このコンテンツを表示するには、JoVEへの購読が必要です。 または、無料トライアルをお申し込みください。

方法論記事

膵島隔離のためのブタ膵臓の外科的灌流と隔離

2.3K 回視聴

⸱

DOI:

10.3791/66350

⸱

2024年6月7日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Section of Vascular Surgery, Washington University School of Medicine, 2CardioVascular Research Innovation in Surgery and Engineering Center, Washington University School of Medicine, 3Department of Medicine, Division of Nephrology, Washington University School of Medicine, 4Department of Medicine, Division of Endocrinology, Washington University School of Medicine, 5Department of Surgery, Section of Transplant Surgery, Washington University School of Medicine, 6Division of Molecular Cell Biology, Washington University School of Medicine, 7Department of Biomedical Engineering, Washington University McKelvey School of Engineering

この記事について

サマリー

このプロトコルは、膵島の分離と精製のためのブタ膵臓の調達に関するステップバイステップのガイドを提供します。

要約

膵島移植は、I型糖尿病の新たな治療法です。ただし、ドナーのマッチングと利用可能性によって制限されます。ブタ島異種移植は、同種移植の有望な代替手段を提供し、オンデマンドで機能的な膵島の大規模生産の可能性を秘めています。単離された膵島の収量と生存率は、ドナー膵臓の品質と調達方法、特に温虚血時間の持続時間に非常に影響を受けやすいです。臓器の保存とその後の膵島の収量と生存率を改善するために、ブタ膵臓の外科的灌流と切除のためのプロトコルを開発しました。このプロトコルは、直接腎下大動脈カニューレ挿入と臓器灌流を採用して、温虚血時間を最小限に抑え、広範な外科的専門知識を持たないオペレーターの手順を簡素化します。その後、大動脈を介した膵臓の動脈灌流により、微小血管系から停滞した血液が洗い流され、それによって血栓症と組織への酸化的損傷が減少します。この原稿は、ブタ膵臓の外科的灌流と切除、続いて膵島の分離と精製のための詳細なプロトコルを提供します。

概要

1型糖尿病は、膵臓ベータ細胞の自己免疫破壊によって引き起こされます1。その結果、患者は外因性インスリンに依存しており、高血糖および低血糖のエピソードを伴う高リスクの血糖変動に置かれます2。膵島同種移植は、I型糖尿病の潜在的な治療法です。ただし、膵臓臓器ドナーの利用可能性が限られていることは、この手順の広範な採用に対する主要な障壁であり続けています2,3。ブタのドナーからの膵島の異種移植は、これらの動物が容易に入手できるため、有望な代替手段です。ブタ膵島分離の最適化とスケーリングは、進行する膵島異種移植にとって重要です。

いくつかのブタ膵臓調達技術が以前に発表されていますが、これらの手順の多くは、心臓死または放血の誘発後の膵臓切除術について説明しています4,5,6,7,8,9,10。これらの技術の主な欠点の 1 つは、心臓死の時点から保存液の動脈内および/または管内注入の開始までの間に発生する変動する温存虚血時間 (WIT) です。WIT を 10 分間行うだけでも、膵島の収量と生存率に悪影響を及ぼします5.WIT を最小限に抑えるには、保存液による膵臓の迅速な灌流が必要です。腹部臓器の調達中、大動脈カニューレ挿入とそれに続くウィスコンシン大学(UW)溶液による体内灌流は、血液の除去、血管内血栓症の予防、虚血性損傷からの保護、および細胞損傷の最小化に重要です11,12。

以前の研究では、ブタの膵臓の調達中に、UW溶液による腹腔幹と上腸間膜動脈の低圧フラッシングにより、膵島の収量と純度が向上することが示されています4。しかし、ブタの膵臓の調達について以前に発表された方法には、開放型大動脈カニューレ挿入術が含まれており、これは特に小型のブタにとって技術的に困難な場合があります13,14,15。この原稿では、ブタ膵臓の外科的灌流と調達、続いて膵島の分離と精製のための視覚補助具を添付した詳細なステップバイステップのプロトコルを紹介します。膵臓隔離中の大動脈カニューレ挿入のこの新しい技術は、WIT を最小限に抑え、膵臓の調達を無血フィールドで行えるようにするために特別に開発されました。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

