方法論記事

単一分子相関力および蛍光顕微鏡法のためのIn Situヌクレオソームアセンブリ

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DOI：

10.3791/66579

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2024年9月6日

 ,  ,  , 
1Laboratory of Nanoscale Biophysics and Biochemistry, The Rockefeller University, 2Tri-Institutional PhD Program in Chemical Biology

* These authors contributed equally

この記事について

サマリー

この記事では、単一分子相関力顕微鏡および蛍光顕微鏡法のためにヌクレオソーム含有DNAテザーを再構成するための詳細な実験手順を示します。さらに、クロマチン相互作用タンパク質の結合挙動を視覚化し、ヌクレオソームの物理的特性の変化を解析するために実施できるいくつかの下流実験についても説明します。

要約

ヌクレオソームは真核生物のクロマチンの主要単位を構成し、その生物物理学的特性やクロマチン結合タンパク質との相互作用に関する数多くの有益な単一分子研究の焦点となっています。これらの研究のためのDNA上のヌクレオソーム再構成には、通常、DNAテザーに沿って形成されるヌクレオソームの配置と数を正確に制御する塩透析手順が含まれます。しかし、このプロトコールは時間がかかり、インプットとして大量のDNAとヒストン八量体が必要です。代替戦略として、ヒストンシャペロンNap1を利用した単一分子力顕微鏡および蛍光顕微鏡法のための in situ ヌクレオソーム再構成法について説明する。この方法により、ユーザーは強力なヌクレオソームポジショニング配列を必要とせずに、任意のDNAテンプレート上にヌクレオソームをアセンブルし、ヌクレオソーム密度をオンデマンドで調整し、試薬の使用量を減らすことができます。 in situ ヌクレオソームの形成は数秒以内に行われるため、実験ワークフローが簡素化され、1分子測定への移行が容易になります。さらに、ヌクレオソームのメカニズムをプローブし、クロマチン上の個々のタンパク質の挙動を可視化するための2つのダウンストリームアッセイの例について説明します。

概要

真核生物のクロマチンの主要なパッケージング単位はヌクレオソームであり、その中に~147塩基対(bps)のDNAがコアヒストンタンパク質1,2の八量体に巻き付けられています。ゲノムパッケージングに加えて、ヌクレオソーム構造は、クロマチン結合タンパク質がそのさまざまな機能を果たす際に利用できる生物物理学的調節の別の豊かな層として機能します3,4。ヌクレオソームの物理的特性に実験的にアクセスし、測定することは、これらのユニットが極小のスケール(ナノメートルの長さ、ピコニュートン力など)で動作するため、技術的に困難であり、したがって、それらのプローブには、機能に有意義な情報を提供するのに十分な感度と精度が必要です。さらに、クロマチン結合タンパク質はしばしばその基質と一過性に関与しており、ほとんどのアンサンブルアプローチは、これらの相互作用の動態を知らせるための適切な時間分解能を欠いています5。幸いなことに、単一分子技術の出現により、個々のタンパク質とその相互作用をリアルタイムで視覚化および操作することが可能になり、ナノスケールで発生するこれらの分子イベントに関するメカニズム情報が明らかになりました6。特に、1分子相関力顕微鏡および蛍光顕微鏡(smCFFM)は、高分解能蛍光検出と力操作ツールの両方を利用して、クロマチンおよびクロマチン-タンパク質複合体の力学、組成、および配位を同時に分離します7,8。

力の操作方法として「光ピンセット」を特に採用しているsmCFFMでは、密集したレーザーを使用して、誘電体、通常はミクロンサイズのプラスチックビーズを3次元でトラップします9。DNA片のような生体高分子をビーズに結合させることができ(例えば、ストレプトアビジン−ビオチン、ジゴキシゲニン−抗ジゴキシゲニン抗体結合を介して)、ユーザーは、較正された力を加えることができ、かつ、システム10によって生成される力/変位を測定することができる。追加された蛍光モジュールにより、タンパク質の組成と挙動を追跡するためのマルチカラー蛍光イメージングを同時に行うことができます。

