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方法論記事

環境汚染に対処するための極限環境微生物のバイオプロスペクティング

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DOI:

10.3791/63453

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2021年12月30日

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1Department of Biology, University of Naples Federico II, 2Institute of Polymers, Composites and Biomaterials (IPCB), Consiglio Nazionale delle Ricerche CNR, 3Division of Biological Systems and Engineering, Lawrence Berkeley National Laboratory, 4BAT Center-Interuniversity Center for Studies on Bioinspired Agro-Environmental Technology, University of Napoli Federico II

この記事について

サマリー

地熱泉からの重金属耐性微生物の単離は、バイオレメディエーションおよび環境モニタリングバイオシステムの開発にとってホットな話題である。この研究は、温泉から重金属耐性菌を単離し同定するための方法論的アプローチを提供する。

要約

地熱泉は、深い帯水層で起こる岩石と水の相互作用により、様々な金属イオンが豊富です。また、pHや温度の季節変動により、これらの極限環境内では元素組成の変動が周期的に観測され、微生物群集の環境に影響を与えています。火山の熱噴出孔で繁栄する極限環境微生物は、環境中に存在するいくつかの金属イオンを処理する耐性メカニズムを開発し、複雑な金属生物地球化学サイクルに参加しています。さらに、極限環境とその製品は市場で広範な足がかりを見つけており、これは特に彼らの酵素に当てはまります。この文脈において、それらの特性評価は、環境モニタリングおよびバイオレメディエーションのためのバイオシステムおよびバイオプロセスの開発に機能する。今日まで、極限環境微生物の実験室条件下での単離と培養は、依然としてバイオテクノロジーの可能性を十分に活用するためのボトルネックとなっています。この研究は、温泉からの好熱性微生物の単離のための合理化されたプロトコルと、次のステップによるそれらの遺伝子型および表現型の同定について記述している:(1)地熱地帯(「Pisciarelli」、イタリアのナポリのカンピ・フレグレイの火山地帯)からの微生物のサンプリング。(2)重金属耐性微生物の単離;(3)微生物分離株の同定;(4)分離株の表現型特性評価。この研究で説明されている方法論は、他の極端な環境からの微生物の単離にも一般的に適用される可能性がある。

概要

地球上の極限環境は、アイスランド、イタリア、アメリカ、ニュージーランド、日本、中央アフリカ、インドなど、過酷な条件(温度、pH、塩分濃度、圧力、重金属)に耐えることができる微生物の優れた供給源であり、最も認識され研究されている火山地域3,4,5,6,7,8,9です。.好熱剤は、45°Cから80°Cまでの過酷な環境で進化してきました10,11,12。好熱性微生物は、古細菌または細菌界に属するか、生物多様性、系統発生、および産業用途のための排他的な生体分子の生産の研究のための貯蔵庫である13、14、15、16。実際、過去数十年間、世界市場における継続的な産業需要は、いくつかのバイオテクノロジー分野での多様な用途のための極限環境およびサーモザイムの搾取を奨励してきた17,18,19。

生物がコンソーシアムで生息する温泉は、生物多様性の豊かな源泉であり、微生物生態学を研究するのに魅力的な生息地である20,21。さらに、これらの火山性金属が豊富な地域は、重金属22,23の存在に生き残り、適応するために耐性システムを進化させた微生物によって一般的に植民地化されているため、生物地球化学的サイクルに積極的に関与しています。今日、重金属は人間と環境にとって優先的な汚染物質と考えられています。重金属耐性微生物は、金属を形質転換し、生態系を再構築することによって、金属を可溶化および沈殿させることができる24,25。重金属耐性の分子メカニズムの理解は、新しいグリーンアプローチ26,27,28を開発する緊急性のためのホットな話題です。この文脈において、新しい耐性細菌の発見は、環境バイオレメディエーションのための新しい戦略を開発するための出発点を表す24,29。微生物学的手順を通じて熱水環境を探索し、重金属耐性を支える遺伝子の役割に関する知識を増やす努力に伴い、イタリアのカンピフレグレイの温泉地域で微生物スクリーニングが行われました。この重金属が豊富な環境は、季節性、降雨量、地下の地質学的動きに応じてpHと温度が変化する強力な熱水活動、噴気孔、沸騰プールを示しています30。この視点では、重金属に耐性のある細菌、例えば、Geobacillus stearothermophilus GF1631(単離物1として命名)およびAlicyclobacillus mali FL1832(単離物2として命名)をカンピフレグレイのピシアレッリ地域から単離するための適用が容易で効果的な方法を説明する。

