方法論記事

肺移植のための実験的臓器提供モデルに関する研究

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DOI:

10.3791/62975

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2024年3月15日

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratório de Pesquisa em Cirurgia Torácica, Departamento de Cardiopneumologia, Instituto do Coracao, Faculdade de Medicina HCFMUSP, Universidade de São Paulo

この記事について

サマリー

本研究は、3つの異なる肺提供モデル(脳死後提供、循環死後提供、出血性ショック後提供)の確立を示しています。これらのイベントに関連する炎症過程と病理学的障害を比較します。

要約

実験モデルは、さまざまな病態生理学的事象に関与する病因現象を理解するための重要なツールです。これに関連して、移植後の原発性移植片機能障害の病態生理学を引き起こす要素を研究するために、さまざまな動物モデルが使用され、潜在的な治療法が評価されます。現在、実験的ドナー提供モデルは、脳死後のドナーと循環停止後のドナーの2つに大きく分けられます。さらに、臓器提供の動物モデルを検討する際には、出血性ショックに関連する有害な影響を考慮する必要があります。ここでは、3つの異なる肺提供モデル(脳死後提供、循環死後提供、出血後ショック提供)の確立について説明し、これらのイベントに関連する炎症過程と病理学的障害を比較します。目的は、関連する病理学的メカニズムを研究し、移植のための実行可能な移植片の数を最適化するための新しい治療標的を探索するための肺提供の信頼できる動物モデルを科学界に提供することです。

概要

臨床的関連性
臓器移植は、いくつかの重篤な病状に対する確立された治療法の選択肢です。近年、原発性移植片機能障害(PGD)の病態生理学に関する知識の向上や、集中治療、免疫学、薬理学の分野の進歩など、臓器移植の臨床および実験分野で多くの進歩が達成されています1,2,3。関連する外科的および薬理学的処置の成果と質の向上にもかかわらず、利用可能な臓器の数と待機リストのレシピエントの数との関係は依然として主要な課題の1つです2,4。この点に関して、科学文献は、移植時まで臓器を治療および/または保存するために臓器提供者に適用できる治療法を研究するための動物モデルを提案しています5,6,7,8。

動物モデルは、臨床診療で観察されるさまざまなイベントを模倣することにより、関連する病理学的メカニズムとそれぞれの治療アプローチの研究を可能にします。これらのイベントの実験的誘導は、ほとんどの場合、臓器移植に関する科学文献で広く調査されている臓器および組織提供の実験モデルを生成しました6,7,8,9。これらの研究は、脳死(BD)、出血性ショック(HS)、循環死(CD)を誘発するものなど、さまざまな方法論的戦略を採用しています。

脳死(BD)
BDは、さまざまなシステムの進行性の劣化につながる一連のイベントに関連しています。これは通常、脳の外傷または出血により頭蓋内圧(ICP)の急性または段階的な上昇が起こったときに発生します。このICPの増加は、クッシング反射10,11として知られるプロセスで安定した脳血流を維持しようとして血圧の上昇を促進します。これらの急性変化は、移植後の罹患率と死亡率に影響を与えることに加えて、提供された臓器の量と質を損なう心血管、内分泌、および神経学的機能障害を引き起こす可能性があります10,11,12,13。

出血性ショック(HS)
HSは、臓器提供者の多くが血液量を大幅に減少させる外傷の犠牲者であるため、臓器提供者と関連していることがよくあります。肺や心臓などの一部の臓器は、血液量減少とそれに伴う組織低灌流のためにHSに対して特に脆弱です14。HSは、毛細血管透過性の増加、浮腫、および炎症細胞の浸潤を通じて肺損傷を誘発し、ガス交換を損ない、進行性の臓器劣化を引き起こし、その結果、提供プロセスを脱線させます6,14。

