媒体から取り出され、凍結保存または注入のために濃縮される下流のプロセスの一つです。現在、小規模な細胞製造は、多くの場合、学術研究の設定と同様のプロセスを適用し、不妊3を維持するために専門のクリーンルームに依存しています。手動下流プロセスは、多くの場合、ボリューム削減とバッファー交換のために細胞をペレット化し、再サスペンドするためにベンチトップ遠心分離機を使用します。これらのオープンプロセスは高価であり(すなわち、労働およびクリーンルームのメンテナンス)、商業生産2、3に理想的ではない限られた製造能力を有する。

製造効率を向上させ、商業規模の生産を達成するためのソリューションとして自動化を導入することが提案されている2.ガンマ照射や末端濾過などの生物学的製剤に使用される従来の方法では、細胞ベースの製品では無菌性を達成できません。代わりに、自動クローズドシステムを導入して、汚染のリスクを軽減し、オペレータは無菌性を維持するためにクリーンルームに依存しています。また、プロセス自動化は、複数のシステムを並列に実行 (スケールアウト) するか、個々のデバイスの処理能力を増やす (スケールアップ) ことでスケーラビリティの問題に対処し、オペレーター間の変動を最小限に抑えます。さらに、自家療法のコストモデリング分析は、自動化が製造5、6のコストを削減する可能性があることを示唆しています。しかし、自動化された製造プラットフォームが7を使用した自家幹細胞臨床試験では、費用便益は見つかっておらず、自動化のコストメリットは個々の製造プロセスに依存する可能性があることを示唆している。

自動化を既存の製造プロセスに導入できるさまざまな戦略があります。これは、完全に統合されたプラットフォームまたはモジュラーベースの処理チェーンを実装することによって実現できます。CliniMACS Prodigy(ミルテニ・バイオテック)、コクーン(オクタンバイオテック)、量子(テルモBCT)など、自家用細胞製造に市販されている完全に統合されたプラットフォームがいくつかあります。「GMP-in-a-box」と呼ばれることが多いこれらの統合プラットフォームは、インフラストラクチャに対する要求が少なく、運用が容易です。ただし、完全に統合されたセットアップの製造能力は、システムに取り付けられたインキュベーターによって制限される場合があります。例えば、Prodigyの培養能力は、その400 mLチャンバー8に制限され、量子カートリッジは、2.1m2(120 T175フラスコに相当)7に設定された制限表面積を有し、より高い細胞用量9、10を必要とする患者には十分ではないかもしれない。さらに、ProdigyおよびQuantumは、その使用を制限する共通の属性を有する:操作単位は、細胞膨張期間を通じて細胞の単一のバッチによって占有され、したがって、各ユニット11によって製造することができるバッチの数を制限する。自動化へのモジュラーアプローチは、商業製造プロセス12、13をシミュレートする複数のモジュラーユニットを有する製造チェーンを作成することです。このアプローチは、培養装置と細胞洗浄装置を分離し、これにより製造効率を最大化することができる。理想的な処理装置は、製造ニーズ12に適応性と拡張性を備えたものであろう。

1970年代にさかのぼる逆流遠心分離(CFC)技術は、細胞処理14に長い歴史を持っています。遠心力と逆流力のバランスをとることで細胞濃度と分離を実現します。典型的には、細胞懸濁液は、遠心力を受けながら一定の流量下で細胞チャンバの狭い端から入る(図1A)。流体の流れは遠心力とは逆の方向に発揮される。これは、細胞チャンバ内に勾配を形成する逆流力と呼ばれる。逆流力は、細胞チャンバーが円錐形の細胞チャンバの先端から広がるにつれて減少します。より高密度で大きな直径を持つ細胞は、より高い沈下速度を有し、したがって、それらは円錐形の細胞チャンバーの先端に向かって力平衡に達する。より小さい粒子は、チャンバーの基部に向かって平衡に達するか、またはチャンバーに保持するには小さすぎて洗い流される。CFC技術は、樹状細胞療法のための単球を単球を分離するなどの血液アペレーシス製品の処理における応用で主に知られている15、16。緩衝液交換の面では、CFC技術は大規模な製造17年にのみ適用され、自家細胞療法の小規模な製造にはまだ使用されていません。