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プロトコル

1. 地熱地帯からの微生物のサンプリング

  1. 所望の温度とpHを有する場所を基準として使用してサンプリングする部位を選択する。デジタル熱電対プローブを介して物理パラメータを測定し、選択したプールまたは泥に挿入します。
  2. 20gの土壌サンプル(この場合は、Pisciarelli Solfataraの熱水サイトの泥から)を収集し、滅菌されたスプーンでそれらを拾う。選択した各サイトについて、少なくとも 2 つのサンプルを取得します。
  3. サンプルを50mL滅菌ポリプロピレンチューブに入れ、直ちに閉じる。
  4. デジタル熱電対プローブをサンプリングサイトに直接挿入して、pHと温度を測定します。使用後は、プローブをイオン交換水で丁寧にすすいでください。

2. 重金属耐性微生物の単離

メモ:手順2.1~2.7を滅菌した生体フードの下で実行します。

  1. 採取した各試料の2gを、HClまたはNaOHを添加してpHが4または7に調整された50mLの新しく調製したルリア・ベルタニ培地(LB)に接種する。
  2. サンプルをサンプリング部位の同じ温度で、±5°C(ピシアレリサンプルの場合は55°Cおよび60°C)で、温度制御されたオービタルシェーカーで180rpmの振とう速度で24時間インキュベートする。
  3. 増殖したサンプルをLB寒天(pH4またはpH7)上で200μLのプレートに、55°Cまたは60°Cで48時間静置条件下でインキュベートする。
  4. シングルコロニーを分離し、ストリークプレーティングサイクル(ステップ2.3および2.4)を少なくとも3回繰り返します。
  5. -80°C凍結細胞ストックを調製するために、培養物を一晩(ON)増殖させ、増殖した細胞に20%グリセロール(1mLの最終容量で)を加える。アセトンとドライアイスを混ぜて急速凍結してください。
  6. グリセロールストックから接種剤を調製するには、50 μLを50 mLのLB(pH 4またはpH 6)に接種し、180 rpm ONのオービタルシェーカーで55°Cまたは60°Cでインキュベートします。
  7. 増殖プロファイルを得るためには、前培養物(ステップ2.6から得られた)を10 mLのLB(pH4またはpH6)で0.1 OD 600 nmに希釈し、55°Cまたは60°Cで細胞を軌道振とう機で16 時間増殖させ、30分間隔でOD600 nm を測定する。
  8. ステップ2.7で得られたデータから、X軸に時間(分)、Y軸にOD600nm で成長曲線を構築します。
  9. ステップ2.7および2.8で説明したのと同じ増殖曲線を実現するが、培養液のpH(±1単位)を変化させ(例えば、pH4で増殖させたサンプルのpH3および5)、実験室条件に最適なpHを決定する。

3. 微生物分離株の同定

  1. ゲノムDNAの作製
    1. グリセロールストックからストリークした分離株を50mLのLB培地(pH4またはpH6)に接種し、55°Cまたは60°Cのオービタルシェーカーで180rpmのONで増殖させる。
    2. ON培養物を5000 x gで10分間遠心分離して収穫する。上清を捨てる。
    3. 使用直前に、20 mM Tris-HCl pH 8.0、2 mM EDTA、1.2% Triton X-100、およびリゾチーム(20 mg/mL)で構成される細菌溶解バッファー10 mLを調製します。
    4. ペレットを180μLの細菌溶解緩衝液に再懸濁する。37°Cで30分間インキュベートする。
    5. ゲノム DNA 精製キット (材料表) に示されているガイドラインに従って、ゲノム DNA を抽出します。
    6. 抽出したゲノムDNAとその純度をUV-Vis測定により定量する。純度については、OD 260/280 nmおよびOD 260/230 nmの比を決定する。
    7. 各サンプルの 200 ng を 0.8% アガロースゲルにロードし、サイズ分布を高分子マーカーと比較することにより、ゲノム DNA の完全性を評価します。
    8. 16S rRNA断片の調製、シーケンシング、および得られた配列(1000bp)と米国国立バイオテクノロジー情報センター(NCBI)のヌクレオチドデータベースに存在するものとの比較分析を外部サービスに委託する33。
  2. 16S rRNAシーケンシングのデータを裏付けるために、消化された染色体DNAに対して自動リボタイピングも行う(外部サービス、 材料表)。
  3. リボタイピングデータだけでは正種同定ができない場合は、脂肪酸同定のためのMALDI-TOF MS 分析を依頼してください。
  4. 同定された属の系統解析を行うには、単離物の16S rRNA配列をBLASTn34で解析する。99%~97%の同一性を持つ配列は、CLUSTAL Omega35を使用して複数の配列アラインメントを構築するために使用する必要があります。ClustalW2 (Simple Phylogeny) のデフォルトオプションを使用して近傍結合ツリーを構築します。