smCFFMのヌクレオソームテンプレートを再構成するための主流の方法は、塩透析11,12,13によってカスタムDNAテンプレート上にヌクレオソームを組み立てることを含む。この手順では、精製されたヒストン八量体を高塩緩衝液(~1M塩化ナトリウム)でDNAテンプレートと共にインキュベートし、塩がゆっくりと透析されると、ヌクレオソームは配列依存的な位置でDNA上に自発的に集合する14,15。そのため、強力なヌクレオソームポジショニング配列(例えば、Widom 60116、X. laevis 5S rDNA17)がDNAテンプレート内に組み込まれて、カスタムヌクレオソームアレイを生成するのが通例です。この確立された方法は、DNA上のヌクレオソームの配置と数を正確に制御することができますが、いくつかの欠点があります:(1)強力なヌクレオソームポジショニングDNA配列の組み込みは、クロマチン結合タンパク質の活性を偏らせる人工的に安定したヌクレオソームを生成する可能性があります、(2)ヌクレオソーム形成のための塩透析のプロセスには、大量のDNAとオクタマーが必要です。 (3)この手順は、最適なヌクレオソームアレイ密度を得るために正しいDNA対八量体比を滴定するために、1日から数日の作業とかなりの努力を要します。

本稿では、in vivo 18,19,20,21,22 のヌクレオソーム形成の生理経路に類似した組換えヒストンシャペロン Nap1 を用いて、単一分子相関力および蛍光顕微鏡を用いて、in situでDNAに沿ってヌクレオソームを形成する代替法について述べる.この方法により、ユーザーは非特異的なDNA配列上にヌクレオソームを組み立て、ヌクレオソーム密度を簡単に調整し、試薬の量を大幅に削減することができます。さらに、in situでヌクレオソームDNAテザーを形成することで、実験ワークフローが簡素化され、組み込み型の単一分子の可視化と操作の利便性が向上します。したがって、均一で特異的なヌクレオソームのポジショニングが必要ない場合、このプロトコルは、ヌクレオソームの力学やクロマチン上のタンパク質の挙動の調査に有用なオプションを提供します。

プロトコル

本試験で使用した試薬および機器の詳細は、 資料表に記載されています。

1. ビオチン化DNAの調製

  1. 20 μgのλ DNA、33 μMのビオチン-dCTP、33 μMのビオチン-dUTP、33 μMのビオチン-dATP、33 μMのdGTP、10ユニットのKlenow酵素、および1x NEB Buffer 2を含む120 μLの体積反応液を調製します。
    注:この手順は、特に12ヌクレオチド(nt)5'一本鎖(ss)DNAオーバーハング23を含む線形二本鎖(ds)メチル化フリーバクテリオファージλゲノムDNA(48,502 bps)を利用します。しかし、このプロトコルは、少なくとも数ntsのss 5'オーバーハングを含み、その長さおよびnt配列が光トラップ間の下流のテザリングのために各末端に設置されたビオチン化ntsの数を決定する場合、任意の長さまたは配列の線形dsDNAを利用するように適合させることができる。さらに、反応をスケールダウンすることができます。例えば、5 μgのDNAを30 μLの容量反応に使用できます。さらに、このようにして生成されたDNA基質はねじれ的に制約されません。ねじれ制約DNAを作成するプロトコルについては、以前に公開されたレポート24,25を参照してください。
  2. 反応液を室温で15分間インキュベートします。
  3. 10 mMのEDTAを添加し、75°Cで20分間インキュベートします。
  4. エタノール沈殿を行い、ビオチン化DNA産物を得る。
    1. 0.1倍容量の3 M酢酸ナトリウムと3倍容量の氷冷100%エタノールを加えます。-20°Cで少なくとも1時間から一晩保管します。13,500 x g で4°Cで30分間遠心分離します。
    2. ペレットを乱さないように上清を慎重に取り除き、75%エタノール1mLを加えます。13,500 x g で4°Cで1分間遠心分離します。
    3. 上清の除去、エタノール添加、遠心分離のステップを繰り返します。
    4. すべての上清を慎重に取り除き、ペレットを10分間自然乾燥させます。ペレットを100-200 μLのTEバッファーまたはddH2O(溶解を促進するために37°Cでインキュベート可能)に溶解します。Nanodrop分光光度計を使用して濃度を測定します。

