このコンテンツを表示するには、JoVEへの購読が必要です。 または、無料トライアルをお申し込みください。

方法論記事

マウスにおけるドナー特異的免疫寛容を評価するための二次ヘテロトピオト心臓移植のためのカフフリー縫合ベースの頸部モデル

468 閲覧数

⸱

DOI：

10.3791/69966

⸱

2026年3月13日

 ,  ,  , 
1Center for Transplantation Sciences, Massachusetts General Hospital

* These authors contributed equally

この記事について

サマリー

このプロトコルはマウスにおけるカフフリーの縫合を使った頸部異所性心臓移植技術を提示し、生理学的条件下で異物からの干渉を最小限に抑えた形で、ドナー特異的免疫寛容を評価するために、2つ目の異所性心臓移植片を確実に配置できるように設計されています。

要約

マウスヘテロトピカル移植は、同種移植の拒絶反応と免疫寛容を調査するための確立されたモデルです。寛容研究では、ドナー特異性を評価するために2つ目の異所性心臓移植片の設置が求められ、頸部領域が理想的な解剖学的部位となります。カフを使った技術は血管吻合を簡素化しますが、人工的な材料を導入し、人工的な材料として吻合周囲の炎症を促進し、血行動態を変化させ、免疫学的解析を混乱させる可能性があります。さらに、遺伝子改変、免疫抑制治療、高齢の受容者、慢性的な実験的状態による血管の狭窄は、小口径血管でのカフ設置を技術的に困難にすることがあります。ここでは、マウスにおける頸椎異所性心臓移植のためのカフフリーの縫合技術を紹介します。この方法は、腔内ポリマーの使用を避け、生理的な血流を維持し、流動力学の変化に伴う合併症を軽減します。プロトコルには、ドナーおよびレシピエント両方の血管の綿密な準備、頸動脈および外頸静脈のエンドツーエンド微小吻合、術中の通通性評価、術後のモニタリング戦略が含まれます。人工材料の使用を最小限に抑え、小口径の血管に適応することで、このカフフリー技術は二次心臓移植のための生理学的かつ再現性の高い基盤を確立します。このアプローチにより、マウス心臓移植モデルにおけるドナー特異的耐性の厳密な機構的研究が可能になります。

概要

心臓移植は末期心不全患者にとって命を救う介入です。心臓同種移植を受けた受容者は拒絶反応を防ぐために生涯にわたる免疫抑制療法が必要です。免疫抑制にもかかわらず、長期的な移植片生存率は急性および慢性拒絶反応、特に抗体介在拒絶反応(AMR)および心臓同種移植片血管症(CAV)によって損なわれます3。さらに、これらのレジメンは腎毒性、代謝症候群、感染症、悪性腫瘍などの重大な副作用を伴い、移植片および患者の生存率を低下させます2,4。これらの課題は、免疫寛容の緊急性を強調しています。すなわち、受容者の免疫システムが生涯免疫抑制を必要としずにドナーグラフトを受け入れる状態です5。耐性を達成することで、薬物関連の毒性が排除され、感染や悪性腫瘍のリスクが減少し、慢性アロイド免疫損傷を防ぎ、ステロイド離脱が可能となり、代謝制御と移植片機能の維持が可能になります。混合キメラ、共刺激的遮断、調節細胞注入、遺伝子標的アプローチなど、複数の寛容戦略が動物モデルで有望を示しているものの、臨床翻訳は依然として限られています(6,7,8,9)。大きな障壁の一つは、ドナー特異的耐性を厳密に検証する信頼性の高いin vivoモデルの必要性です。

マウスヘテロトピア心臓移植は、同種移植の拒絶反応と寛容のメカニズムを研究するための強力かつ広く使われている実験モデルです(10,11,12,13,14)。遺伝子定義されたマウス株や遺伝子組み換えモデルの利用可能性により、移植片損傷と調節に関与する免疫経路の厳密な解析が可能になります。寛容研究では、ドナー適合または第三者のいずれかの2回目の異所性心臓移植が、免疫調節のドナー特異性を評価するためにしばしば必要とされます。頸部領域はこの2回目の移植に理想的な解剖部位を提供し、直接手術へのアクセス、触診や画像による信頼性の高い移植片モニタリング、そして下流の免疫学的および組織学的解析のための組織の効率的な採取を可能にします(8,19)。これらの特徴により、頸部モデルは幅広い移植環境における寛容誘導および拒絶反応のメカニズムを調査する上で特に価値があります。

