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方法論記事

化合物巨大ユニラメラ小胞の合成:核細胞の生体模倣モデル

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DOI：

10.3791/68274

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2025年7月3日

 ,  , 
1Centre for Research in Nanotechnology & Science, Indian Institute of Technology Bombay, 2Department of Chemistry, Indian Institute of Technology Bombay, 3Department of Chemical Engineering, Indian Institute of Technology Bombay

この記事について

サマリー

この記事では、小胞内構造を持ち、内側、環状、および外側の領域で電気伝導性がカスタマイズされた化合物ジャイアントユニラメラベシクル(cGUV)を調製する方法を紹介します。電気形成は単純なGUVを合成し、浸透圧ショックによって気孔細胞やcGUVに変換されるため、有核細胞の生物物理学を研究するための貴重なモデルを提供します。

要約

単純なジャイアントユニラメラ小胞(sGUV)は、ミクロンサイズの球状小胞であり、内部に水溶液を囲み、別の水性媒体に懸濁する脂質二重層で構成されています。生体細胞の生体模倣モデルとして、sGUVは生物物理学研究のための確立されたシステムです。しかし、sGUVは主に無核細胞を模倣しているため、非核細胞のモデルとしての適用は限られています。私たちは、有核細胞のより適切な生体模倣モデルとして、化合物ジャイアントユニラメラ小胞(cGUV)を提案します。cGUVは小胞内構造であり、外側と内側の小胞二重層は、それぞれ細胞と細胞の核膜を表していると仮定できます。

本研究では、cGUVの合成法について簡単に述べる。簡単に言うと、sGUVは、DMPCの脂質組成とショ糖培地中の37〜43 mol%の範囲内のコレステロールを使用して、電気形成法により生成されました。次に、これらのsGUVは、高張グルコース溶液を導入することにより浸透圧ショックを受け、体細胞形状への即時移行を引き起こしました。このプロセスにより、外側と内側の小胞が首を介して接続されたままの中間状態が形成され、最終的にはcGUVと呼ばれる小胞内小胞構造が開発されました。

さらに、二重層にコレステロール値が高い状態で調製されたGUVは、イオン透過性が低下することが知られています。この特性により、cGUVの環状溶液の導電率を調整することにより、水和媒体の導電率を調整し、高張グルコースを介して内部溶液を、希釈または導電性媒体の添加を調整することにより、外部溶液の導電率を調整することができ、結果として得られるcGUVは、外側、環状、および内部領域の導電率を制御して作ることができます。 電場研究に関連しています。私たちは、真核細胞の有核細胞の生体模倣モデルとして使用できる化合物小胞を合成するためのこの効率的でわかりやすいアプローチを提案し、生物物理学研究への応用を進めます。

概要

生体模倣モデルは、細胞膜の複雑な生物物理学的現象を研究するために広く採用されてきました。これらの最も単純な生体模倣モデルは、生体細胞に存在する無数の変数からの干渉を最小限に抑えることにより、貴重な洞察を提供します。ジャイアントユニラメラ小胞(GUV)は、膜生物物理学の研究に使用される基本的な生体模倣システムです1,2。GUVは、細胞膜の代表的なモデルとして確立されています。それらは、直径10〜30μmのサイズの単一の球状脂質二重層を含み、水溶液にカプセル化され、懸濁されます。この記事では、これらのsGUVと呼びます。これらのシステムはボトムアップアプローチを使用して構築され、重要な細胞成分(脂質、タンパク質、触媒)が生体膜の構造と機能を模倣するように組み立てられます3,4。

内部に水性コアのみを持つ単純なsGUVが一般的に使用されていますが、生体細胞の特定の特徴を再現するために、より高度なモデルが開発されています。例えば、アクチン支持構造を持つGUVは細胞骨格5,6,7を模倣し、高塩環境は生理学的条件を模倣するために使用されます。高塩環境は生理学的条件を模倣していますが、電気形成8,9などの従来の方法は、そのような条件下でミクロンサイズのGUVを合成するのに適していないことが多いため、GUVでそれらを取得することは困難です。ポリマーゲルまたはデンプンゲルを使用して水分補給中の二重層の膨潤を助けるゲルアシスト法などの新しい方法は、これらの制限に対処します10,11。同様に、sGUVの形態学的変化も研究されている12。カプセル化されたアクチン、微小管、その他の細胞骨格成分など、さまざまな剛性を持つ閉じたフィラメントと開いたフィラメントの添加、およびそれらの内部の浸透圧ストレス条件は、これらの浸透圧的に収縮したが最初は準球形の小胞の形態学的遷移に影響を与えます。理論解析により、管状、球状、ラケット状、チェリー状、液滴状など、多様な形態学的変化が明らかになり、実験的観察とよく一致している12。これらの知見は、細胞や小胞内のフィラメント、微小管、ナノリングの組織を理解する上で重要な意味を持っています。他の研究では、タンパク質のカプセル化の方法をレビューし、カプセル化されたアクチン、微小管、および細胞骨格成分が浸透圧収縮小胞の形状をどのように調節するかを調査しています12,13。