2. フローセル内のチャネルの準備

注:この手順は、市販のマイクロ流体チップ( 材料の表を参照)に基づいていますが、マルチチャネルフローセルを備えた任意のsmCFFM装置に適合させることができます。

  1. チャネル(ch.)4および5(またはタンパク質を含む任意の チャネル )を不動態化します( 図1Aのチャネルの概略図を参照)。0.1% BSAを500 μLを各チャンネルに加え、0.8 bar(内径0.010インチのチューブの場合は~0.45 μL/s)で8分間流します。
  2. 0.05% Pluronic-F127 500 μL を各チャンネルに加え、0.8 bar で 8 分間流します。溶液を取り出し、1x PBSでシリンジを洗い流します。各チャンネルに2 mLの1x PBSを加え、0.8 barで27分間流します。
  3. ストレプトアビジンでコーティングされたビーズのストック溶液をボルテックスし(この手順では3.13 μmサイズのビーズを使用)、1x PBSの1 mLに2.15 μLのビーズ溶液を加えます。 ch.1に追加。
    注:ストレプトアビジンコーティングビーズのサイズと濃度は、ユーザーの好みに応じて調整できます。
  4. 30-80 ngのビオチン化λ DNAを1x PBSの1 mLに加えます。 ch.2に追加。
    注:ビオチン化DNAの濃度は、ユーザーの好みに合わせて調整できます。DNAの量が多いと、DNAテザーを形成する頻度が増加しますが、一度に複数のDNA分子をテザーする頻度も高くなり、実験の難易度が高まる可能性があります。

3. Nap1を介したin situヌクレオソーム形成

  1. 500 μLのタンパク質フリー画像バッファーを Ch.3に加えます。
    注: 第3章 のバッファー組成は柔軟性があり、ヌクレオソームと目的の特定のタンパク質の両方に適しているはずです。オプションで、ユーザーは、ヌクレオソームに適切に包まれていないヒストン八量体を除去するために、蛍光色素および/または競合DNAの光退色を低減するために酸素捕捉システムを追加することを選択できます。
  2. 2 nM S. cerevisiae Nap1 および 2-5 nM LD655 標識 H4 ヒストン八量体 (HO) を 500 μL の 1x HR buffer18 に加えます。 第4章に追加。
    注:ヒストン八量体とNap1は、市販のものでも、社内で調製することもできます( 資料の表を参照)。テザーされた各DNAに沿って形成されるヌクレオソームの数は、八量体の濃度とこのチャネルで費やされた時間によって異なります。各DNA分子に沿ったユーザーの所望のおおよそのヌクレオソーム密度は、これらのパラメータのいずれかまたは両方を調整することによって調節することができる。さらに、ユーザーは、ヒストン八量体を好みの蛍光色素で標識することを選択できます。
  3. オプション:クロマチン結合タンパク質またはその他の目的のタンパク質を適切なバッファーの ch.5 に添加します。
  4. すべてのチャンネルを1.0 bar(現在の実験セットアップでは~0.55 μL/s)で30秒間流し、フローセルチャンネルをサンプルで洗い流します。
  5. 流量を 0.2 bar (現在の実験セットアップでは ~0.16 μL/s) に設定します。オプティカルトラップ(OT)を ch.1 に移動し、ストレプトアビジンでコーティングされたビーズの適切なペアをキャッチします。
  6. OTを チャンネル3に移動し、ビーズペアの力キャリブレーションを行い、赤色共焦点レーザー(または選択した別のレーザーライン)をオンにして、イメージングエリアをキャリブレーションします。
  7. 流量を0.2バールに設定し、OTを チャンネル2に移動します。ビオチン化DNAを捕捉します。
  8. OTを 第3章 に移動し、流れを停止します。OT間の距離を広げてDNAを伸ばし、関連する力-距離(FD)曲線を監視して、(複数のテザーではなく)単一のDNAテザーの存在を確認します。曲線は、与えられた等高線長26におけるdsDNAの線虫様鎖モデルに従うべきである。
  9. DNAの張力が約1pNを読み取るように、OT間の距離を調整します。
    注:1pNの張力は、ヌクレオソームがDNA27 によって包まれたままであることを可能にするのに十分低いが、DNA分子全体をライン走査イメージング軸内に配置するのに十分高い。
  10. ラインスキャンをオンにして、赤色レーザーをオンにした状態でキモグラフの収集を開始します。
    注:テザーDNAのキモグラフまたは2Dスキャンは、ユーザーの好みに応じて取得できます。
  11. フローをオフにしてOTを ch.4 に移動します。Nap1のファシリテートにより、HOはDNAにロードされ、リアルタイムでヌクレオソームを形成するためにラップされます。ヌクレオソームの負荷は、キモグラフ内のDNA上に現れる蛍光軌道として視覚化されます。同時に、OTの位置が一定に保たれているときにより多くのHOがロードされるにつれて、DNA上のヌクレオソーム形成を監視できます。
    注:蛍光励起レーザーは、蛍光色素の光退色を避けるために、ヌクレオソーム形成ステップ中にオフにすることができます。さらに、このプロトコルを使用して、ヒストン八量体がヌクレオソームに包まれていないDNAへのヒストン八量体の非特異的結合が起こり得る。これらの結合イベントは、以下のUnwrapping Nucleosomes(ステップ4)プロトコルで説明されているように、DNAが引き伸ばされても「リップ」を生成せず、特にバッファーに遊離の競合DNAが含まれている場合は、緩やかなバッファーフローによって洗い流されることがあります。
  12. おおよその所望の数のヌクレオソームが形成されたら、データの収集を開始します。