循環器死(CD)
CD後提供の利用は、世界の主要施設で指数関数的に増加しており、収集される臓器の数の増加に貢献しています。CDドナーから回収された臓器は、低血(苦悶期)または無血(無収縮期)の間隔の後に発生する温虚血の影響を受けやすい8,15。低灌流または血流の欠如は、ATPの突然の喪失および組織内の代謝毒素の蓄積に関連する組織低酸素症につながる15。現在、臨床診療における移植に使用されているにもかかわらず、これらの臓器の使用が移植後の移植片の質と患者の生存に与える影響については、多くの疑問が残っています15。したがって、CDに関連する病因をよりよく理解するための実験モデルの使用も増加しています8,15,16,17。

実験モデル
臓器提供には、さまざまな実験的臓器提供モデル(BD、HS、CD)があります。しかし、研究では、一度に1つの戦略にしか焦点を当てないことがよくあります。2つ以上の戦略を組み合わせたり比較したりする研究には顕著なギャップがある。これらのモデルは、献血数を増やし、その結果、潜在的なレシピエントの待機リストを減らすことを目的とした治療法の開発に非常に役立ちます。この目的で使用される動物種は研究ごとに異なり、目的がヒトの形態生理学とのより直接的な翻訳であり、動物のサイズによる外科的処置の技術的困難が少ない場合に、ブタモデルがより一般的に選択されます。利点にもかかわらず、物流上の困難と高いコストがブタモデルに関連しています。一方、低コストで生物学的操作の可能性は、げっ歯類モデルの使用を支持し、研究者が病変を再現および治療するための信頼できるモデルから開始することを可能にし、臓器移植の分野で得られた知識を統合することを可能にする。

ここでは、脳死、循環器死、出血性ショック提供のげっ歯類モデルを紹介します。これらの各モデルに関連する炎症過程と病理学的状態について説明します。

プロトコル

動物実験は、サンパウロ大学医学部の実験動物の使用と管理に関する倫理委員会(プロトコル番号112/16)に準拠しています。

1.動物のグループ化

  1. 12匹の雄の Sprague Dawley ラット(250〜300 g)を3つの実験グループ(n = 4)の1つにランダムに割り当てて、動物モデルに関連する効果を分析および比較します。
  2. 動物を出血性ショック群(HS、n = 4)に割り当てます:出血性ショック誘発を伴う血管カテーテル法を受けた動物+360分間の維持+心肺ブロック抽出+分析用のサンプル調製。
  3. 動物を脳死群(BD、n=4)に分類:脳死+360分間維持+心肺ブロック抽出+分析用サンプル調製。
  4. 動物を循環死群(CD、n = 4)に割り当てます:血管カテーテル法+循環死の誘導+換気の停止+室温で180分間の虚血+分析用のサンプル調製を受けた動物。

2.麻酔と術前の準備

  1. ラットを5%イソフルランを含む密閉チャンバーに1〜4分間置きます。つま先挟み反射をチェックして、適切な麻酔を確認します。反射反応がない場合(足の引っ込みなし)、小児喉頭鏡の助けを借りて口腔気管挿管(14-Gアンギオカス)を実行します。
  2. 以前に調整した人工呼吸器(FiO2 100%、一回換気量10 mL / kg、90サイクル/分、およびPEEP 3.0 cmH2O)を使用して、気管カテーテルを人工呼吸器に接続し、麻酔薬濃度を2%に調整します。
    注:動物モデルに関連するすべての手順は、このセクションで説明するのと同じ麻酔プロトコルに従いました。
  3. 関心のある領域(頭、首、胸、腹部)から毛皮を取り除きます。次に、ガーゼを使用して、手術野と動物の尾を消毒します。消毒は、ジグルコン酸クロルヘキシジンスクラブのアルコール溶液を3回交互に行います。
  4. 動物の尻尾の先端を切り、親指と人差し指を尻尾の付け根の上に置き、押して根元から離します。末梢血サンプル(20μL)をテールから採取し、総白血球数8を採取します。
    注:この手順は、気管切開の開始前と各プロトコルの終了直後に実行する必要があります(BDおよびHS-360分後)。
  5. 精密ピペットを使用して、採取した血液を380μL(1:20)のターク溶液(氷酢酸99%)で希釈します。希釈したら、血液サンプルをノイバウアーチャンバーにピペットで移し、顕微鏡(40倍)下に置きます。チャンバーの4つの側方象限で総白血球数を実行します。