さらに、真核細胞の構造に触発されて、真核細胞の分裂と細胞分裂、生殖とマルチコンパートメントの特徴、自己複製細胞14、15、16、17、およびマルチコンパートメント細胞に似た人工モデルの開発に向けて、複雑なGUVベースのモデルが開発されています。GUVは、構造的な応用だけでなく、細胞エレクトロポレーション(印加された電場がマクスウェル応力により脂質膜に細孔形成を誘発するプロセス)を理解するためのモデルとしても選択されています。GUVは、生体細胞に匹敵する寸法を持ち、電界下で電界変形とエレクトロポレーションを示します。GUVに関するこのような研究は、膜容量や曲げ剛性18などの電気機械特性18およびエレクトロポレーションメカニズム2,19,20に関する洞察を提供します。しかし、実際には、これらの研究は赤血球(RBC)などの無核細胞を最もよく表しています。

このギャップを埋めるために、我々は、核真核細胞21,22の新規な生体模倣モデルとして、化合物ジャイアントユニラメラ小胞(cGUV)を提案する。これらの小胞は、内側の二重層が核膜を模倣し、外側の二重層が原形質膜を表す小胞中小胞構造を持っています。さらに、マイクロマニピュレーターやマイクロシリンジなどの高度な機器を必要とせずに、内側、環状、および外側の領域の電気伝導率を調節する方法を実証します。cGUVを合成するためのこの簡素化されたアプローチは、有核細胞の生物物理学的研究を進めるための有望なプラットフォームを提供します。

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プロトコル

1. 脂質混合液の調製

  1. DMPCとコレステロールの溶液1 mLを63:37モル比で調製し、最終濃度5 mg/mLにします。これには、149 μL の DMPC (受け取ったストックをクロロホルムに溶解した状態で 25 mg/mL)、252 μL のコレステロール (5 mg/mL コレステロールをクロロホルムに溶解)、および 599 μL のクロロホルムを加えます。
  2. DMPCの別の1 mL溶液を準備します:コレステロールを5 mg / mLで57:43モル比で、139.8 μLのDMPC(クロロホルムに溶解した25 mg / mLストック)、301 μLのコレステロール(5 mg / mL、クロロホルムに溶解した粉末から調製)、および559.2 μLのクロロホルムを混合します。
  3. 脂質二重層を染色するには、DMPCとコレステロールを63:37のモル比で含む脂質混合物1 mLに、100 μLのナイルレッド(5 mMストック溶液から)を加えます(ステップ1.1および1.2で説明)。または、調製した脂質混合物1 mL(ステップ1.1および1.2で説明)に、30 μLのLiss Rhod-PE(Liss Rhod-PEのストック1 mg/mL)を加えます。
    注:溶媒(クロロホルム)は揮発性が高いため、ストック溶液(DMPCの25 mg / mL)を使用するためにバイアルを繰り返し開いた後、濃縮され、組成が変わる可能性があります。.