4. ヌクレオソームの解きほぐし

  1. ステップ 2 とステップ 3 を完了します。
  2. ヌクレオソームを含むDNAテザーを形成した後、OTを第3章に移動します。
  3. ヌクレオソームアンラッピング実験の準備として、力がほぼゼロになるまでOT間の距離を縮めます。力をゼロにします。
  4. OT 1 を OT 2 から 0.1 μm/s の一定速度で離し始めます。キモグラフでは、OT 1 のビードは OT 2 のビードから視覚的に移動します。FD曲線では、距離が長くなると力が増加します。ヌクレオソームが解きほぐされると、個々のヌクレオソーム27,28,29の内側のラップの解きほぐしを意味する力(~8-37pN)に「裂け目」または遷移が現れる。
    注:アンラッピングが発生する力は、非平衡プロセスで予想される引っ張り速度によって異なります。場合によっては、複数のヌクレオソームが一度にアンラップされ、FD曲線上の遷移に大きな距離変化が生じます。さらに、ヌクレオソームの外側のラップの解きほぐしは、この実験環境では容易には見えません(「考察」のセクションを参照)。

5. タンパク質のクロマチン結合の可視化

  1. ステップ 2 とステップ 3 を完了します。
  2. 5ch.5のイメージバッファー500 μLに、10 nMのCy3標識リンカーヒストンH1.4を添加します。
    注:任意の目的のタンパク質を任意の濃度で ch.5 に添加することができます(通常、1分子の可視化では100 nM未満)。
  3. ヌクレオソームを含むDNAテザーを形成した後、赤色レーザーに加えて緑色レーザーをオンにし、OTを Ch.5 に移動して、クロマチンに結合するH1のリアルタイムイメージングを行います。
  4. 十分な統計が達成されるまで、キモグラフまたはスキャンの収集を続けます (イベントの頻度と実験の難易度に応じて、少なくとも 10 ~ 20 のキモグラフ)。