動物が関わるすべての手続きは、ワシントン大学医学部比較医学部門の動物施設管理・使用委員会(IACUC)によって承認されています。この手順には、35〜35 kgの成体ヨークシャー豚が理想的です。ただし、このプロトコルは、実験の状況に応じてさまざまなサイズのブタに適合させることができます。手術室のセットアップでは、すべての手順を無菌的に実行する必要があります。

1.術前の準備と麻酔

  1. 4 mg / kgのタイルタミンとゾラゼパム、20 mg / kgケタミン、および2 mg / kgのキシラジンを筋肉内注射したカクテルで豚を鎮静させます。.
  2. 耳介静脈を介した末梢静脈アクセスを確立します。
  3. 100%酸素中の1%-3%イソフルランを吸入して全身麻酔を誘発し、ブタに気管内挿管します。
    注:プロポフォールまたは別の静脈内導入剤と吸入剤を使用して、よりスムーズな導入および挿管手順のために導入することが好ましい場合があります。バイタルサイン、呼気終末 CO2、酸素飽和度、および心波形を継続的に監視して、麻酔の深さを評価および維持します。腹部の手術面は、ベッドサイドの超音波を使用して確認されます。
  4. 豚を剃り、胸骨のノッチから両側の鼠径部までグルコン酸クロルヘキシジンで準備します。
  5. 腹部全体がはっきりと見えるように術野をドレープします(図1A)。

2.後腹膜の手術セットアップと露出

  1. 正中線開腹切開術を行います(図1B)。
    1. 10枚刃のメスと電気焼灼を使用して、剣状突起から恥骨までの正中線開腹術を行います。下腹部の泌尿生殖器開口部の周りの切開部を湾曲させるように注意してください。
  2. 右内臓回転を行います。
    1. 右結腸と小腸を外部化し、滅菌タオルで包みます。
    2. 結腸と腸をゆっくりと左に引っ込めて、腸のねじれや回転不良を避けながら右後腹膜を露出させます。
  3. 膀胱を排出します(オプション)。
    1. 膀胱がいっぱいで衝撃的な露出がある場合は、2つのDeBakey鉗子で膀胱をつかみ、11枚刃のメスを使用して腹側膀胱壁を切開します。
    2. ヤンカウアーの吸引チップを膀胱に入れて尿を排出し、膀胱を減圧します。
  4. 腹部リトラクターセットをセットして、右後腹膜の最適な露出を促進します(図1C)。

3. 後腹膜解離

  1. 後腹膜解剖を開始します(図2A)。
    1. 電気焼灼を使用して、右腎臓のレベルから大動脈分岐部まで、正中線の右側に腹膜を切開します。
    2. 腎下大動脈、下大静脈(IVC)、右腎動脈と静脈を鋭く露出させます
  2. 大きな血管ループを持つ遠位腎下大動脈の円周方向の制御を取得します。
  3. IVCをライゲーションします(図2B)。
    1. 中部下静脈IVCの円周制御を取得します。
    2. 2-0シルクタイを使用してIVCを結紮します。
  4. 腎血管を結紮します(図2C)。
    1. 左右の腎動脈と静脈の円周方向の制御を取得します。
    2. 2-0シルクタイを使用してこれらの構造を結紮します。
    3. 複数の腎動脈がある場合は、これらの血管のそれぞれを同様に分離して結紮します。

4. 胸腔内解離術

  1. 右半横隔膜を切開します(図3A)。
    1. 肝臓をゆっくりと下方向に引っ込めて、右半横隔膜を露出させます。2つのAllisクランプを右半横隔膜の膜部分に適用し、電気焼灼を使用して2つのクランプの間にダイヤフラムを切開します。
    2. 横隔膜筋切開術を水平方向に約7cmに伸ばします。
  2. 胸腔内IVCの円周方向の制御を取得します(図3B)。
    1. 胸腔内IVCの周りに2-0のシルクタイを置きます。IVCを閉塞せずに、小さな止血剤で縫合糸の端をスナップします。
  3. 横隔膜切開術を左半横隔膜まで伸ばします(図3C)。
    1. 2つのAllisクランプを使用して、横隔膜切開術の端を下方向に引っ込め、左半横隔膜まで伸ばします。
      注:横隔膜切開中は心膜に入らないでください。
  4. 左後内側胸部の下行胸部大動脈を露出させます。