2. 簡易型巨大単層小胞(sGUV)を合成するための電気形成プロトコール

  1. 酸化インジウムスズ(ITO)コーティングスライドを食器用洗剤溶液で十分に洗浄し、脱イオン水(0.055 μS / cm)ですすいでください。スライドを100%エタノール溶液で洗浄し、脱イオン水ですすぎ、85°Cのオーブンで乾燥させます。
  2. クランプメータを使用して、ITOコーティングされたスライドの導電面を特定します。洗浄したITOコーティングスライドを、導電面を上にして真空でスピンコーターステージに固定します。
  3. 25 μLの脂質溶液(ステップ1.1で調製)を、4滴の溶液をITOスライドの導電面にキャストして塗布します。次に、別のITOスライドを取り、4つの液滴をITOスライドの導電性側にキャストすることにより、25μLの脂質溶液(ステップ1.2で調製)を塗布します。
  4. 脂質コーティングされた両方のスライドを、少なくとも2時間暗所に保管するデシケーターで真空乾燥します。
    注:光からの保護は、起こりうる化学変化から脂質を保護します。
  5. 脂質被覆ITOスライド(手順1.1で調製した脂質被覆)を他の清浄ITOスライドと平行に、導電面を対向させ、その間に厚さ3mmのシリコーンゴムスペーサーを挟んで配置します。アセンブリをclで密封しますamp 安全な電気形成チャンバーを作成します。
  6. ステップ1.2で調製した脂質溶液を含むITOコーティングスライドについて、ステップ2.5で説明したのと同じ手順に従って、電気形成チャンバーを形成します。
  7. 両方のチャンバーを38〜40°Cに維持されたインキュベーターに入れ、2mLシリンジを使用してチャンバーに100 mMのショ糖溶液を満たします。デュアルチャネル関数発生器を使用して、10Hzの周波数で5VppのAC電界を4時間印加します。
    注意: ITOスライドの導電面が正しくclであることを確認してくださいamp ファンクションジェネレーターに接続するワニ口クリップに。
  8. 電気形成チャンバーをファンクションジェネレーターから外します。チャンバーをインキュベーターから取り出し、室温まで冷まします。合成したsGUVをシリンジを使用して両チャンバーから回収し、それぞれを2 mLの微量遠心チューブに移し、室温(25-27°C)で1時間インキュベートしてから浸透圧ショックにかけます。

3. 浸透圧ショック(sGUV-stomatocyto-to-cGUV)における形状遷移

  1. 100 mMのスクロース溶液を含む水和培地に懸濁した200 μLのsGUVを観察チャンバーに移します。
  2. 観察チャンバー内に 200 μL の 100 mM スクロースを含む sGUV 懸濁液に 125 μL のグルコース溶液 (300 mM) を導入し、浸透圧ショックを誘発して sGUV の形状遷移を開始します。
    注:ステップ1.1および1.2で示した脂質組成物からのsGUV合成についても、浸透圧ショックによる形状遷移について、同じ手順(ステップ3で説明)に従ってください。
  3. 浸透圧衝撃誘起sGUVを顕微鏡ステージに置かれた観察チャンバーで1時間休ませます。
  4. sGUVSの形状変化を観察するためには、観察室(電気融合室、ペトリ皿、コンキャビッドスライドなど、顕微鏡観察に使用可能な任意のチャンバー)を倒立顕微鏡のステージに置き、小胞が沈殿するのを待ちます。
  5. チャンバー内で発生する形状遷移を監視します。微分干渉コントラスト(DIC)顕微鏡と落射蛍光顕微鏡、Plan fluor、ELWD 20x/0.45、およびPlan fluor、ELWD 40x/0.60対物レンズを使用して、sGUVの形状変化を観察します。
  6. 移行期の気孔細胞小胞の形成を観察します。大きな小胞が底に沈殿し、続いて小さな小胞の数が増えるにつれて、チャンバーを経時的に監視します。

4. cGUVの内部、環状、および外部領域における導電率の変更

  1. cGUVの異なる領域(内側、環状、外側)の溶液の導電率を調整するには、7.5 mMのストック塩溶液を適量(μL)添加してから、sGUVに浸透圧ショックを与えます。
    1. 例えば、環状領域と比較して外側と内側の領域で高い導電率を作り出すには、200μLのショ糖溶液を電気融合チャンバーに移します。20 μLの7.5 mM塩溶液をチャンバーに加えます。125 μL の 300 mM グルコース溶液を添加して浸透圧ショックを誘発します。
    2. 浸透圧ショックを受けたsGUVを3〜4時間休ませます。この場合、cGUVは、末端の環状領域よりも外側および内側の領域で高い導電率で得られる。
  2. 500μm間隔にワイヤ電極を空けた電気融合チャンバー内の関数発生器を用いて、100kHzで7.5Vppの交流電位を印加し、cGUVの電気変形を行います。
  3. 交流電界を印加した後、10フレーム/秒で動画を撮影し、外側小胞の扁平形状変形と内側小胞の扁平形状変形を観察し、cGUVドメインでは環状領域よりも外側領域と内部領域で高い導電性を確認しました。