過去30年間で、縫合線を用いた頸椎異所性心臓移植技術がいくつか記載されています。初期の研究では、頸部が移植片移植およびドナーの血管と受主の頸動脈・頸静脈系間の縫合による端から端までの吻合による直接機能モニタリングの実現可能な部位であることが確立されました。他のグループでは、ドナー肺動脈や大動脈を頸血管に固定する代替手段としてカフフリースリーブ構成が報告されています21。新しい端側縫合ベースの頸部モデルが提案されており、自然な頸動脈の連続性を保持し、標準的な腹部の端から側への吻合の形状により近似することを目的としています。これらのアプローチは、頸部部位の多様性を強調し、技術的な複雑さ、血行動態、吻合界面における異物の量との間の必要なトレードオフを示しています。

マウスの頸椎心臓移植で広く応用されている血管吻合技術の一つに、腔内カフ法(23,24,25,26)があります。カフベースの頸椎技術では、微小血管吻合を簡素化し、特に経験の浅い顕微外科医にとって技術的成功率を高めるために腔内ステントを導入します。カフベースのアプローチは血管の接続技術的な難しさを簡素化しますが、この技術は吻合部位に異物を導入します。ポリマーの存在は、吻合周炎症を促進し、局所血行動態を変化させ、免疫解析を混乱させる可能性があります(27,28)。さらに、遺伝子組み換えマウスの系統、免疫抑制治療、高齢の受容者、慢性的な実験的状態などにより、受容血管の狭窄は小口径血管でのカフ挿入を技術的に困難にすることがあります。

これらの制約に対応するため、私たちは完全にカフフリーで縫合を使った頸椎異所性心臓移植技術を開発しました。この構成では、受容頸動脈はドナー上行大動脈と端から端まで吻合され、受容者の外頸静脈はドナー肺幹に端から端まで吻合され、冠動脈灌流のための直接的な流入・流出を提供します(図1A)。管内合成材料の使用を最小限に抑えることで、吻合部位でのポリマー血液の直接接触を回避し、局所免疫および炎症反応に焦点を当てた研究において概念的に魅力的です。この方法は、ドナーと受容者の血管の両方を綿密に準備し、頸動脈と外頸静脈の端から端までの微小吻合を含みます。さらに、術中の通容評価および術後のモニタリングも実施されます。実際には、このカフフリー子宮頸部モデルは、長期生存率のある腹部移植片後のドナー特異的耐性を検査するために二次心臓移植が必要となる場合、特に小口径血管を持つ遺伝子移植や免疫抑制マウスにおいて適用されます。しかし、この技術には高度な顕微外科の専門知識と手術用顕微鏡へのアクセスも必要です。頸動脈結紮および受容者選択に関する追加の制限については以下で説明します。再現可能なプラットフォームを提供することで、この技術は二次移植モデルの信頼性を高めるとともに、マウス系におけるドナー特異的耐性の機構的研究を支援します。このプロトコルでは、受容頸動脈をドナー上行大動脈に、受容者の外頸静脈をドナー肺幹に連結し、移植片に強固な冠動脈灌流を提供することでエンドツーエンド吻合を用います(図1B)。エンドツーエンド吻合は、このモデルで冠動脈灌流を確実に支える単純な流入-流出パターンを作り出します。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

マウスはジャクソン研究所から購入されました。最初の腹部心臓移植時の生後6〜10週、体重20〜30gのオスとメスのマウスの両方が本研究に含まれました。ドナーおよび受贈者は、マサチューセッツ総合病院の齧歯類施設で特定の病原体フリー(SPF)環境下に収容されました。すべての処置は、NIHの実験動物のケアおよび使用に関するガイドラインに従い、人道的に実施されました。すべての動物実験は、マサチューセッツ総合病院の施設動物ケア・利用委員会(IACUC)によって承認され、その監督のもとで実施されました(プロトコル番号2020N000125)。 材料表 には、このプロトコルで使用されるすべての試薬、計測装置、機器が一覧化されています。実験開始前にはIACUCの承認が必要です。すべてのマウスは、施設のガイドラインおよび適用される規制基準に従って飼育・管理を行います。