5. 腎下大動脈カニューレ挿入術、内臓隔離術、灌流

  1. ブタを全身的に抗凝固させます。
    1. 末梢静脈アクセスを介して全身性ヘパリン(100 U / kg)を投与します。.大動脈カニューレ挿入に進む前に3分待ちます。.
  2. 18 Gのマイクロパンク針を使用して腎下大動脈にアクセスします(図4A)。
  3. Jワイヤーを針に通して大動脈に通し、ワイヤーの上の針を取り外します。
  4. ワイヤーの上に10Frシースを大動脈に置き、ワイヤーを取り外します(図4B)。
  5. IVチューブを10Frシースに接続し、滅菌方法で、シースを通してUW溶液を注入します。UW溶液を40〜60滴/分の速度で注入します。
    注:胸部大動脈がクロスクランプされるまで、流れは始まりません。大動脈内シースの変位を避けるために、静脈内チューブが張力をかけていないことを確認してください。.
  6. 内臓の分離と灌流を矢継ぎ早に行います。
    1. 大動脈クランプを使用して腎下大動脈をクランプします。
    2. 大動脈クランプを使用して下行胸部大動脈をクランプします。
    3. 胸腔内IVCは、以前に配置された2-0のタイと結びつきます。
    4. 末梢静脈アクセスを介して安楽死のために100 mg / kg KClを投与します。
      注:心臓死はKClの投与から始まります。.
    5. 2-0タイよりも優れた静脈下IVCで静脈切開を行い、静脈切開術を通じてプール先端吸引を挿入します(図4C)。
    6. 2〜3Lの冷たいUW溶液で内臓を灌流します。
    7. 灌流中に膵全摘術の解剖に進みます。
      注:内臓、特に膵臓は、UW溶液が固形臓器領域に灌流されると青白くなるはずです(図5A)。

6. 膵臓全摘術

  1. UW溶液が灌流しているため、小腸を収縮から解放します。
  2. 内臓灌流中に膵臓の十二指腸葉、接続葉、および脾葉の解剖を開始します。胃を上方向に引っ込めて膵臓を露出させます。鈍い解剖と電気焼灼の組み合わせで、膵臓をその大網の付着物から解剖します。
    注:膵臓の体は、門脈を効果的に包み込みます。門脈が十二指腸葉の後方に走り、次に橋筋と接続葉の前方に走らないように注意してください。
  3. 膵管を隔離します(図5B)。膵管が十二指腸に入る場所を特定します。2つの3-0シルクタイを使用してダクトを結紮し、タイ間でダクトを横断します。
  4. 膵臓完全切除術(図5C)。
    1. 十二指腸のCループから十二指腸葉の残りの部分を解剖し、自由に動くようにします。
    2. 膵臓を残りのアタッチメントから分離します。上腸間膜動脈から膵臓までの小さな血管を慎重に結紮し、分割します。
    3. 膵臓を門脈から分離します。膵臓の体と接続葉を門脈から解剖します。門脈から膵臓への静脈枝(脾臓を含む)を結紮します。
      1. 接続葉と脾葉の間の膵臓の橋を横断して、門脈からの自由な動員を可能にします。
        注:膵臓十二指腸葉を脾臓葉から乱さないように注意してください。.
  5. 膵臓全体を冷たく滅菌したUW溶液に浸し、容器をすぐに氷の上に置きます。膵臓を無菌フードに運び、膵島を隔離します。膵島の分離に進みます(図6)。