5. cGUVの顕微鏡分析

  1. 倒立顕微鏡イメージング:倒立顕微鏡を使用し、単色カメラと組み合わせて、微分干渉コントラスト(DIC)および落射蛍光顕微鏡法を実行します。DICおよび落射蛍光顕微鏡とPlan fluor, ELWD 20x/0.45およびPlan fluor, ELWD 40x/0.60対物レンズを使用して、sGUVの形状変化を観察します。落射蛍光研究には、ナイルレッドステイン二重層にグリーンフィルター(EX 510-560、DM 575、BA 590)を使用します。
    注:DICの画像は、接続されたネックの状態に関する貴重な洞察を提供し、ネックが無傷のままであるか、cGUVを形成するために融合を受けているかを確認します。
  2. ImageJソフトウェアを使用して、スケールバーを挿入し、顕微鏡画像を切り抜きます。縮尺記号を追加するには、[ 分析] |[スケール] を設定して 画像をキャリブレーションし、[ 分析] |ツール |スケールバー を挿入します。
  3. 形態学のための共焦点顕微鏡法:cGUVの形態をより明確に理解するために、レーザー走査型共焦点顕微鏡をz軸走査に1μmのステップサイズで使用します。共焦点顕微鏡によるイメージング:レーザー走査型共焦点顕微鏡とPlan-Apochromat 40x/1.3油性DIC対物レンズを使用して、cGUVをイメージングします。画像 Nile Red または Rhodamine-PE は、励起波長 561 nm、発光範囲 561 〜 695 nm の赤色シングルチャネルモードを使用して cGUV を染色しました。
  4. 顕微鏡にリンクされたソフトウェアで画像の.cziファイルを変更および抽出するには、スケールバーなどのグラフィックを挿入し 、2D、3Dビューを有効にしてから、 処理|メソッド |パラメータ をクリックし、[ 適用 ]をクリックしてJPG形式の画像を取得します。
  5. 共焦点顕微鏡法の準備:共焦点イメージング用の改造カスタムチャンバー(底面ガラスをカバースリップガラスに交換)にcGUVを含む水溶液を充填します。サンプルを10〜15分間放置して、cGUVが共焦点イメージングに落ち着くようにします。cGUVs混合物をキャビティスライドにロードし、カバースリップでシールしてcGUVの動きを阻止します。これに続いて、共焦点顕微鏡と1μm間隔のz-スキャンによりcGUVを分析します。

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結果

sGUVは、電気形成法( 図1を参照)を用いて合成し、シリンジを用いてチャンバーから回収しました。採取したsGUVは、まず倒立顕微鏡で可視化し、浸透圧ショックを受けて気孔細胞形状への変化を誘導しました。さらに膜をリモデリングした後、このストマトサイトは、化合物ジャイアントユニラメラベシクル(cGUV)と呼ばれる小胞内小胞構造に変換されます(図1)。cGUVは、共焦点顕微鏡(図2)を使用してさらに分析され、微分干渉コントラスト(DIC)と蛍光イメージングが使用されました。cGUVの3D再構成は、1μm間隔でzスキャンによって作成されました。3D画像は、内側の小胞が外側の小胞から完全に分離され、高いZ面に配置されていることを明確に示していました。内側小胞のこの位置は、環状領域溶液(スクロース)と比較して、内側小胞溶液(スクロース+グルコース)の密度が低いことに起因します。

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ディスカッション

脂質の組成と種類は、GUVを構成する二重層の機械的特性を大きく左右します。DMPC/Cholで構成された二重膜は、浸透圧を受けると独特の形状変化を示します。強い高張性浸透圧ショックを受けると、sGUV内の水溶液が排出され、GUV二重膜が変形します。観察された形状遷移は、主に水の外向きのフラックスと二重層の曲げ剛性の影響を受けます。これらの変形は、浸透圧ショックの強さと二重層の脂質組成に応じて、ヒトデの形やダンベルなど、さまざまな形で現れます。

興味深いことに、DMPC-コレステロール二重層の固有の特性は、室温でsGUVの気孔細胞形状への移行を誘導するのに有利です。この移行中に、首の領域が狭くなると、小胞内小胞(VIV)が形成されます。最終的なVIV構造では、内側の小胞は外側の小胞から完全に分離されています。以前の研究では、70:30モル比のDMPC / Cholの二重層組成の場合、小胞が純水で合成され、グルコースが浸透圧ショックを誘発するために使用されると、約30秒以内に内部小胞の完全な分離が起こることが報告されて...