結果

ステップ3(図1A)で説明したセットアップを使用して、DNAテザーに沿ったヌクレオソーム形成を、2Dスキャン上の赤色蛍光病巣の出現(図1B、左)またはキモグラフ上の経時的な軌跡(図1B、右)として視覚化しました。適切にラップされたヌクレオソームは、共焦点検出の回折限界(~300 nm)内で経時的に静止する蛍光軌道をもたらしました。特に、回折限界の下で互いに近接して形成された複数のヌクレオソームは、空間的に分解できず、より明るい焦点または軌道として現れます。それにもかかわらず、個々のヌクレオソームの軌跡の光退色ステップが分析され、1ステップ(図1C)または2ステップ(図1D)の光退色イベントが頻繁に示され、このサンプル中のH4タンパク質の標識率が約70%であることを考えると、病巣には主にモノヌクレオソームが含まれていたことを示しています。さらに、この実験条件における単一のLD655フルオロフォアの平均光子数に基づいて、各ヌクレオソーム軌道における標識H4コピーの数を推定し、ヌクレオソーム遺伝子座が主に(>75%)1つまたは2つの標識H2Aコピーを含んでいることを示しました(図1E)。これは、それらが主に空間的に分離されたモノヌクレオソームとしてロードされたという考えと再び一致しています。もう一方の明るい病巣には、標識されたH4のコピーが3つ以上含まれており、回折限界内に複数のヌクレオソームが存在する可能性があります。

ヌクレオソーム形成は、より多くのDNAがヒストン八量体に巻き付けられるにつれてOTの位置が一定のままである場合に、テザーに沿った張力の増加によっても監視されました(図1B、下部)。Nap1がない場合でも、ヒストン八量体はDNAに結合できますが、OT位置が保持されたときの関連する張力が一定のままであるため、ほとんどラップされていないままです(図1F)。ヒストン八量体のDNAへの非特異的結合は、Nap1の存在下でも起こる可能性があります。別の実験では、Cy3標識H2Aを含むヌクレオソームを形成するための同じプロトコルが行われ、LD655標識H4(図1G)で行われたものと同様の結果が得られ、無傷の八量体がヌクレオソームに集合したことを示しています。

ステップ4(図2A)で説明したセットアップを使用して、テザー距離が増加するにつれて、ヌクレオソームのアンラップがキモグラフ上で経時的に可視化されました(図2B)。ヒストン八量体は、30,31を解き明かした後もDNAに結合したままであることが多いため、蛍光軌道は高張力でも持続することが多いことが以前に報告されました。ヌクレオソームのアンラップも、関連するFD曲線上でモニターしました(図2C)。FD曲線の定量化可能な特徴には、ヌクレオソームがアンラップする力(図2Cインセットの「トランジションF」を参照)と、ヒストン八量体から放出されたDNAの長さ(図2Cインセットの「ΔL」を参照)が含まれ、これは~24nmの倍数で存在し、個々のヌクレオソームのDNAの内部ターンの独立したアンラップと一致します27。30.これらのパラメータは、各テザー上に形成されるヌクレオソームの数を推定したり、ヌクレオソーム力学の追加のダウンストリーム解析に使用することができます。そのため、機械的引っ張り実験から得られたインナーターン破裂の数を、モノマー強度に基づいて各ヌクレオソーム軌道における標識H4コピーの推定数と比較したところ、その数はほぼ一貫していることが示されました(図2D-Gに示す例)。しかし、図1Fに示すように、サンプル中のH4タンパク質の標識効率が~70%であること、およびDNAに残留するNap1非依存性ヒストンの結合により、それらは完全には一致しないことが注目されました。最後に、予想通り、Nap1結合裸DNAテザー(ヒストンなし)を伸ばしても、力による遷移は生じず(図2H)、Nap1だけではDNAを大きく歪めないことが示されています。

ステップ5(図3A)で説明したセットアップを使用して、リンカーヒストンH1のクロマチンへの結合を、クロマチンテザーに沿った緑色蛍光病巣の出現として視覚化しました(図3B)。特に、H1結合ヌクレオソームは、時間の経過とともに静止しているように見える2色の軌道( 図3Bの白い矢印を参照)を生成しました。さらに、ヌクレオソームフリーDNA領域全体でのH1軌道の拡散が観察されました( 図3Bの緑色の星を参照)。