7.膵管カニューレ挿入

  1. バイオセーフティキャビネット内の氷の上の滅菌トレイに膵臓を置きます。
  2. 余分な線維組織と血液を膵臓から離剖します。
  3. 必要に応じて、ダクトを横方向に切断して、内腔をよりよく視覚化します。カニューレの位置を特定し、適切なサイズのカテーテル(16 G)でダクトに進めます。
  4. カテーテルを2.0シルクタイで所定の位置に固定しますが、内腔を閉塞しないようにします。
  5. 3つの除染液を準備し、カニューレを貼付した膵臓を各除染液に60秒間浸します。

8. 膵臓の灌流と膨張

  1. 酵素消化液を調製します(図6)。
    1. 市販のコラゲナーゼ1および2溶液100 mg(詳細については 材料表 を参照)を、所望量の1x HBSSおよび10,000 Uヘパリン溶液と混合します。単離された膵臓組織が100 gから200 gの間の場合は、酵素を1x HBSSとヘパリン溶液の合計200 mLと混合します。.
  2. 膵臓に酵素溶液を注入します。
    1. 制御された適度な力で、60 mLのボーラスの酵素溶液を ?? 管に注入します。.酵素溶液全体が膵臓に注入されるまで、このプロセスを続けます。
      注:効果的な注入により、膵臓組織が膨張するはずです。
    2. 酵素溶液が ?? 臓組織から滅菌トレイに漏れた場合は、ステップ8.3でこの残りの溶液を ?? 臓に再注入するか、ステップ9.2でリコルディチャンバーに入れます。.
  3. 22Gの針を使用して、膨張が不十分な膵臓実質セグメントに残りの酵素溶液を直接注入します。

9.膵臓の消化

  1. 500 mLの1x HBSSを含む回路リザーバーを47°Cに設定したウォーターバスに入れ、リザーバー溶液を予熱します。
    注:酵素溶液は36〜38°Cで最適に機能し、この温度は蠕動ポンプの開始から5分以内に到達する必要があります。酵素を注入した膵臓を含むRicordiの内容物の温度は、最初は4°Cです。 回路リザーバーを47°Cに予熱すると、リザーバーとRicordiチャンバーの内容物が混合し、ペリスタルティックポンプの始動から5分以内に回路全体の温度が36〜38°Cまで上昇します。
  2. カテーテルを膵管から取り外して廃棄し、膵臓を1~3cmの小片に切ります。
  3. 消化回路を準備します。蠕動ポンプは、消化回路リザーバーから加熱コイルを通ってリコルディチャンバーに溶液を循環させます(図6)。
  4. 膵臓片を9つの1.5cm窒化ケイ素ビー玉とともにRicordiチャンバー内に置き、残りの酵素溶液をフィルターレベルまで満たします。
  5. Ricordiチャンバーを密閉するには、メッシュフィルターとゴム製ガスケットを配置し、次に蓋をRicordiチャンバーに配置します。ネジを締めてRicordiチャンバーの蓋を固定し、チャンバーがしっかりと密閉されていることを確認してから続行します。
  6. ヒーティングコイルを47°Cの温水浴に入れます。
  7. インフローカニューレとアウトフローカニューレを、1x HBSS500 mLが入った消化回路リザーバーに入れます。
  8. 450 mL/minの流速でポンプを開始し、チャンバー全体が消化液で満たされるまでポンプを開始します。流体が回路内を循環するにつれて、流量を100 mL/minに減らします。
  9. 消化チャンバーを手動で振って、窒化ケイ素ビー玉で組織を攪拌します。
  10. 8分間の分解から始めて、回路リザーバーから1 mLのサンプルを採取し、Dithizone(DTZ)染色を行い、消化の進行状況をモニタリングします。
    1. DTZ染色を調製するには、10 mgのDTZを2 mLのジメチルスルホキシド(DMSO)に溶解します。
    2. 調製したDTZ染色液10 μLを消化サンプル1 mLに加えます。4倍の倍率でサンプルを検査します。膵島は、DTZ染色により濃い赤から黒に見えます。
      注:観察された膵島のほとんどまたはすべてが「自由」で無傷で、腺房組織が小さなクラスターに分散しているときに消化が完了します。
  11. 分解が完了したと判断されたら、コイルを氷浴に移し、リザーバーから流入カニューレを取り外し、ポンプ速度を210〜250mL / minに上げます。消化された組織をリコルディチャンバーから回路リザーバーに排出します。
    注:消化後にリコルディチャンバーに残る組織はほとんど見られないのが一般的です。通常、未消化の膵臓組織の<10%が残りますが、これは標本固有の要因によって異なる場合があります。
  12. 残りの組織を秤量して、消化の効率を判断します。回路リザーバーから消化された組織を、氷上で冷たく保たれた250 mLの円錐形チューブに移します。