小規模なセル製造に適した装置の必要性に対処するために、自動化されたCFC装置(材料表参照)が最近開発された。自動セル処理装置は、逆流遠心分離技術を使用して細胞破片を除去し、バッファ交換を容易にします。この装置は細胞移動袋に無菌接続することができる単一使用キットとの緩衝交換を行い、細胞は無菌の封入されたシステムの中で処理することを可能にする。ここでは、自動プロトコルで哺乳動物細胞培養物の緩衝交換を行うカウンターフロー遠心装置の使用を検討する。本研究では、ユルカト細胞と間葉系間質細胞(MSC)を用いて緩衝交換プロトコルを試験し、それぞれ非付着細胞型と付着細胞型をモデル化した。ユルカート細胞は、急性T細胞白血病19、20の研究にしばしば使用される不死化T細胞である。MSCは、広範囲の疾患9に対するヒト臨床試験で研究されている成体幹細胞である。

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プロトコル

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1. 緩衝交換のための試薬および細胞の調製

  1. クラス 2 層流フードにバッファーを準備します(「材料の表」を参照)。注射器と針のアセンブリを使用して、500 mLの生理行袋から50 mLの生理行溶液を取り除きます。これを20%ヒト血清アルブミン(HSA)の50mLに交換して、生理線中に2%HSAを作り、洗浄バッファーとして機能します。
  2. 培養容器から細胞を取り出し、細胞数を実行して、トリパンブルーの除外によって開始細胞の量と生存率を決定します。セルを転送バッグにロードします。
    注:このプロトコルでは、Jurkat細胞をRPMIで培養し、MSCをDMEM:F12で培養した。両方の媒体は、10%胎児ウシ血清(FBS)および1%抗生物質抗粘液を補った。細胞を5%CO2で37°Cで培養した。MSCまたは付着細胞の場合、細胞を剥離するために消化酵素(例えばトリプシン)を培養容器に添加し、細胞が剥離したら培養媒性でクエンチする。培養容器内で細胞が膨張したため、このプロトコルでは転写袋が使用された。しかし、細胞が細胞培養袋内で培養される場合、滅菌管溶接を介して単独使用キットに直接接続することができる。このプロトコルでは、3 x 107 Jurkat細胞または1 x 107 MSCのいずれかを各実行に使用し、そこで細胞を40mLの培養媒性で懸濁させた。
    1. 滅菌チューブ溶接機を使用して、搬送袋を単一使用処理キットに接続できる場合は、シリンジと針アセンブリを使用して、搬送バッグにセルをロードします(材料の表を参照)。
    2. または、オートクレーブされたハサミを使用して、転写袋に取り付けた残り約10cmの接続チューブを切断し、チューブの端にメスのルアーコネクタを追加します。注射器を使用して細胞とメディアを吸引し、そのシリンジをLuerコネクタとロードセルを転送バッグに接続します。
  3. 細胞を含む袋を接続し、ステップ1.1で調製した洗浄バッファ500mLを含む洗浄バッファバッグ、廃棄物袋、および注射器をシングルユースキットに回収する(図1B)。
    メモ:各バッグの接続位置は、プログラムの設定によって異なります。このプロトコルでは、廃棄物袋を位置Aに接続し、位置Bでバッファを洗浄し、セルバッグを位置DとFに、位置Hに回収シリンジを接続した(図1C)。

2. 自動バッファ交換プロトコルのプログラム

  1. デバイスのグラフィック ユーザー インターフェイス (GUI) を開き、ラップトップ PC またはタブレットの[START]ボタンを押します。次に、既存のプロトコルを開くか、または [新規作成] をクリックして新しいプロトコルを作成します。
  2. [進む] ボタンと [後方へ] ボタンを使用して各ステップをナビゲートし、開閉するバルブ、遠心速度、ポンプ速度、ポンプ方向、およびアクション トリガを選択します。各手順の設定を表 1にまとめます。次に、プロトコルを保存します。

3. マシンのセットアップ

  1. 単独使用の処理キットを機械に置き、それに応じて接続された袋を掛けます。赤い[停止/リセット]ボタンを押して、すべてのバルブをデフォルトの閉じた位置にリセットします。
    メモ:ドアを閉めると、キットが正しく配置され、すべてのバルブが適切に機能していることを確認するために、マシンはテストを実行します。
  2. GUIを処理デバイスに接続し、「接続」ボタンを押します。次に、保存したプログラムをダウンロードします。緑色の [再生] ボタンが点灯すると、プロトコルを開始する準備ができたことを示します。
  3. トランスファーバッグチューブの手動クランプを開きます。
    メモ:オペレータがクランプを開け忘れると、デバイスが停止し、圧力センサの警告が表示されます。[停止] ボタンを押してデバイスをリセットし、クランプを開いてもう一度起動します。