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図1:Nap1を介した in situ ヌクレオソーム形成。 (A)Nap1を介した in situ ヌクレオソーム形成プロトコル(ステップ3)に記載されている実験セットアップの概略図。一対のビーズを第1章に光学的に捕捉し、第2章ではビオチン-ストレプトアビジン結合を介して単一のλDNA分子をビーズ間につなぎました。その後、テザーをLD655で標識したヒストン八量体(赤)とNap1を含む第4章に移動し、DNA全体でヌクレオソームをリアルタイムで形成しました。(B)LD655-H4標識ヌクレオソーム含有DNAテザーの代表的な2Dスキャン(左)とキモグラフ(右)。関連する力の読み方(下)は、OT位置が一定に保たれているときにテザーがch.4に移動するとすぐに力が増加することを示しています。これはヌクレオソームのラッピングを示しています。より明るい軌道は、~300 nmの回折限界内にある複数の隣接するヌクレオソームを意味します。(C)LD655-H4を含有するヌクレオソームの1ステップ光退色イベント(白矢印)を示す例示キモグラフ。(D)LD655-H4を含有するヌクレオソームの2段階の光退色イベント(白矢印)を示すキモグラフの例。(E)蛍光強度から推定された軌跡ごとのLD655標識H4の数の相対周波数。(F)Nap1の不在下でヒストン八量体で結合したテザーの代表的なキモグラフ。関連する力の読み取り値(下)は、ヒストン八量体がDNAに結合しても変化しません。(g)Cy3-H2A標識ヌクレオソーム含有DNAテザーの代表的なキモグラフ。関連する力の測定値(下)は、テザーがch.4(八量体とNap1を含む)に移動するとすぐに力が増加することを示しています。これは、OT位置が一定に保たれているときにヌクレオソームが形成されるためです。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

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図2:ヌクレオソームアンラッピングアッセイ (A)ヌクレオソームアンラッピングプロトコル(ステップ4)に記載されている実験セットアップの概略図。ヌクレオソームを含むDNAテザーを、タンパク質を含まない画像バッファーを含む第3章に移動し、ビーズ間距離を増加させ、ヌクレオソームをアンラップしました。(B)ビーズ間距離を徐々に増加させることにより高い力に引っ張られたヌクレオソーム含有DNAテザーの代表的なキモグラフ。ボトムビーズに向かって蛍光強度が低下したのは、DNAがスキャンフォーカスからわずかに外れたためと考えられます。(C)8〜37 pNの間で発生するインナーターンアンラッピングの力による遷移を示す関連するFD曲線。挿入図は、アンラップされた距離(個々のヌクレオソームのDNAの内側のターンのΔL=~24nm)と遷移力(トランジションF)を記録し、さらに分析できる遷移の例の拡大図を示しています。このテザーでは、26個のヌクレオソームがアンラップされ、キモグラフの白い点線で示されているように、テザーは~65 pNで破裂しました。(D,E)例えば、LD655-H4ヌクレオソーム含有テザーを高力に引っ張った場合、軌跡あたりのH4の数は蛍光強度(キモグラフDに示される)によって推定され、ラップされたヌクレオソームの数は力によって誘起される距離変化のサイズ(関連する力-距離曲線Eに示される)によって推定されます。(F,G)(D,E) のような別の例。(H)DNAテザー(n = 5)をNap1のみを含むチャネルでインキュベートした後、高い力に引っ張られました。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

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図3:タンパク質-クロマチン相互作用の可視化(A)クロマチンプロトコルへのタンパク質結合の可視化(ステップ5)に記載されている実験セットアップの概略図。ヌクレオソームを含むDNAテザーを、Cy3標識リンカーヒストンH1(緑)を10 nM含むCh.5に移動しました。(B)ヌクレオソーム含有DNAテザーに結合するH1の代表的な2色キモグラフ。H1-ヌクレオソームの共局在イベントは白い矢印で示されます。未結合のヌクレオソームの軌跡は、マゼンタの矢印で示されます。裸のDNA上に拡散するH1分子は、緑色の星で示されます。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