10. 膵臓組織の採取

  1. 消化した膵臓組織を250 mLのコニカルチューブに入れ、250 × g で4°C、ブレーキなしで1分間遠心分離します。
  2. 遠心分離機からチューブを慎重に取り外し、ペレットの破壊を避けながら血清学的ピペットを使用して上清を吸引します。
  3. ペレットを各コニカルチューブに穏やかに再懸濁し、それらを1本の250mLコニカルチューブに結合します。≤50 mLの組織がある場合は、ペレットをIslet Collection Solutionで合計100 mLに再懸濁します。.>50 mLの組織がある場合は、ペレットをIslet Collection Solutionで合計200 mLに再懸濁します。.100 mLを超える組織が収集された場合は、Cell Processorの精製サイクルを2回実行します。
  4. 組織をRPMI培地に再懸濁して、総容量を100 mLにし(50 mLの組織が収集されたと仮定)、Cell Processorにロードします。

11. 連続勾配法による膵島浄化

  1. 製造元の指示に従ってセルプロセッサをプライミングします。
  2. 125 mLの高密度グラジエント溶液を連続グラジエントフォーマーにロードし、次に200 mL/minにセットしたポンプを使用して高密度グラジエント溶液をCell Processorにロードします。
  3. Cell Processorの遠心分離機機能を1,000 RPMで開始します。
  4. システムから空気を放出し、高密度グラジエント溶液で再プライミングします。
  5. 125 mLの高密度グラジエント溶液と130 mLの低密度溶液をグラジエントフォーマーに加えます。
  6. 消化した組織懸濁液100mLをロードします。
  7. Cell Processorの速度を2,000 RPMに3分間上げます。
  8. 精製された膵島画分収集用の16本の50 mLコニカルチューブを準備します。各チューブに25 mLのRPMI培地を加え、すべてのチューブを昇順で配置します。
  9. 精製した膵島画分を調製した収集円錐管に集めます。

12. 膵島の評価と染色

  1. 精製した各膵島画分から100〜200 μLのアリコートを採取し、24ウェル組織培養プレートに入れてDTZ染色を行い、膵島含有量と各精製画分を評価します。4倍の倍率の光学顕微鏡を使用して各画分を検査します。膵島は、DTZ染色により濃い赤から黒に見えます。
  2. 小島が特定されたら、小島の含有量が最も高い分数を選択します。精製した画分を250 × g で4°Cで1分間、ブレーキなしで遠心分離します。
  3. 上清を慎重に吸引し、膵島ペレットを膵島成長培地に再懸濁します。精製した膵島を1〜4個のT-125培養フラスコに移します。
  4. 精製後、膵島の量、生存率、および機能を評価します。
    1. 膵島セルカウンターを使用して、膵島の数とサイズの分布を評価します(図7A)。膵臓全体では、通常、100万〜200万個の膵島相当物が得られます。
    2. 生存率染色には、2 μL のカルセイン AM と 2 μL のエチジウムホモダイマー-1 (CaAM/EthD-1) を 1,000 μL の PBS と混合します (図 7B)。膵島を30分間染色した後、4倍または10倍以下の倍率で評価します。生存可能な島は緑色に染色され、生存不能な島は赤色に染色されます。

13. 膵島の細胞培養

  1. 最初の48時間の間に、膵島を37°Cの回収培地で培養し、十分な栄養素(~1,000膵島/mLの回収培地)を提供します。
  2. 2日目から21日目まで、37°Cの標準増殖培地で膵島を培養します。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