4. 重金属および抗生物質感受性

  1. グリセロールストックから単離物を接種し(ステップ2.5を参照)、以前に決定した最適pHおよび温度条件下で200mLのLB中で増殖させる。
  2. 各前培養物を、増加する濃度の重金属を含む5mLのLB培地(適切なpHで)中で0.1OD 600 nm で希釈する。濃度は、重金属[As(V)、As(III)、Cd(II)、Co(III)、Cr(VI)、Cu(II)、Hg(II)、Ni(II)、V(V)]の場合は0.01〜120mM、抗生物質[アンピシリン、バシトラシン、クロラムフェニコール、シプロフロキサシン、エリスロマイシン、カナマイシン、ストレプトマイシン、テトラサイクリン、およびバンコマイシン]の場合は0.5〜1mg / mLの範囲で変化します。
  3. 重金属と抗生物質の治療を別々に行います。50 mLポリプロピレンチューブを使用し、各条件/処理ごとに55°Cまたは60°Cで180rpmの振とう速度で16時間、温度制御されたオービタルシェーカーで細胞を増殖させます。
  4. 微生物の増殖が起こらないチューブ内の濃度値を特定することによって、抗生物質または重金属の最小阻害濃度(MIC)を計算する、すなわち、16時間後に細胞増殖を完全に阻害する値を決定する。
  5. LB-agarプレートにMICと見なされる値で増殖させた培養物200 μLを(適切なpHおよび温度で)プレーティングし、ONインキュベーション後のコロニーの存在を確認することにより、濃度が細胞に対して阻害性であり、致死的ではないことを確認する。
    注:LB寒天プレート上での培養は4°Cで数週間しか生存できないため、分離株をより長期間保存するために、グリセロールストックを調製し、-80°Cで保存した。 MIC決定のために、独立した培養物を用いて少なくとも3つの独立した複製が実施された。標準偏差は、3連の実験間で計算した。

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結果

サンプリングサイト
このプロトコルは、温泉から重金属耐性菌を単離する方法を示すものである。本研究では、酸性・亜硫酸系地熱環境であるピシアレリ地域をサンプリングサイトとして用いた(図1)。この生態系は、火山活動に由来する攻撃的な硫黄流体の流れによって特徴付けられる。酸性 - 硫化地熱系の微生物群集は、高濃度の重金属の存在によって作られた極端な選択圧力にさらされることが実証されている。サンプルは、1年の2つの異なる期間(4月と9月)に、泡立つ泥プールに関して2,21の泥プール周辺から収集されました。泥溜まりでは、pH値の変動(4月~pH6、9月~pH5)が登録され、気温はいずれも約55°Cでした。しかし、他の年32では、泥プール(〜70°C)でもより高い温度が記録されました。

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ディスカッション

温泉には、同様に多様な代謝能力を持つ未開発の多様な微生物叢が含まれています12。重金属を毒性の低い化合物に効率的に変換できる微生物の単離戦略の開発10 は、世界中で関心が高まっている研究分野です。この論文は、有毒化学物質に抵抗する能力を持つ微生物のスクリーニングと単離のための合理化されたアプローチを記述することを目的としています。記載されている方法は、水、食物、土壌、堆積物などの多様な環境源から微生物を単離するために容易に改変することができる。しかしながら、この技術には微生物培養への依存に関連するいくつかの制限がある。したがって、このセットアップは、簡単に培養できない環境から細菌を単離するのには適していません。この問題を克服する1つの方法は、異なる細菌培地(すなわち、選択的培地または事前適応戦略)およびより長いインキュベーション時間42を使用することである。

それにもかかわらず、バイオレメディエーションに関心のある種の大部分は、本明細書に記...