ディスカッション

記載されたプロトコルは、ヌクレオソーム再構成のためのいくつかの利点を提供するだけでなく、試薬および時間の最小化、ならびに任意の(潜在的に天然の)DNA配列に沿ったシャペロン依存性ヌクレオソーム形成を可能にする。さらに、 in situ 法により、実験ワークフローが簡素化され、ヌクレオソーム力学およびタンパク質-クロマチン相互作用の単一分子アッセイへの容易な移行が可能になります。一方、このアプローチの限界には、DNAに沿ってヌクレオソームのポジショニングを指示することができず(強力なヌクレオソームポジショニング配列を組み込んでも)、DNAテザーごとに形成されるヌクレオソームの数を正確に制御できないことが含まれます(ただし、これは実験ワークフローを標準化することで経験的に調整できます)。実際、この方法を選択する人は、ヌクレオソームの位置決めと密度の正確な制御と引き換えに、ワークフローの容易さと試薬要件の低減を実現します。その選択は、それぞれの特定の実験によって異なります。また、DNAの外部ターンは、テザーの長さが長い(~48.5kbps)および緩衝条件32のために、現在のプロトコルでは解決されないことにも留意されたい。DNAの外側の回転およびヌクレオソーム間のスタッキングに関する情報を得るために、ユーザーはDNAの長さを短くして高密度のヌクレオソームをDNAにロードするか、塩透析法を使用して、通常のリンカー長で分離された強力なポジショニング配列にヌクレオソームを配置することができます。最後に、ヒストン八量体のDNAへの非特異的結合が起こる可能性があります。したがって、結果を解釈する際には、蛍光信号と力信号の両方を考慮することが重要です。

現在のプロトコルの重要な側面の1つは、ユーザーがヒストン八量体に対して高い蛍光標識率を達成し(視覚化が必要な場合)、すべてではないにしてもほとんどのヌクレオソームを視覚的に検出できるようにすることです。もう1つの重要な側面は、ヌクレオソームやその他の関心のあるタンパク質と適合するイメージングチャネルに適したバッファーをユーザーが選択したことを確認することです。プロトコールに対するユーザー固有の変更には、異なるヒストンへの蛍光色素結合(この方法を使用して標識されたH3またはH2Bを有するヌクレオソームを形成する例については、レポート33,34を参照)、代替蛍光色素の選択、異なる配列および長さのDNAテザーの組み込み、蛍光色素の寿命を延ばすための酸素捕捉システムの追加、異なるビーズサイズの選択、 また、代替のDNA-ビーズ標識システム(例:ジゴキシゲニン-抗ジゴキシゲニン抗体結合)を利用する。

要約すると、記載されている方法は、smCFFMに、生物学におけるクロマチンに焦点を当てたさまざまな問題の研究に容易に使用できるヌクレオソーム含有テザーを生成するための便利で汎用性の高いアプローチを提供します。適用可能な研究分野には、ヒストン変異体と翻訳後修飾によって制御されるクロマチン力学、クロマチン結合タンパク質の生物物理学的関与と速度論、および生体分子縮合35,36,37,38などのヌクレオソーム指向の高次集合プロセスが含まれます。