手術のセットアップと正中線開腹術を 図1に示します。開腹術の切開は、泌尿生殖器の開口部を避けるために湾曲させる必要があります(図1B)。リトラクターをセットアップするときは、OmniまたはBookwalterリトラクターのポストをテーブルの左下隅に取り付けます。理想的なリトラクションには、右腹壁に2枚、左腹壁に2枚、右結腸と小腸に1〜2枚を滅菌タオルで包んだリトラクターブレードが含まれます(図1C)。体壁、内臓、または可鍛性リトラクターブレードは、アシスタントの空き状況とオペレーターの好みに応じて使用できます。OmniまたはBookwalterリトラクターが利用できない場合は、1-2個の自己保持型Balfourリトラクターを使用して、両側の腹壁を引っ込めることができます。その後、助手は滅菌タオルで包まれた右結腸と小腸にリトラクションを適用することができます。

図2...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

ブタドナーを使用した膵島異種移植は、I型糖尿病の治療のための有望な戦略です。膵島の分離は困難であり、最終的な膵島の生存率と収量は、臓器調達中に遭遇する低血圧および組織虚血に非常に敏感である16,17。膵臓の調達と保存を最適化するために、このプロトコルは、大動脈カニューレ挿入、内臓分離、および膵島分離前のブタ膵臓の調達中の灌流の新しい方法を提示します。

ブタ島の分離の成功は、ドナー膵臓の最適な調達と保存にかかっています。組織内の残留血液は膵臓微小血管系の補体活性化と血栓症を引き起こし、膵島の収量と生存率を低下させる可能性があるため、膵臓組織からのすべての血液の除去は、膵島の分離を最適化するために重要です4,18。以前の技術には、動脈内フラッシング 13,14,15,19 を伴う腎下大<...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

著者らは、利益相反を報告していません。

謝辞

この原稿は、Mid-America Transplant Foundationからの臨床イノベーション助成金によって支援されました。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
1 M NaOH、100 mLMillipore Sigma1310-73-2
10x HBSS、500 mL (15 から 30 °;C)サーモフィッシャー14065056
1x D-PBS、500 mLサーモフィッシャー14200075
1x HBSS、1 Lサーモフィッシャー14025076
250 mL コニカルチューブミリポアシグマCLS430236-6EA
アムホテリシン B [50 mg]ミリポアシグマPHR1662
消毒剤 ポビドン ヨウ素 10%ミリポアシグマ25655-41-8
BioRad Gradient FormerBioRad395
塩化カルシウム二水和物Thermo Fisher10035-04-8
COBE Cell ProcessorEbay317690 
消化回路リザーバー、Gibco ボトル、1 Lサーモフィッシャー10341001
ジメチルスルホキシド (DMSO)Thermo Fisher85190
ジチゾンThermo Fisher60-10-6
グラジエントフォーマー接続キットBioRad1652008
ヘパリン [1000 U/mL]救急医療製品0409-2720-01
HEPES緩衝液(1 m)、100 mLサーモフィッシャー15630080
ヒト血清アルブミン25%、100 mLセルプロゲンHSA2001-25-1
イソフルランコベトラスアイテム#:11695067772
ケタミンパターソンアイテム#:07-894-8462
リベラーゼ(100 mg)ミリポアシグマ5401020001
LIVE/DEAD生存率/細胞毒性キットサーモフィッシャーL3224
リンパ液 1.1 培地 500 mLCedarlane LabsCL5020
マスターフレックス LS 16 チューブマスターフル96419-16
マスターフレックス 蠕動ポンプマスターフレックス07522-30
ペンストレップ (2 mg/mL)セルプロゲンPS-30-002
プルモチーム(1 mg/mL、2.5 mL/バイアル)Dornase Alfa8931278
Recovery Medium, PIM(R)Prodo Laboratories, Inc.PIM-R001GMP
RPMI 1640Millipore SigmaR8758-1L
標準培地 (株) PIM(S)Prodo Laboratories, Inc.PIM-S001GMP
Tzed™(チレタミン、ゾラゼパム)注射Cパターソンアイテム#:07-894-6240
ウィスコンシン大学(UW)ソリューション、3 Lグローバル移植ソリューション1000-0046-06
ウォーターバスシグマアルデリッヒCLS6783-1EA
キシラジンパターソンアイテム#:07-891-6165