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開示事項

著者は、宣言する利益相反を持っていません。

謝辞

ルペシュ・クマール氏は、PMRFフェローシップとコンティンジェンシー助成金について、インド政府の人材開発省(MHRD)に感謝の意を表しました。セントラルファシリティ、IRCC、IITボンベイの共焦点レーザー走査型顕微鏡に感謝します。

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材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
Cholesterol (Sigma grade, 99%)Avanti Polar Lipids, Inc.C8667sGUV合成用
CholoroformMerck Life Science Pvt. Ltd.DA2P711602リピッドストック溶液の調製溶媒用
DMPCAvanti Polar Lipids, Inc.850345CsGUV合成用
EthanolHaymanF204325ITOスライドの洗浄用
FITC-DEXTRAN (4 Kda-MW)Sigma-Aldrich466994cGUVの内側の小胞内へのカプセル化用
GlucoseSigma-AldrichG-7021グルコース溶液の調製用、ショ糖溶液に懸濁されたsGUVへの浸透圧ショック用
Liss Rhod PESigma-Aldrich810150C-1MG脂質分子の染色用
Nile redSigma-Aldrich72485cGUVとsGUV膜の染色用
Sodium chloride (NaCl)Sigma-Aldrich1936060521塩溶液の調製用、cGUVのコンパートメントの導電性の変更用
SucroseSigma-AldrichS9378電形成チャンバーの水和媒体としてのショ糖溶液用
機器
Cavity slidesBlue starcGUVサスペンションの顕微鏡観察用
cMOS pco.edge 4.2 cameraExcelitas61009524蛍光単色画像とDICイメージング用
Cover slip (22 x 60 mm)Blue starキャビティスライドのカバー用
Eppendrof Electrofusion chamberSigma-AldrichsGUVサスペンションを電気形成および顕微鏡観察用にチャンバーに入れる、他の単純なチャンバーも使用可能
Function generator (Dual channel)TektronixAFG3022CAC電界を電形成チャンバーに送るためのファンクションジェネレーター
Incubatorlocal customised40℃に設定された電形成チャンバー
ITO slidesSigma-Aldrich576352-10PAK電形成法で使用するITOスライド
Nikon Eclipse inverted microscopeNikonTE2000-UsGUVとcGUVの視覚化用
Silicone sheet (3 mm thickness)Sigma-AldrichGF49463141電形成チャンバーの間隔用
Syringe (2 mL)Becton Dickinson India Pvt Ltd.300844水和媒体の注入およびsGUVの電形成チャンバーからの回収用
Zeiss confocal microscopy setupCentral facility of IIT Bombay