開示事項

著者は、競合する利益を宣言しません。

謝辞

G. N. L. C. は、米国国立衛生研究所 (NIH) の国立精神衛生研究所からの支援を F31MH132306 件で認めています。S.L.は、ロバートソン財団、国際レット症候群財団、およびNIH(賞番号R01GM149862)の支援を受けています。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
1x HRバッファN/AN/A30 mM トリス 酢酸 pH 7.5、20 mM 酢酸マグネシウム、50 mM 塩化カリウム、0.1 mg/mL BSA 
1x PBS(リン酸緩衝生理食塩水)N /A N / A137 mM塩化ナトリウム、2.7 mM塩化カリウム、10 mMリン酸二塩基性ナトリウム、1.8 mMリン酸カリウム一塩基性 
酢酸、氷河ミリポアシグマAX0074-6スアセテートビ
オチン-11-dUTPイエナバイオサイエンスNU-803-BIOX-Sビ
オチン-14-dATPイエナバイオサイエンスNU-835-BIO14-Sビ
オチン-14-dCTPイエナバイオサイエンスNU-956-BIO14-S
ウシ血清アルブミンミリポアシグマA9418-50G溶解H2Oで0.22 umフィルターを通し、0.22 umフィルターを通します
Cy3 マレイミド単反応性染料CytivaPA23031マレイミド官能化Cy3フルオロフォア
dGTPニューイングランドバイオラボN0442S
エッペンドルフ遠心分離機 5425 Rフィッシャーサイエンティフィック05-414-051冷却付き卓上遠心分離機
エチルアルコール、ピュアミリポアシグマ459844
エチレンジアミン四酢酸(EDTA)ミリポアシグマE9884、H2Oから0.5 M
のヒトヒストン八量体(H4、L50C;H2A, K119C) N/AN/A組換えヒストンタンパク質および標識変異を有するものは、前述のように社内で精製した(参考文献33、34、35、36参照)。簡単に説明すると、組換えヒストンはBL21(De3)pLySS細胞(Promega)で発現されました。介在物体を超音波処理後に単離し、ヒストンを変性条件下で抽出した。ヒストンをバッファーA(7 M尿素、10 mMトリス塩酸塩、pH 8.0、100 mM塩化ナトリウム、1 mM EDTA、および5 mM 2-メルカプトエタノール)に透析し、溶液をQ Sepharose Fast Flow(Cytiva)をロードした重力カラムに溶液を添加しました。次に、フロースルーを重力カラムにロードしたSP Sepharose Fast Flow(Cytiva)に添加し、600 mMの塩化ナトリウムを添加したバッファーAを添加してカラムからヒストンを溶出しました。標識変異(H4、L50C;H2A、K119C)を精製し、次いでマレイミド官能化色素(Cytiva、Lumidyne)を介して、20:1の色素対タンパク質モル比を用いて目的の蛍光色素に結合させた(文献33、34参照)。ヒストン八量体は、変性条件下で各野生型または蛍光色素標識ヒストンのモル比を等しく添加してアセンブルし、2 M塩化ナトリウムを含む高塩緩衝液に透析した後、前述のようにサイズ排除クロマトグラフィーで精製しました(参考文献36、37を参照)。あるいは、個々のヒストンタンパク質や既製のヒストン八量体を市販で購入することもできます(例:Epicypher) 
Image bufferN/AN/A20 mM tris hydrochloride pH 8.0, 100 mM sodium
chloride Klenow Fragment (3' to 5' exo-)New England BiolabsM0212S
Lambda DNA (dam-, dcm-)Thermo Fisher ScientificSD0021メチル化フリー & ラムダ;DNA
LD655-MALLumidyne Technologies9マレイミド官能化LD655フルオロフォア
リンカーヒストン H1.4 (A4C)該当なし 該当なし製造の精製組換えタンパク質 (参照38を参照)
LUMICKS C-Trap DymoLUMICKS N/Aデュアルトラップ構成; メーカー提供の機器標準材料
酢酸マグネシウム溶液ミリポアシグマ63052-100ML、HR緩衝材
NEBuffer 2イングランドBiolabsB7002S、Klenowフラグメントキットに含まれる
ロニックF-127ミリポアシグマP2443-250GH2Oに溶解し、0.22 umフィルターを介して実行H2Oに溶解し、0.22 umフィルターを介して実行
塩化カリウムミリポアシグマP3911PBSおよびHR緩衝液カリウム
リン酸一塩基性ミリポアシグマを作るために使用しますP0662PBS
S. cerevisiae Nap1N/AN/ANap1 を前述したように社内で精製するために使用しました (文献 33、34 を参照)。あるいは、Nap1を商業的に購入することもできる(例:Active Motif)。
酢酸ナトリウムミリポアシグマ241245H2Oに溶解 3 M
塩化ナトリウムミリポアシグマS9888PBSおよび画像バッファを作るために使用
リン酸ナトリウム二塩基性ミリポアシグマS9763PBS
SPHEROビオチン被覆粒子(3.0-3.4 µm)SpherotechTP-30-5
Thermo Scientific NanoDrop 2000/2000c 分光光度計フィッシャー・サイエンティフィックND2000NanoDrop 分光光度計
トリスベースフィッシャー・サイエンティフィックBP152-500H2Oに溶解し、適切なpHに調整します。画像バッファーとトリスアセテートを作るために使用します
トリは 自社はニューはプル

参考文献

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