参考文献

  1. Gillespie, K. M. Type 1 diabetes: pathogenesis and prevention. CMAJ. 175 (2), 165-170 (2006).
  2. Shapiro, A. M., Pokrywczynska, M., Ricordi, C. Clinical pancreatic islet transplantation. Nat Rev Endocrinol. 13 (5), 268-277 (2017).
  3. Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. N Engl J Med. 343 (4), 230-238 (2000).
  4. Anazawa, T., et al. Improved method of porcine pancreas procurement with arterial flush and ductal injection enhances islet isolation outcome. Transplant Proc. 42 (6), 2032-2035 (2010).
  5. Dufrane, D., et al. Parameters favouring successful adult pig islet isolations for xenotransplantation in pig-to-primate models. Xenotransplantation. 13 (3), 204-214 (2006).
  6. Hilling, D. E., Rijkelijkhuizen, J. K., Tons, H. A., Terpstra, O. T., Bouwman, E. Porcine islet isolation outcome is not affected by the amount and distribution of collagen in the pancreas. Xenotransplantation. 17 (3), 250-255 (2010).
  7. Lamb, M., et al. In vitro maturation of viable islets from partially digested young pig pancreas. Cell Transplant. 23 (3), 263-272 (2014).
  8. Otsuka, R., et al. Pancreas preservation with a neutrophil elastase inhibitor, alvelestat, contributes to improvement of porcine islet isolation and transplantation. J Clin Med. 11 (15), 4290(2022).
  9. Vanderschelden, R., Sathialingam, M., Alexander, M., Lakey, J. R. T. Cost and scalability analysis of porcine islet isolation for islet transplantation: comparison of juvenile, neonatal and adult pigs. Cell Transplant. 28 (7), 967-972 (2019).
  10. Weegman, B. P., et al. Temperature profiles of different cooling methods in porcine pancreas procurement. Xenotransplantation. 21 (6), 574-581 (2014).
  11. Hart, N. A., et al. Determination of an adequate perfusion pressure for continuous dual vessel hypothermic machine perfusion of the rat liver. Transpl Int. 20 (4), 343-352 (2007).
  12. Tullius, S. G., et al. Accumulation of crystal deposits in abdominal organs following perfusion with defrosted University of Wisconsin solutions. Am J Transplant. 2 (7), 627-630 (2002).
  13. Ching, C. D., et al. A reliable method for isolation of viable porcine islet cells. Arch Surg. 136 (3), 276-279 (2001).
  14. Lu, Y., et al. Adult pig islet isolation. J Vis Exp. (176), (2021).
  15. Taylor, M. J., Baicu, S., Greene, E., Vazquez, A., Brassil, J. Islet isolation from juvenile porcine pancreas after 24-h hypothermic machine perfusion preservation. Cell Transplant. 19 (5), 613-628 (2010).
  16. Iwanaga, Y., Sutherland, D. E., Harmon, J. V., Papas, K. K. Pancreas preservation for pancreas and islet transplantation. Curr Opin Organ Transplant. 13 (4), 445-451 (2008).
  17. Pratschke, J., et al. Brain death and its influence on donor organ quality and outcome after transplantation. Transplantation. 67 (3), 343-348 (1999).
  18. vander Windt, D. J., et al. Early islet damage after direct exposure of pig islets to blood: has humoral immunity been underestimated. Cell Transplant. 21 (8), 1791-1802 (2012).
  19. Wright, M. J., Cavanagh, T. J., Fetterhoff, T. J., Wile, K. J. Effect of blood content on porcine pancreatic dissociation and islet yield. Transplant Proc. 26 (6), 3442(1994).
  20. Toso, C., et al. Isolation of adult porcine islets of Langerhans. Cell Transplant. 9 (3), 297-305 (2000).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

さらに記事を探す

膵島異種移植大動脈カニュレーション臓器保存膵臓消化膵島精製密度勾配遠心分離
膵島隔離のためのブタ膵臓の外科的灌流と隔離
お問い合わせ
図書館に推薦する

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。