3.気管切開

  1. 適切なはさみと鉗子の助けを借りて、頸部気管の縦方向の解剖を行い、首の中央3分の1から胸骨上ノッチ(figure-protocol-11.5 cm切開)まで行います。皮膚と皮下組織を切開した後、気管が露出するまで頸椎の筋肉を解剖します。
  2. 気管の下に2-0のシルク結紮糸を1つ置きます。
  3. マイクロハサミを使用して、気管の上部3分の1を気管切開し、均一な換気を実現します。金属製のカニューレの直径(3.5 cm)に対応するために、2つの軟骨リングの間の気管を水平に切断します。
  4. 換気チューブを挿入し、準備した結紮糸で固定します。
  5. 換気チューブを小動物換気システムに接続します。
  6. 一回換気量10mL / kg、速度70サイクル/分、および3cmH2OのPEEPでラットを換気します。

4.大腿動脈と静脈カテーテル検査

  1. 鼠径部の小さな切開部(figure-protocol-21.5 cm)から大腿骨の三角形を露出させます。大腿血管を特定して分離します。この手順では、実体顕微鏡(倍率3.2倍)を使用します。
  2. 血管(静脈または動脈)の下に2つの4-0シルク結紮糸を、1つは遠位に、もう1つは近位に配置します。最も遠位の結紮糸を閉じてから、近位結紮糸に事前に調整された結び目を配置して引っ張ります。
  3. カテーテルを血管の小さな事前に形成された切開部に挿入します。脱臼を避けるためにカニューレを固定します。
    注:カテーテルは、動物の静脈ネットワークの口径に適した末梢静脈内カテーテルに加熱して溶接した20cmの新生児エクステンダーから、血液内容物の逆流を防ぎます。カニューレをヘパリンで潤滑し、平均動脈圧(MAP)測定中の血栓の形成や合併症を回避します。
  4. 動脈カテーテルを圧力トランスデューサーとバイタルサインモニタリングシステムに接続して、平均動脈圧(MAP)を記録します。トランスデューサーは、動物の心臓の高さに配置する必要があります。10 分ごとに MAP を記録します。
  5. シリンジカテーテル(3 mL)を静脈に挿入し、必要に応じて水分補給と放血を目指します。.

5.出血性ショック誘発

  1. 静脈アクセスとヘパリン処理シリンジを使用して、50 mmHgの figure-protocol-3MAP値に達するまで少量の血液を除去し、出血性ショックを確立します。.
    注:実験の最初の1時間は10分ごとに2 mLのアリコートを採取し、その後の数時間は30分ごとに採取します。
  2. 圧力を約50mmHgで360分間安定させます。これを行うには、圧力が上昇または下がった場合は、それぞれ血液のアリコートを除去または追加します。.
  3. 低体温症を避けるために、近くに熱源を置きます。
    注:ここでは、ヒートランプが使用されています。
  4. プロトコルの最後に、肺ブロックを総肺活量(TLC)で採取し、液体窒素で瞬間凍結するか、さらなる研究のために固定溶液に入れます。
    注:小動物用人工呼吸器の助けを借りて、プロトコル中に換気パラメータにアクセスできます。本研究では、これらのパラメータは、HS導入の直前(ベースライン)と360分後(最終)に評価されました。

6.循環死誘導

  1. 循環死を誘発するには、静脈ラインから150 mg / kgのチオペンタールナトリウムを投与します。.次に、換気システムをオフにします。
  2. MAPが0mmHgに達するまで徐々に減少していることに注目してください。この時点から、温暖虚血期間の開始を考慮し、時間カウントを開始します。動物は室温(約22°C)で180分間放置する必要があります。
  3. プロトコルの最後に、肺を人工呼吸器に再接続し、TLCで肺ブロックを採取して収集します。液体窒素を使用して急速凍結するか、固定液に入れてさらに研究します。