4. 自動バッファ交換

  1. [開始]をクリックして、バッファ交換プログラムを開始します。
    注 : 自動化されたプロセスを手動で変更するには、[次へ] ボタンを押して次の手順に進み、[トリガ] に到達する前に [一時停止] をクリックしてプロセスを保留にします。これは、バルブJとKのみを開いたまま、キットを通して細胞を再循環します(図1C)。
  2. オートメーションステップ6(表1)の終了時に、空になったバッグ内の空気がバブルセンサーをトリガーすると、プロセスが一時停止します。[次へ] をクリックして、バッグが実際に空の場合は次の手順に進むか、または [一時停止] を押して、行のバブルによってセンサーがトリガーされた場合は処理を再開します。

5. セルの収集とサンプリング

  1. 自動化されたプロセスが完了したら、すべてのチューブクランプを閉じます。ドアを開け、シングルユースキットをデバイスから取り出します。注射器を取り外して、後続のプロセスのためにセルを収集します。細胞数と生存率チェックのために収集された細胞のサンプルを採取します(ステップ6.2を参照)。

6. プロセス検証

  1. 手動バッファ交換プロトコルを使用して制御実験を実行します。
    1. 200 x gでの遠心分離剤を5分間廃棄し、30mLの細胞洗浄緩衝液で細胞を再懸濁する。200 x gで再び細胞懸濁液を5分間遠心分離し、上清を廃棄し、10mLの細胞洗浄緩衝液で細胞を再懸濁する。
  2. トリパンブルー除外アッセイを介して細胞カウントを実行し、自動セルカウンタを使用して細胞生存率を評価します。
  3. MTSアッセイを行い、細胞増殖を2、24、および48時間で定量する。
    注:MTSアッセイは、メーカーの指示に従って96ウェル組織培養プレート上で行われました。ウェル当たり100μLの細胞培養媒体(10,000ユルカット細胞または1,500個を含む)を、緩衝交換処理後にめっきした。各時点で、MTS試薬の20μLを各ウェルに添加し、37°Cで2時間インキュベートした。吸光度はプレートリーダーを用いて490nmで評価した。
  4. 機能アッセイを実行して、自動プロセスの影響と Jurkat 細胞および MSC 関数に対する手動プロセスの影響を比較します。
    1. 1x 106細胞/mLの密度で96ウェルプレート中のJurkat細胞を培養し、50ng/mL phorbol 12-ミリステート13-アセテート(PMA)および1μg/mLイオノマイシン(細胞刺激カクテル)で刺激したDMEM:F12媒体中で10%胎児ウシ血清(FBS)を24時間分 5%CO2で37°Cで細胞をインキュベートします。
    2. メーカーの指示に従って、ビーズベースのELISAアッセイ(材料表参照)を使用して培養上清からのインターロイキン-2産生を測定します。
    3. DMEMの1mLで10,000細胞/cm2の密度で12ウェルプレート中のMSCを培養する:10%FBSを含む10%FBSを含む10%FBSを含む48時間50単位/mL. キヌレニン濃度アッセイの上清を集めて、MSCのインドールミン2,3-ジオキシゲナーゼ(IDO)酵素活性を測定する。

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結果

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このプロトコルでは、Jurkat セルと MSC を代表的な例として使用して、自動バッファー交換プロセスを示しました。この過程で、JurkatセルとMSCは、流量を制御する遠心力とポンプ速度の差を伴う同じ処理ステップを共有しました(表1)。図2は、緩衝交換処理中に流動細胞床がどのように現れるかについてカメラによって撮影された代表的な画像を示す。通常、流動セルベッドは図2Aの画像に似ており、細胞がチャンバーの先端に小さなスペースを持つ円錐の中央と前方に向かって蓄積し、細胞が蓄積せず、細胞負荷入口の開口部が見える。流動細胞床は、異なる粘度または密度にある新しい緩衝液を導入する際に圧縮され得る(図2B)。このプロトコルでは、ポンプ速度を洗浄工程開始時に30~35mL/minから20 mL/minに下げた。チャンバーが新しい緩衝液で満たされると、ポンプ速度はチャンバの...

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ディスカッション

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説明されている自動バッファ交換プロトコルは、シンプルで使いやすいプロトコルです。それにもかかわらず、このプロトコルには、重要で特定の注意が必要ないくつかの重要な手順があります。私たちの経験では、MSC(平均直径10~15μm)などの大きなセルを処理する場合、各実行に最適な細胞回収を達成するために少なくとも1 x 107個のセルを含める必要があります(図4B)。Jurkat細胞のような小さい細胞(直径は平均〜10μm)を処理するには、安定した流動細胞床を達成するために約3x107細胞が必要です(図4B)。細胞数が少なすぎると、流動層から細胞が取り出される可能性が高くなり、最終的な細胞回収に影響を及ぼします。さらに、一定の遠心速度を加えると、異なるポンプ速度でのセル損失率を比較しました。ここでは、流動層の不安定性が高い流量に起因する流量(図6)に伴って細...