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開示事項

著者らは、利益相反はないと宣言している。

謝辞

この研究は、ERA-NET Cofund MarTERA: "FLAshMoB: Functional Amyloid Chimera for Marine Biosensing", PRIN 2017-PANACEA CUP:E69E19000530001 および GoodbyWaste: GetGOOD products-exploit BY-products-reduce WASTE, MIUR 2017-JTNK78.006, Italyの支援を受けた。我々は、地熱地帯の特定と特徴付けについて、モニカ・ピオチ博士とアンジェラ・モルモン博士(Istituto Nazionale di Geofisica e Vulcanologia, Sezione di Napoli Osservatorio Vesuviano, Italy)に感謝する。

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材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
アンピシリンシグマ アルドリッチA9393
オーラミニバイオエア s.c.r.l.生物学的フード
バシトラシンΣ AldrichB0125
塩化カドミウムΣ Aldrich202908
ChloramphenicolSigma AldrichC0378
シプロフロキサシンΣ Aldrich17850
塩化コバルトΣ AldrichC8661
塩化銅Sigma Aldrich224332
エリスロマイシンSigma AldrichE5389
Exernal ServiceDSMZLeibniz Institute DSMZ-German Collection of Microorganisms and Cell Cultures GmbH
Genomic DNA Purification KitThermo Scientific#K0721
Kanamycin sulphateSigma Aldrich60615
MaxQTM 4000卓上オービタルシェーカーThermo ScientificSHKE4000
塩化水銀Sigma Aldrich215465
NanoDrop 1000 分光光度計Thermo Scientific
塩化ニッケルSigma Aldrich654507
Orion Star A221 ポータブルpHメーターThermo ScientificSTARA2218
ナトリウム (メタ)亜ヒ酸シグマ アルドリッチS7400
ヒ酸ナトリウム 二塩基性七水和物シグマ アルドリッチA6756
塩化ナトリウムシグマ アルドリッチS5886
ストレプトマイシンシグマ アルドリッチS6501
テトラサイクリンシグマ アルドリッチ87128
トリプトン バイオケミカアプリケム パンレアックA1553
バンコマイシンシグマ アルドリッチPHR1732
分子生物学用酵母抽出物Applichem Panreac A3732
型機