7.脳死誘導

  1. ラットをうつ伏せの位置に置きます。
  2. 手術用ハサミを使用して頭蓋骨から皮膚を取り除きます。矢状縫合糸の前方2.80mm、腹側10.0mm、矢状縫合糸の外側1.5mmに1mm口径のボアホールを開けます。
  3. バルーンカテーテル全体を頭蓋腔に挿入し、バルーンに生理食塩水(500μL)があらかじめ充填されていることを確認します。
  4. 注射器の助けを借りて、カテーテルを急速に膨らませます。
  5. 急激なMAP上昇(クッシング反射)、反射の欠如、両側性散瞳、および無呼吸を観察することにより、脳死を確認します。確認後、麻酔を中止し、動物を360分間人工呼吸器にかけます。
  6. 低体温症を避けるために、近くに熱源を置きます。
  7. プロトコルの最後に、TLCで肺ブロックを採取して収集し、液体窒素で瞬間凍結するか、固定溶液に入れてさらに研究します。
    注:小動物用人工呼吸器の助けを借りて、プロトコル中に換気パラメータにアクセスできます。本研究では、BD導入の直前(ベースライン)と360分後(最終)にこれらのパラメータを評価しました。

結果

平均動脈圧(MAP)
BDおよびHSの血行動態の影響を決定するために、MAPをプロトコルの360分間にわたって評価しました。ベースライン測定値は、BDまたはHSに曝露された動物の皮膚除去および頭蓋骨掘削後、および血液アリコート採取前にそれぞれ収集されました。BDおよびHS導入前は、2群のベースラインMAPは類似していた(BD:110.5 ± 6.1 vs. HS:105.8 ± 2.3 mmHg;p=0.5;二元配置分散分析)。カテーテル送気後、BD群は血圧レベルの急激な上昇を経験した(138.7±10.1mmHg)。高血圧のピークは、頭蓋内圧の上昇に関連する特異なイベントであり、BDの確立の最初の証拠と見なすことができます。さらに、すべての動物で反射、両側性散瞳、および膨張後無呼吸の欠如を観察しました。このピーク圧力に続いて、MAPが急激に低下しました(10分-81.2±10mmHg)。低血圧は約50分間持続し、その後、MAPレベルはベースラインに近い値(120分-120.7±7.5mmHg)に戻りました(図1)。

BD群とは異なり、HS群のMAPの減少は、実験の最初の10分間の血中アリコートの離脱と関連しています。血液量減少性ショックは360分間維持されました(プロトコル全体の平均変動は52.3±1.2mmHg)。プロトコル終了後、BD群はHS群と6時間の追跡で有意に異なるMAPパターンを示しました(BD:93.7 ± 4.5 vs. HS:52.3 ± 0.5 mmHg; p<0.0001;スチューデントの t検定)。

肺力学
呼吸器系の弾性および抵抗パラメータを評価するために、BDおよびHSに曝露された動物の肺力学の分析が行われました。発症から360分後、低血圧維持後、HS群は肺組織抵抗(G)の増加を示しました(HS:ベースライン-0.26±0.02対最終-0.51±0.05cmH2O。mL-1;p=0.03;双 方向ANOVA)、続いて呼吸器系コンプライアンス(Crs)の低下が続きました(HS:ベースライン - 0.64 ± 0.05 対 最終 - 0.23 ± 0.004 cmH2O / mL、p = 0.001;双 方向ANOVA)(図2A、B)。

肺水腫
プロトコルの最後に、右肺の中葉がすべてのグループについて収集され、その重量が測定され、肺水腫指数として使用された湿潤/乾重量比が分析されました。湿重量は臓器抽出直後に評価し、乾燥重量は80°Cのオーブンで24時間後に測定しました。この比率によると、BD群(2.32±0.1)は、HS(1.97±0.03)およびCD群(2.04±0.02)よりも大きな浮腫を示しました(図3)。