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開示事項

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SW、IF、およびDJは、シノジーPty株式会社のCOO、CTO、およびCEOです。CFCデバイスへのアクセスは、Scinogyによっても提供されました。

謝辞

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この作業は、ビクトリア州政府の運用インフラ支援プログラムと、経済開発・雇用・運輸・資源省が提供するビクトリア州政府技術バウチャーによって支援されています。RLは、国民健康医療研究評議会キャリア開発フェローシップの受賞者です。ALはオーストラリアの大学院賞を受賞しています。

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材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
20 ml ルアー ロック シリンジBD302830
20% ヒト血清アルブミン (HSA)CSL ベーリングAUST R 46283
4-(ジメチルアミノ)ベンズアルデヒドSigma-Aldrich156477-25g
500ml IV 生理食塩水バッグフレゼニウス カビK690521
抗生物質-抗真菌剤サーモフィッシャー サイエンティフィック 15240112
自動セルカウンター (Countess)Thermo Fisher ScientificN/A
Cell Counting chamber slidesThermo Fisher ScientificC10228
Cell stimulation cocktail (500x)Thermo Fisher Scientific00-4970-93
Cell transfer bagsTerumoT1BBT060CBB
CellTiter AQueous One Solution Cell Proliferation Assay (MTS)PromegaG3582
遠心分離機Eppendorf5810R
DMEM: F12 メディアサーモフィッシャーサイエンティフィック サイエンティフィ11320082
EnVision プレートリーダーパーキン エルマーN/A
ウシ胎児血清 (FBS)サーモフィッシャーサイエンティフィックサイエンティフィック 10099141
ヒト インターロイキン 2 (IL2) キットパーキン エルマーAl221C
ルアー(メス)フィッティングCPCLF41
PCラップトップまたはPCタブレットデバイスASUSN/A
プレートリーダー(SpectraMax i3)分子デバイスN/A
組換えヒトIFN-&γ;PeproTech300-02
ロテア 向流遠心分離機 細胞処理装置ScinogyN/A
ロテア 使い捨て処理キットScinogyN/A
RPMI培地サーモフィッシャー サイエンティフィック 11875119
手術用ハサミProSciTech420SS
トリクロロ酢酸Sigma-AldrichT6399-250g
トリパンブルーステインサーモフィッシャー・サイエンティフィT10282
トリプシン消化酵素(TrypLE Express Enzyme)サーモフィッシャー・サイ12604013
ック ック エンティフィック