参考文献

  1. Dimova, R. Chapter one - Giant vesicles: A biomimetic tool for membrane characterization. Advances in planar lipid bilayers and liposomes. Iglic, A. 16, 1-50 (2012).
  2. Maoyafikuddin, M., Thaokar, R. M. Effect of the waveform of the pulsed electric field on the cylindrical deformation of uncharged giant unilamellar vesicles. Langmuir. 39 (28), 9660-9670 (2023).
  3. Nair, K. S., Bajaj, H. Advances in giant unilamellar vesicle preparation techniques and applications. Adv Colloid Interface Sci. 318, 102935(2023).
  4. Göpfrich, K., et al. One-pot assembly of complex giant unilamellar vesicle-based synthetic cells. ACS Synth Biol. 8 (5), 937-947 (2019).
  5. Chen, S., Sun, Z. G., Murrell, M. P. In vitro reconstitution of the actin cytoskeleton inside giant unilamellar vesicles. J Vis Exp. (186), e64026(2022).
  6. Merkle, D., Kahya, N., Schwille, P. Reconstitution and anchoring of cytoskeleton inside giant unilamellar vesicles. ChemBioChem. 9 (16), 2673-2681 (2008).
  7. Fink, A., et al. Extracellular cues govern shape and cytoskeletal organization in giant unilamellar lipid vesicles. ACS Synth Biol. 12 (2), 369-374 (2023).
  8. Angelova, M. I., Dimitrov, D. S. Liposome electroformation. Faraday Discuss Chem Soc. 81, 303-311 (1986).
  9. Angelova, M. I., Soléau, S., Meleard, P., Faucon, F., Bothorel, P. Preparation of giant vesicles by external AC electric fields. Kinetics and applications. Trends in Colloid and Interface Science VI. Progress in Colloid & Polymer Science. Helm, C., Loesche, M., Moehwald, H. 89, 127-131 (1992).
  10. Weinberger, A., et al. Gel-assisted formation of giant unilamellar vesicles. Biophys J. 105 (1), 154-164 (2013).
  11. Maoyafikuddin, M., Pundir, M., Thaokar, R. Starch aided synthesis of giant unilamellar vesicles. Chem Phys Lipids. 226, 104834(2020).
  12. Shi, C., et al. Morphological transformations of vesicles with confined flexible filaments. Proc Natl Acad Sci USA. 120 (18), e2300380120(2023).
  13. Litschel, T., Schwille, P. Protein reconstitution inside giant unilamellar vesicles. Annu Rev Biophys. 50, 525-548 (2021).
  14. Kurihara, K., et al. Self-reproduction of supramolecular giant vesicles combined with the amplification of encapsulated DNA. Nat Chem. 3 (10), 775-781 (2011).
  15. Zong, W., et al. A fissionable artificial eukaryote-like cell model. J Am Chem Soc. 139 (29), 9955-9960 (2017).
  16. Zong, W., Li, Q., Zhang, X., Han, X. Deformation of giant unilamellar vesicles under osmotic stress. Colloids Surf B: Biointerfaces. 172, 459-463 (2018).
  17. Shin, J., Jang, Y. Multicompartment synthetic vesicles for artificial cell applications. ACS Appl Eng Mater. 2 (12), 2758-2770 (2024).
  18. Riske, K. A., Dimova, R. Electro-deformation and poration of giant vesicles viewed with high temporal resolution. Biophys J. 88 (2), 1143-1155 (2005).
  19. Maoyafikuddin, M., Kulkarni, S. V., Thaokar, R. M. Synthesis method and high salt concentration can affect electrodeformation of GUVs under strong pulsed DC fields. ACS Omega. 10 (7), 6427-6436 (2025).
  20. Behera, N., Thaokar, R. M. Numerical modeling of giant pore formation in vesicles under msPEF-induced electroporation: Role of charging time and waveform. Bioelectrochemistry. 164, 108926(2025).
  21. Kumar, R., Chakrabarti, R., Thaokar, R. M. Compound giant unilamellar vesicles as a bio-mimetic model for electrohydrodynamics of a nucleate cell. Soft Matter. 20 (35), 6995-7011 (2024).
  22. Sinha, K. P., Thaokar, R. M. Electrohydrodynamics of a compound vesicle under an AC electric field. Journal of Physics. 29 (27), 275101(2017).
  23. Méléard, P., et al. Bending elasticities of model membranes: Influences of temperature and sterol content. Biophys J. 72 (6), 2616-2629 (1997).
  24. Dimova, R. Recent developments in the field of bending rigidity measurements on membranes. Adv Colloid Interface Sci. 208, 225-234 (2014).
  25. Needham, D., McIntosh, T. J., Evans, E. Thermomechanical and transition properties of dimyristoylphosphatidylcholine/cholesterol bilayers. Biochemistry. 27 (13), 4668-4673 (1988).
  26. Almeida, P. F. F., Vaz, W. L. C., Thompson, T. E. Lateral diffusion in the liquid phases of dimyristoylphosphatidylcholine/cholesterol lipid bilayers: a free volume analysis. Biochemistry. 31 (29), 6739-6747 (1992).
  27. de Meyer, F., Smit, B. Effect of cholesterol on the structure of a phospholipid bilayer. Proc Natl Acad Sci USA. 106 (10), 3654-3658 (2009).
  28. Kraske, W. V., Mountcastle, D. B. Effects of cholesterol and temperature on the permeability of dimyristoylphosphatidylcholine bilayers near the chain melting phase transition. Biochim Biophys Acta. 1514 (2), 159-164 (2001).
  29. Corvera, E., Mouritsen, O. G., Singer, M. A., Zuckermann, M. J. The permeability and the effect of acyl-chain length for phospholipid bilayers containing cholesterol: theory and experiment. Biochim Biophys Acta. 1107 (2), 261-270 (1992).
  30. Kamiya, K., Osaki, T., Takeuchi, S. Formation of vesicles-in-a-vesicle with asymmetric lipid components using a pulsed-jet flow method. RSC Advances. 9 (52), 30071-30075 (2019).
  31. Doğan Güzel, F., Kaur, J., Zendeh, Z. Cheap portable electroformed giant unilamellar vesicles preparation kit. J Liposome Res. 33 (2), 183-188 (2023).
  32. Kaur, J., et al. On-chip label-free impedance-based detection of antibiotic permeation. IET Nanobiotechnol. 15 (1), 100-106 (2021).

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