1. 動物と器具の準備

  1. 手術前に、すべての器具を250°F(121°C)の飽和蒸気に20分間加圧して滅菌してください。必要な顕微外科機器は 図2に示されています。マイクロサージェニック器具の先端を保護し、損傷を防ぎましょう。最適な手術成功率を維持するために、壊れた器具や変形した器具はすぐに交換してください。
  2. 術前ケア
    1. このプロトコルは、腹部の異所性心臓移植片10,11,12を事前に移植した受容マウスを使用します。受付者が健康であること、主治切開部が完全に治癒し感染がないこと、腹部移植片が引き続き鼓動していることを確認しましょう。この二次頸椎移植は、腹部移植後術後50〜100日(POD)の間に行われます。これは耐性プロトコル8,17の対象であるため、腹部移植片が正常に機能している人のみを使用してください。
    2. 誤嚥のリスクを最小限に抑えるため、施術前1〜2時間の速食マウスを行います。鎮痛のためにエティカXR(徐放性ブプレノルフィン、3.25 mg/kg)およびメロキシカム(5 mg/kg)を皮下投与します。エティカXRは最大72時間30分の持続的な鎮痛効果を提供します。
  3. ドナーの調合
    1. 研究デザインに従い、適切な株の性別および年齢が一致したドナーマウスを選択します。心臓同種移植片免疫寛容研究において、ドナーグループには、共同株(受給者と同じ株)、異体ドナー(一次腹部心臓移植ドナーと同じ株)、および異種第三人(主ドナーと受容者の両方から異なる株)が含まれることがあります。
    2. 麻酔前に、すべてのドナーマウスとレシピエントマウスの健康状態と適切な順応期間を確認してください。

2. 麻酔

  1. 麻酔誘導と支援
    1. 誘導チャンバー内の精密蒸気器を用いて、酸素中に1%から2.5%のイソフルラン(流量1〜2L/分)で麻酔を誘導します。鼻のコーンや気管内チューブで麻酔を維持してください。麻酔下での角膜乾燥を防ぐため、マウスの両目に獣医用眼用潤滑剤を塗布します。
    2. 足の離脱反射がないことで麻酔の深さを確認してください。処置中は体温を保つために、動物を温熱パッドの上に置きます。

3. ドナー心臓収穫

  1. ドナー曝露
    1. ドナーマウスを仰向けにして、四肢をテープで固定します。毛を抜き、70%イソプロピルアルコールの綿棒で3回皮膚を消毒します。
    2. 正中開腹手術を行い、その後細かいハサミを使って腹部と胸腔を露出させるために正中胸骨切開を行います。湿らせたガーゼで腸を左側に優しく動かします。腸の下に生理食塩水浸しガーゼを敷いて水分補給を保ちます。
  2. 灌流およびドナー心臓採取
    1. 冷たいヘパリン化生理食塩水(125 IU/mL)を準備し、0.2〜0.3 mLを0.5 mLの注射器に注入します。
    2. 下大静脈に26〜30Gの針またはカテーテルを優しくカニューレします。冷たいヘパリン化生理食塩水2〜3mLを30秒間ゆっくり灌流します。ヘパリン化を最適化するために少なくとも1〜2分待ってください。
    3. 両側開胸術を行い、最大限の可視化で心臓を露出させます。前胸郭を背側から切り離し、上向きに反らせて針やクランプで固定します。
    4. 上行大動脈(AA)と肺幹(PT)の間の結合組織を鈍く切り離します。 図3A)。
    5. 心臓近くのナイロン縫合糸8本で下静脈と上静脈を結紮し、結紮部位の遠位の結紮血管を横断します。できるだけ離脱的にPTを解剖してください。
    6. 左肺静脈と右肺静脈を6-0ナイロン縫合糸で結紮し、結紮した血管を結紮部の遠位部で切断します。
    7. 心臓を切除し、腕頭動脈とPTの起点を切断してAAの十分な長さを保ちます。PTの前壁はできるだけ長く保存してください。AAとPTをトリミングして、吻合を確実にします(図3B)。
    8. 心臓を60mmの細胞培養皿に冷やした生理食塩水を入れ、さらに1mLの冷たいヘパリン化生理食塩水(125 IU/mL)をAAまたはPTを通じて優しく再灌流して残留血液を洗い流します。心筋浮腫や血管損傷を防ぐために高圧注射は避けてください。必要に応じて冷却プレートの器をトリミングします。
    9. 心臓を冷たいリンガー乳酸液に氷の上で入れて、着床まで置きます。ドナー心臓は冷性虚血から90分以内に着床するのが最適で、120分以上保存しないでください。