参考文献

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  1. Lopes, A. G., Sinclair, A., Frohlich, B. Cost Analysis of Cell Therapy Manufacture: Autologous Cell Therapies, Part 1. BioProcess International. 16 (3), (2018).
  2. Hampson, B., Ceccarelli, J. Factories of the future: Can Patient-Specific Cell Therapies Get There from Here? BioProcess International. 14 (4), (2016).
  3. Preti, R., Daus, A., Hampson, B., Sumen, C. Mapping success for commercial cell therapy manufacturing. BioProcess International. 13 (9), 33-38 (2015).
  4. Heathman, T. R., et al. The translation of cell-based therapies: clinical landscape and manufacturing challenges. Regenerative Medicine. 10 (1), 49-64 (2015).
  5. Lipsitz, Y. Y., et al. A roadmap for cost-of-goods planning to guide economic production of cell therapy products. Cytotherapy. 19 (12), 1383-1391 (2017).
  6. Lopes, A. G., Sinclair, A., Frohlich, B. Cost Analysis of Cell Therapy Manufacture: Autologous Cell Therapies, Part 2. BioProcess International. 16 (4), 12-19 (2018).
  7. Hanley, P. J., et al. Efficient manufacturing of therapeutic mesenchymal stromal cells with the use of the Quantum Cell Expansion System. Cytotherapy. 16 (8), 1048-1058 (2014).
  8. Leong, W., Nakervis, B., Beltzer, J. Automation: what will the cell therapy laboratory of the future look like? Cell Gene Therapy Insights. 4 (9), 679-694 (2018).
  9. Galipeau, J., Sensebe, L. Mesenchymal Stromal Cells: Clinical Challenges and Therapeutic Opportunities. Cell Stem Cell. 22 (6), 824-833 (2018).
  10. Salmikangas, P., Kinsella, N., Chamberlain, P. Chimeric Antigen Receptor T-Cells (CAR T-Cells) for Cancer Immunotherapy - Moving Target for Industry? Pharmaceutical Research. 35 (8), 152(2018).
  11. James, D. How short-term gain can lead to long-term pain. Cell Gene Therapy Insights. 3 (4), 271-284 (2017).
  12. Rafiq, Q. A., Thomas, R. J. The evolving role of automation in process development, manufacture of cell, gene-based therapies. Cell Gene Therapy Insights. 2 (4), 473-479 (2016).
  13. Rafiq, Q. A. Emerging Automated Approaches for Cell and Gene Therapy Manufacture. Cell Gene Therapy Insights. 4 (9), 911-914 (2018).
  14. Contreras, T. J., Jemionek, J. F., French, J. E., Shields, L. J. Human Granulocyte Isolation by Continuous Flow Centrifugation Leukapheresis and Counterflow Centrifugation Elutriation (CFCL/CCE). Transfusion. 19 (6), 695-703 (1979).
  15. Berger, T. G., et al. Efficient elutriation of monocytes within a closed system (Elutra™) for clinical-scale generation of dendritic cells. Journal of Immunological Methods. 298 (1), 61-72 (2005).
  16. Chen, Y., Hoecker, P., Zeng, J., Dettke, M. Combination of Cobe AutoPBSC and Gambro Elutra as a platform for monocyte enrichment in dendritic cell (DC) therapy: Clinical study. Journal of Clinical Apheresis. 23 (5), 157-162 (2008).
  17. Whitford, W. G. Continuous Processing in Pharmaceutical Manufacturing. Subramanian, G. , (2014).
  18. Scinogy. SMALL BATCH CELL SEPARATION, WASH & CONCENTRATION. , https://www.scinogy.com/projects (2019).
  19. Yu, D., et al. Targeting Jurkat T Lymphocyte Leukemia Cells by an Engineered Interferon-Alpha Hybrid Molecule. Cellular Physiology and Biochemistry. 42 (2), 519-529 (2017).
  20. Moharram, S. A., Shah, K., Kazi, J. U. T cell Acute Lymphoblastic Leukemia Cells Display Activation of Different Survival Pathways. Journal of Cancer. 8 (19), 4124(2017).
  21. Ling, W., et al. Mesenchymal stem cells use IDO to regulate immunity in tumor microenvironment. Cancer Research. 74 (5), 1576-1587 (2014).
  22. Tanzeglock, T., Soos, M., Stephanopoulos, G., Morbidelli, M. Induction of mammalian cell death by simple shear and extensional flows. Biotechnology and Bioengineering. 104 (2), 360-370 (2009).
  23. Aguado, B. A., Mulyasasmita, W., Su, J., Lampe, K. J., Heilshorn, S. C. Improving viability of stem cells during syringe needle flow through the design of hydrogel cell carriers. Tissue engineering. Part A. 18 (7-8), 806-815 (2012).
  24. Zhu, F., et al. Hydroxyethyl starch as a substitute for dextran 40 for thawing peripheral blood progenitor cell products. Cytotherapy. 17 (12), 1813-1819 (2015).
  25. Schwandt, S., Korschgen, L., Peters, S., Kogler, G. Cord blood collection and processing with hydroxyethyl starch or non-hydroxyethyl starch. Cytotherapy. 18 (5), 642-652 (2016).
  26. Stroncek, D. F., et al. Counter-flow elutriation of clinical peripheral blood mononuclear cell concentrates for the production of dendritic and T cell therapies. Journal of Translational Medicine. 12, 241(2014).
  27. Mfarrej, B., et al. Pre-clinical assessment of the Lovo device for dimethyl sulfoxide removal and cell concentration in thawed hematopoietic progenitor cell grafts. Cytotherapy. 19 (12), 1501-1508 (2017).
  28. Abonnenc, M., Pesse, B., Tissot, J. D., Barelli, S., Lion, N. Automatic washing of thawed haematopoietic progenitor cell grafts: a preclinical evaluation. Vox Sanguinis. 112 (4), 367-378 (2017).
  29. Panes, J., et al. Expanded allogeneic adipose-derived mesenchymal stem cells (Cx601) for complex perianal fistulas in Crohn's disease: a phase 3 randomised, double-blind controlled trial. Lancet. 388 (10051), 1281-1290 (2016).
  30. Lim, R., et al. First-In-Human Administration of Allogeneic Amnion Cells in Premature Infants With Bronchopulmonary Dysplasia: A Safety Study. Stem Cells Translational Medicine. 7 (9), 628-635 (2018).

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