全身および組織炎症パラメータ
プロトコルの終わりに、HSを受けたグループにおける全身性白血球の総数が大幅に増加しました(ベースライン-13888±887.3対最終-35263±4076 mm3;p = 0.0189); 双 方向 ANOVA)(図4)。HS群は、ベースライン値と比較しても、BD群と比較しても、白血球数の増加を示しました(p = 0.0132)。

組織の炎症は、肺組織の炎症マーカーを定量化することによって評価されました。この目的のために、肺組織生検サンプルをリン酸緩衝液でホモジナイズし、腫瘍壊死因子α(TNF-α)およびインターロイキン1β(IL1-β)発現の分析のために送付しました。IL1-β発現レベルは、BD群(304.4 ± 91 pg/mg)およびHS群(327.5 ± 25.2 pg/mg)でCD群(8 ± 2.3 pg/mg;p=0.004; 片道 ANOVA)(図5B)。HS群はまた、より高いレベルのTNF-αを示しました(4.7±0.3pg/mg;p<0.0001; 片道 ANOVA)をBD群(1.3 ± 0.3 pg/mg)およびCD群(0.4 ± 0.2 pg/mg)よりも測定した(図5B)。

figure-results-1
図1:脳死群(BD)群と出血性ショック群における平均動脈圧(MAP)の経時変化。 すべての測定値の値は、平均±平均の標準誤差(SEM)として表されます。MAP、平均動脈圧;BD、脳死;HS、出血性ショック。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。

figure-results-2
図2:肺の力学。 脳死(BD)群と出血性ショック(HS)群における(A)呼吸器系コンプライアンスと(B)組織抵抗性によって決定される肺力学。*は、HS群のベースライン値と最終値の有意差を示します(p<0.05)。すべての測定値の値は、平均±平均の標準誤差(SEM)として表され、 比較には二元配置 分散分析が使用されました。Crs、呼吸器系のコンプライアンス。G、組織抵抗;BD、脳死;HS、出血性ショック。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。

figure-results-3
図3:脳死(BD)群と出血性ショック(HS)群の肺の湿潤重量比から測定される肺浮腫。 すべての測定値の値は平均±平均の標準誤差(SEM)として表され、一 元配置 分散分析で比較されました。BD、脳死;HS、出血性ショック;CD、循環器死。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。

figure-results-4
図4:出血性ショック(HS)群と脳死(BD)群の白血球図。 *はHS群のベースライン値と最終値の有意差を示す(p<0.05)。すべての測定値の値は、平均の平均±平均の標準誤差(SEM)として表され、 比較は二元配置 分散分析で行われました。BD、脳死;HS、出血性ショック。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。

figure-results-5
図5:局所炎症反応は循環死(CD)群ではあまり顕著ではなかった。 (A)IL-1βの肺組織発現;(B)TNF-αの肺組織発現。すべての測定値の値は、平均の平均±標準誤差(SEM)として表され、 比較は一元配置 分散分析で行われました。BD、脳死;HS、出血性ショック;CD、循環器死。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。

ディスカッション

近年、脳死の診断数の増加により、移植を目的とした臓器や組織の最大のプロバイダーになりました。しかし、この成長は、循環器死後の寄付の信じられないほどの増加を伴っています。その多因子的な性質にもかかわらず、死因の引き金となるメカニズムのほとんどは、血含有量の広範な喪失を伴う外傷の後に始まるか、またはそれに伴う4,18。

これに関連して、脳死、循環停止、および出血性ショックの実験モデルは、ドナーの死因に関連する合併症と、移植を意図した潜在的な臓器の生存率への影響の前向き研究のための重要なツールです6,8,10。ブタ、ウサギ、ラット、マウスなど、いくつかの動物の系統がモデル確立のために提案されています。ラットとマウスのモデルは、研究中の病態生理学的イベントを十分に再現しながら、それほど高価ではなく、ロジスティックの難易度が低いため、文献でより一般的です8,13,14,15。

最近のガイドラインと研究は、周術期の痛みと動物の健康のより包括的な管理を目指して、急性状況でも外科的プロトコルの不可欠な部分として麻酔前鎮痛の使用を支持していることを強調したいと思います。今後の研究でこのようなアプローチを評価することをお勧めします。