参考文献

  1. Arora, N. K., Panosyan, H. Extremophiles: applications and roles in environmental sustainability. Environmental Sustainability. 2, 217-218 (2019).
  2. Gallo, G., Puopolo, R., Carbonaro, M., Maresca, E., Fiorentino, G. Extremophiles, a nifty tool to face environmental pollution: From exploitation of metabolism to genome engineering. International Journal of Environmental Research and Public Health. 18 (10), 5228(2021).
  3. Saxena, R., et al. Metagenomic analysis of hot springs in Central India reveals hydrocarbon degrading thermophiles and pathways essential for survival in extreme environments. Frontiers in Microbiology. 7, 2123(2017).
  4. Papke, R. T., Ramsing, N. B., Bateson, M. M., Ward, D. M. Geographical isolation in hot spring cyanobacteria. Environmental Microbiology. 5 (8), 650-659 (2003).
  5. Zitelle, L., Lan Pe, N. I. al The role of photosynthesis and CO2 evasion in travertine formation: a quantitative investigation at an important travertine-depositing hot spring. Journal of the Geological Society. 164, 843-853 (2007).
  6. Kubo, K., Knittel, K., Amann, R., Fukui, M., Matsuura, K. Sulfur-metabolizing bacterial populations in microbial mats of the Nakabusa hot spring. Japan. Systematic and Applied Microbiology. 34 (4), 293-302 (2011).
  7. Siljeström, S., Li, X., Brinckerhoff, W., van Amerom, F., Cady, S. L. ExoMars mars organic molecule analyzer (MOMA) laser desorption/ionization mass spectrometry (LDI-MS) analysis of phototrophic communities from a silica-depositing hot spring in Yellowstone national park, USA. Astrobiology. , (2021).
  8. Aulitto, M., Tom, L. M., Ceja-Navarro, J. A., Simmons, B. A., Singer, S. W. Whole-genome sequence of Brevibacillus borstelensis SDM, isolated from a sorghum-adapted microbial community. Microbiology Resource Announcements. 9 (48), 8-9 (2020).
  9. Antranikian, G., et al. Diversity of bacteria and archaea from two shallow marine hydrothermal vents from Vulcano Island. Extremophiles. 21 (4), 733-742 (2017).
  10. Gallo, G., Puopolo, R., Limauro, D., Bartolucci, S., Fiorentino, G. Metal-tolerant thermophiles: from the analysis of resistance mechanisms to their biotechnological exploitation. The Open Biochemistry Journal. 12 (1), 149-160 (2018).
  11. Aulitto, M., et al. Draft genome sequence of Bacillus coagulans MA-13, a thermophilic lactic acid producer from lignocellulose. Microbiology Resource Announcements. 8 (23), 341-360 (2019).
  12. Mehta, D., Satyanarayana, T. Diversity of hot environments and thermophilic microbes. Thermophilic Microbes in Environmental and Industrial Biotechnology: Biotechnology of Thermophiles. , Springer. Dordrecht. (2013).
  13. Fusco, S., et al. The interaction between the F55 virus-encoded transcription regulator and the RadA host recombinase reveals a common strategy in Archaea and Bacteria to sense the UV-induced damage to the host DNA. Biochimica et Biophysica Acta - Gene Regulatory Mechanisms. 1863 (5), (2020).
  14. Puopolo, R., et al. Self-assembling thermostable chimeras as new platform for arsenic biosensing. Scientific Reports. 11 (1), (2021).
  15. Fiorentino, G., Contursi, P., Gallo, G., Bartolucci, S., Limauro, D. A peroxiredoxin of Thermus thermophilus HB27: Biochemical characterization of a new player in the antioxidant defence. International Journal of Biological Macromolecules. 153, 608-615 (2020).
  16. Fiorentino, G., Del Giudice, I., Bartolucci, S., Durante, L., Martino, L., Del Vecchio, P. Identification and physicochemical characterization of BldR2 from Sulfolobus solfataricus, a novel archaeal member of the MarR transcription factor family. Biochemistry. 50 (31), 6607-6621 (2011).
  17. Bhattacharya, A., Gupta, A. G. Microbial Extremozymes. Current trends in applicability of thermophiles and thermozymes in bioremediation of environmental pollutants. , Elsevier, Academic Press. 161-176 (2022).
  18. Aulitto, M., et al. Prebiotic properties of Bacillus coagulans MA-13: Production of galactoside hydrolyzing enzymes and characterization of the transglycosylation properties of a GH42 β-galactosidase. Microbial Cell Factories. 20 (1), 1-18 (2021).
  19. Ing, N., et al. A multiplexed nanostructure-initiator mass spectrometry (NIMS) assay for simultaneously detecting glycosyl hydrolase and lignin modifying enzyme activities. Scientific Reports. 11 (1), 11803(2021).
  20. Saw, J. H. W. Characterizing the uncultivated microbial minority: towards understanding the roles of the rare biosphere in microbial communities. mSystems. 6 (4), 0077321(2021).
  21. He, Q., et al. Temperature and microbial interactions drive the deterministic assembly processes in sediments of hot springs. Science of the Total Environment. 772, 145465(2021).