4. 受助者の頸椎露出

  1. 切開と血管の隔離
    1. 誘導チャンバー内の精密蒸気器を用いて、酸素中に1%から2.5%のイソフルラン(流量1〜2L/分)で麻酔を誘導します。鼻のコーンや気管内チューブで麻酔を維持してください。足の引き込み反射がないことで十分な麻酔深度を確認しましょう。液体補充のために、受血者の背側領域に0.5 mLの温かい生理食塩水を皮下注射します。
    2. 受け手を温熱パッドに置いて体温を保ちます。頸部全体を剃ってください。ネズミを仰向けにし、尾を操作者に向けます。頭部、手足、尾をテープで固定し、過度に伸ばさずにしっかりと固定します。乾燥を防ぐために、両目に眼用潤滑剤を1滴ずつ塗布してください。子宮頸部の皮膚は70%イソプロピルアルコールの綿棒で3回消毒します。
    3. 胸骨から右下顎角まで、首の上に逆T字型の縦方向の皮膚切開を行います(補足図1A)。
    4. 右内側鎖骨から主要な合流部まで、右外頸静脈(EJV)を鈍く動員します。EJVの小さな枝を焼灼し、横断します(図4B)。
    5. 甲状腺の右葉を単離し、焼灼で横断します。右頸動脈(CA)を焼灼で胸骨筋を切断し、露出させます。
    6. 右のCAを頸動脈分岐部の上方まで鈍く動かします(図4C)。
    7. CAの近位部に小さな血管クランプを当てます。頸動脈分岐部の遠位部に10 - 0のナイロン結紮をして血流を遮断します。
    8. CAクランプの高さにあるEJV近位部に10-0のナイロン結紮を当てます。EJVが拡大したら、以前に焼灼・切断された小枝部位からの出血を止めます。EJVが拡張する際、下腹部後静脈と後耳心静脈の合流点を特定し、その合流点に小さな血管クランプを用いて閉塞を図ります。
  2. 血管吻合の準備
    1. 細かいハサミで結紮とクランプの間のEJVとCAを横断します。
    2. 血管の開口部を生理食塩水で洗浄し、血液や血栓を取り除きます。移植片移植中は手術部位を湿らせておきましょう。

5. 移植片の移植

  1. 移植片の配置
    1. ドナー心臓移植片を受容者の頸部に逆さまに配置し、PTは外側、上行大動脈(AA)は内側に配置します。
    2. 移植片を湿らせたガーゼで覆い、PTとAAを露出させてください。ガーゼは移植片を保護し安定させるとともに、視覚化を改善します。
  2. 血管吻合
    1. スリーブ技術で11-0ナイロン縫合を用い、ドナーのAA浅い噛み合わせをレシピエントのCAに結びつけ、ドナーAAを端から端までCAに吻合します。過度な緊張は避けてください(図4D)。
    2. スリーブ技術による11-0ナイロン縫合を用いて、ドナーのPT軽口咬合を受血者のEJVに、ドナーのPTの浅い噛み合わせを挿入し、端から端まで挿入します。過度な緊張は避けてください(図4E)。
    3. 遠位EJVクランプを外してください。血流を回復するために近位CAクランプを外してください(図4F)。移植片はすぐに血液で満たされ、赤くなり、1〜2分以内に収縮するはずです(補足動画1)。収縮力を回復させるために、37°Cの温かい生理食塩水を数滴落とします。
    4. 吻合部位を綿先で優しく圧迫して止血を促します。
  3. ポケットクロージャー
    1. 血管や気管をねじったり圧迫したりせず、子宮頸ポケット内にしっかりと移植片を位置付けます。
    2. 頸部切開部を6本の吸収性縫合糸で閉じ、単純な中断縫合で閉じます(補足図1B)。手術部位を包帯で覆わないでください。周囲を空気に開けておきましょう。

6. 術後ケアとモニタリング

  1. 即時監視
    1. 動物を温かい回復室に少なくとも1時間入れてください。方向感覚の喪失、震え、歩行困難などの異常な行動を観察してください。
    2. 液体補充のために、0.3mLの温かい生理食塩水を皮下注射します。栄養ジェルが入った滅菌済みの新しいケージに移します。移植された動物は個別に飼い、正常な可動性や行動が示されるまでグループケージに戻さない。
    3. メロキシカム(5 mg/kg、皮下投与)を術後72時間、12時間ごとに投与します。外科医と獣医師は回復期間中に定期的に動物を診察します。
    4. 動物が体重20%減少、手術部位の重度の腫れ、感染の兆候、倦気、その他の苦痛の兆候>を示した場合、施設のガイドラインに従いCO₂吸入を用いて人道的に安楽死してください。