脳死(BD)
BDモデルは、ICPの急激な増加によって再現可能であることがわかった。適切な器具と訓練を受けた人員を使用することで、数週間のトレーニングで手術を成功させ、技術を再現することができます。BD技術の開発中は、カテーテルにたるみがないように、適切な電動ドリルを使用してトレパネーションを行い、脳組織が穴から突出するのを防ぐ必要があります。さらに、穴あけ中は、頭蓋骨による最初の抵抗が克服されたらすぐにドリルの前進を停止する必要があります。

研究者は警戒を怠らず、カテーテルの急速な膨張を確実に行う必要があります、なぜなら、緩やかな膨張は明確な炎症反応と血行動態反応を促進するからです21。血圧の変化は、プロトコル全体を通して常に監視する必要があります、特にカテーテル送気中、MAPの急激な増加を伴う必要があり、BD確立後の最初の1時間(インフレーション後の低血圧期間)の間。これらの結果は、カテーテル送気直後に高血圧のピークが確立され、その後、血圧レベルが低下し、循環カテコールアミンレベルの一時的な上昇に対する応答である可能性が高いことを示す文献と一致しています22。

動物をBDに長期間維持すると、低血圧に続いて循環死を引き起こす可能性があり、実験は実行不可能になります。したがって、文献で使用されているほとんどのプロトコルは、4〜6時間の範囲で変化するフォローアップ期間を確立し、その後、血管作用薬を投与する必要があります12、13、21、22、23。

血行動態の変化に加えて、脳梗塞および虚血は、炎症誘発性因子の全身循環の増加を促進し、それらが肺に到達すると、肺実質損傷に寄与する24,25,26。

私たちの研究では、BDは組織IL-1β発現の有意な増加を伴いました(CD以上)および肺水腫の指標である湿潤/乾燥重量比。以前の研究では、BDイベント後の炎症性サイトカインの循環レベルの増加が示されており、最終的には接着分子の発現の調節、血管透過性の増加、および結果としての白血球の移動が促進される可能性があります27,28,29,30。

出血性ショック(HS)
長期の低血圧維持(≤50 mmHg)を目標とした血液アリコートの離脱または再注入によって確立されたHSの固定圧力モデルは、出血プロセスによって引き起こされる血液量の減少を模倣し、その結果、全身充填圧力の減衰を模倣することを目的としています。これらの事象はMAPの低下につながり、肺灌流圧の低下を伴う31,32。

このHSモデルの利点の中には、低血圧の程度と期間を制御できる可能性があり、 前もって血液量に基づくモデルと比較した場合、技術の再現性が高い。したがって、文献で使用されているほとんどのプロトコルは、15分から180分以上まで変化するプロトコル期間を確立し、平均血圧レベルは20〜55 mmHgの範囲です研究6,32。本研究では、低血圧を3時間維持し、HSを投与した動物では、組織抵抗力が増加し、続いて肺コンプライアンスが低下しました。これを裏付けるように、文献のさまざまな研究は、HSで費やされた時間と、気道抵抗および肺コンプライアンスに対する血液量減少の影響との間に比例関係があることを示しました6,33,34。

さらに、本研究では、HSは有意な白血球増加症を伴い、IL-1β(CDに関して)およびTNF-αの組織発現の増加を伴いました。低酸素症および確立された虚血の一次プロセスからの活性酸素種の放出によって誘発される肺微小血管系内皮への損傷は、血管透過性を増加させ、肺動脈圧の上昇とともに、白血球の走化性因子およびその後の炎症性メディエーターの放出として作用します6,20,31,35,36、37,38。

循環器死(CD)
BDプロセスとCDプロセスに由来する辺縁移植片の主な違いは、移植片が受ける温虚血時間(WIT)であり、一部の研究者は、末梢パルスの欠如と、臓器の冷間または局所灌流までの生命維持装置の取り外しによる血流の中断の間の時間として定義しています17。39,40。