  22. Shakhatreh, M. A. K., et al. Microbiological analysis, antimicrobial activity, and heavy-metals content of Jordanian Ma'in hot-springs water. Journal of Infection and Public Health. 10 (6), 789-793 (2017).
  23. Antonucci, I., et al. An ArsR/SmtB family member regulates arsenic resistance genes unusually arranged in Thermus thermophilus HB27. Microbial Biotechnology. 10 (6), 1690-1701 (2017).
  24. Ozdemir, S., Kılınç, E., Poli, A., Nicolaus, B. Biosorption of Heavy Metals (Cd 2+, Cu 2+ , Co 2+ , and Mn 2+ ) by Thermophilic Bacteria, Geobacillus thermantarcticus and Anoxybacillus amylolyticus Equilibrium and Kinetic Studies. Bioremediation Journal. 17 (2), 86-96 (2013).
  25. Hlihor, R. -M., Apostol, L. -C., Gavrilescu, M. Environmental bioremediation by biosorption and bioaccumulation: Principles and applications. Enhancing Cleanup of Environmental Pollutants: Volume 1: Biological Approaches. , Springer. Cham. 289-315 (2017).
  26. Del Giudice, I., Limauro, D., Pedone, E., Bartolucci, S., Fiorentino, G. A novel arsenate reductase from the bacterium Thermus thermophilus HB27: its role in arsenic detoxification. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Proteins and Proteomics. 1834 (10), 2071-2079 (2013).
  27. Politi, J., Spadavecchia, J., Fiorentino, G., Antonucci, I., Casale, S., De Stefano, L. Interaction of Thermus thermophilus ArsC enzyme and gold nanoparticles naked-eye assays speciation between As(III) and As(V). Nanotechnology. 26 (43), 435703(2015).
  28. Antonucci, I., et al. Characterization of a promiscuous cadmium and arsenic resistance mechanism in Thermus thermophilus HB27 and potential application of a novel bioreporter system. Microbial Cell Factories. 17 (1), (2018).
  29. Ilyas, S., Lee, J. C., Kim, B. S. Bioremoval of heavy metals from recycling industry electronic waste by a consortium of moderate thermophiles: Process development and optimization. Journal of Cleaner Production. 70, 194-202 (2014).
  30. Piochi, M., Mormone, A., Strauss, H., Balassone, G. The acid-sulfate zone and the mineral alteration styles of the Roman Puteolis (Neapolitan area, Italy): clues on fluid fracturing progression at the Campi Flegrei volcano. Solid Earth. 10 (6), 1809-1831 (2019).
  31. Puopolo, R., et al. Identification of a new heavy-metal-resistant strain of Geobacillus stearothermophilus isolated from a hydrothermally active volcanic area in southern Italy. International Journal of Environmental Research and Public Health. 17 (8), 2678(2020).
  32. Aulitto, M., et al. Genomic insight of Alicyclobacillus mali FL18 isolated from an Arsenic-rich hot spring. Frontiers in Microbiology. 12, 639697(2021).
  33. Agarwala, R., et al. Database resources of the National Center for Biotechnology Information. Nucleic Acids Research. 46, 8-13 (2018).
  34. Altschul, S. F., et al. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Research. 25 (17), 3389-3402 (1997).
  35. Sievers, F., Higgins, D. G. Clustal Omega. Current Protocols in Bioinformatics. 2014, 1-16 (2014).
  36. Kliem, M., Sauer, S. The essence on mass spectrometry based microbial diagnostics. Current Opinion in Microbiology. 15 (3), 397-402 (2012).
  37. Madeira, F., et al. The EMBL-EBI search and sequence analysis tools APIs in 2019. Nucleic Acids Research. 47, 636-641 (2019).
  38. Piochi, M., Mormone, A., Balassone, G., Strauss, H., Troise, C., De Natale, G. Native sulfur, sulfates and sulfides from the active Campi Flegrei volcano (southern Italy): Genetic environments and degassing dynamics revealed by. Journal of Volcanology and Geothermal Research. 301, 180-193 (2015).
  39. Hsu, H. -C., et al. Assessment of temporal effects of a mud volcanic eruption on the bacterial community and their predicted metabolic functions in the mud volcanic sites of Niaosong, Southern Taiwan. Nicroorganisms. 9 (11), 2315(2021).
  40. Ye, J., Rensing, C., Su, J., Zhu, Y. G. From chemical mixtures to antibiotic resistance. Journal of Environmental Sciences (China). 62, 138-144 (2017).
  41. Farias, P., et al. Natural hot spots for gain of multiple resistances: arsenic and antibiotic resistances in heterotrophic, aerobic bacteria from marine hydrothermal vent fields. Applied and Environmental Microbiology. 81 (7), 2534-2543 (2015).
  42. Aulitto, M., Fusco, S., Nickel, D. B., Bartolucci, S., Contursi, P., Franzén, C. J. Seed culture pre-adaptation of Bacillus coagulans MA-13 improves lactic acid production in simultaneous saccharification and fermentation. Biotechnology for Biofuels. 12 (1), 45(2019).

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