本研究では、CDモデルに由来する動物の臓器および組織に180分のWIT期間を適用した。文献のいくつかの研究は、WITと移植後の機能障害との間の比例関係を明らかにしており、虚血時間は各臓器の特殊性と完全性に応じて異なるべきであることを示唆しています。これに関連して、ラットからの肺移植片は、最大3時間の温暖虚血に耐えることが示されています41,42。

優勢な交感神経期によって引き起こされる組織損傷の証拠、血行動態の不安定性、およびBDプロセスに起因する全身性炎症により、循環停止後のドナーは、移植に関連する合併症を減らすための潜在的な戦略として再考されています41,42,43。この意味で、私たちのデータは、研究された他の2つのモデルと比較して、CDモデルのIL-1βおよびTNF-αレベルが劇的に低下していることを示しています。これを裏付けるように、Iskenderらは、WIT後にWIT後に提供された組織を持つラットの肺再灌流モデルにおける組織サイトカインのレベルが低いことを指摘しましたが、そのメカニズムはまだよくわかっていません。

上記に基づいて、方法論の選択とその適応は、研究者によって開発された目的に依存する必要があります。いったん決定されたら、これらの目標は、寄付モデルの種類、プロトコル時間、および実行する分析の指針となるはずです。また、臓器提供の種類を肺のリコンディショニングおよび再灌流の動物モデルと関連付けることも可能である。

結論
結論として、ここで説明する臓器提供者モデルは、さまざまな移植片採取方法に関連する変化の研究における潜在的なツールであり、ここで提示された方法論の再現性と信頼性を考えると、これらの臓器の質が移植後の転帰に与える影響の完全な理解を得ることができる手段を提供する可能性があります。

開示事項

私たちは、この出版物に関連する既知の利益相反がないこと、およびこの研究の結果に影響を与えた可能性のあるこの研究に対する重要な財政的支援がないことを確認したいと思います。

謝辞

資金援助をしてくれたFAPESP(Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo)に感謝します。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
14ゲージ血管カテーテルDB38186714口腔気管挿管
2.0シルクブラシAA553気管チューブ固定
24ゲージ血管カテーテルDB38181214動脈および静脈アクセス
4.0シルクブラシAA551動脈および静脈カニューレの固定
アルコール性クロルヘキシジンジグルコン酸溶液(2%)。Vic PharmaY/N無
菌トリコトミー装置OsterY/N クリッピング装置
精密バランス島津D314800051湿式/乾燥重量比の分析
バルビツール酸(チオペンタール)Cristália18080003DC インダクション
バルーン カテーテル (Fogarty-4F)エドワーズ ライフ120804BD インダクション
新生児エクステンダーエンブレーミング49726724 G 血管カテーテル
FlexiVentScireq1142254換気パラメータの分析
ヘパリン<ストロング>ブラウ ファーマシューティカ SA7000982-06抗凝固剤
>イソフルランクリストália10,29,80,130吸入麻酔
マイクロピペット (1000 µL)Eppendorf347765Z少量の液体の取り扱い
マイクロピペット(20 & micro;L)EppendorfH19385F少量の液体の取り扱い
顕微鏡ツァイス1601004545外科手術のための構造の視覚化の支援
マルチパラメータモニターDixtal101503775MAP登録
電動ドリルミデトロニックMCA04391mm口径のボアホールを掘削するために使用されます
ノイバウアーチャンバーKasviD15-BL細胞数
小児喉頭鏡オキシゲルY/N気管挿管中の支援
シリンジ (3mL)SR3330N4HSプロトコル中の水分補給と放血
圧力トランスデューサP23XLMAP登録以来のエドワーズライフ
金属製気管チューブバイオメディカル006316/12FlexiVent 人工呼吸器による分析用硬質カニューレ
イソフルラン気化器ハーバード・バイオサイエンス1,02,698麻酔システム
小動物用人工呼吸器 (683)ハーバード・デバイスMA1 55-0000機械換気
xMap 方法論ミリポアRECYTMAG-65K-04炎症マーカーの解析

参考文献

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