7. 実験的エンドポイント

  1. 組織採取
    1. 組織病理学または免疫学的解析のために、あらかじめ定められた時間点でグラフトを採取します。フローサイトメトリーおよび組織病理学では、予備実験に基づきグラフト脈動停止の2〜3日前に組織を採取してください。
    2. 研究デザインに基づき、移植片、脾臓、リンパ節、血液サンプルを採取してください。
  2. 生存分析
    1. グラフト生存時間(触知的な脈動が止まる日)を記録する。二次的な頸椎心臓移植における長期生存(寛容)を、移植後50日を超えて持続的なドナー移植片の脈動と定義し、組織病理学で大規模な壊死領域がないことが確認されます。
    2. Kaplan–Meier解析を用いてグラフト生存曲線をプロットします。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

カフフリー頸部異所性心臓移植手術の概略図は 図1に示されています。血管吻合部の顕微鏡図は 図1Aに示されており、ドナー上行大動脈は受容者の頸動脈に端から端まで吻合され、ドナー肺幹は受容者の外頸静脈に端から端まで吻合されています。 図1B は移植片を通る血流パターンを示しています。血液は受容頸動脈からドナー上行大動脈に入り、冠動脈を通じて心筋に灌流し、冠状洞を経て右心房と心室に戻り、肺幹に排出されて外頸静脈に排出されます。この循環は生理的な冠動脈灌流を模倣しています。

この処置に必要な顕微外科器具と手術セットアップは 図2に示されています。必須の道具には、手術用顕微鏡、顕微外科用鉗子、針ホルダー、細かいはさみ、血管クランプ、携帯型焼灼器具、10-0または11-0ナイロン縫合糸が含ま...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

マウス心臓移植モデルは、移植免疫学の理解を深める上で重要な役割を果たしてきました。ヘテロトピカル腹部モデルの開発以来、これらのシステムは拒絶反応の細胞および分子メカニズムの特性解析、新規免疫抑制レジメンの検証、ドナーおよび受容株8,17,31の遺伝子改変評価に利用されてきました。近親交配および遺伝子組み換えマウスを用いる能力は、制御された環境下で免疫経路を解剖する独自の機会を提供します。マウスモデルからの発見は、大型動物の前臨床研究および初期臨床試験の両方に役立っています32。この枠組みの中で、マウスの二次心臓移植モデルはドナー特異的耐性および異体免疫記憶応答を直接評価することを可能にします。ここで述べる子宮頸部二次移植モデルは、免疫寛容の厳格な検査を支持しており、これは連続的な免疫抑制がない場合に異種移植が受け入れられるかどうかと定義さ...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

著者たちは競合する利害関係を一切認めていない。

謝辞

この研究は、アメリカ心臓協会の助成金23CDA1049388(T.J.B.)および国立衛生研究所(NIH)からの助成金(LVR)への助成金R01AI143887によって支援されました。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
0.5mlインスリン注射器コロビディエン8881600350皮下注射
0.9%塩化ナトリウム注入BD1727170103静脈注射
10-0ナイロン縫合糸AROSurgical InstrumentsT04A10N07-13マウスの顕微鏡手術
11-0ナイロン縫合糸エシコン9016Gマウスの顕微鏡手術
1mlの注射器BD309659静脈注射
30G X 1/2針BD305106静脈注射
3mlの注射器BD309657静脈注射
6-0ナイロン縫合糸エシコンJ212Hマウスの顕微鏡手術
60mm細胞培養プレートファルコン353002移植片保存のために
カラーアルミニウムケースファインサイエンスツール20330-04マウス用顕微鏡手術器具の消毒
コットンチップフィッシャーブランド14-960-3M止血して
デュモン #5 鉗子ファインサイエンスツール11251-20マウスの顕微鏡手術
エティカ XR ブプロフェノール(CIII)VIRX ジェネリックス86084010030鎮痛 
素晴らしいシサーズファインサイエンスツール15400-12マウスの顕微鏡手術
ガーゼスポンジメッドラインNON25334移植片とインタースチンを保護する
ベース付きヒートランプブレイントリー・サイエントフィックHL-1B術後のケア
ヘパリンナトリウムノーススターRxLLC。72603-412-01 静脈注射
イソフルランバクスター麻酔&クリットケア1001936060麻酔に関しては、
イソプロピルアルコール綿棒BD326895手術前に皮膚を消毒してください
顕微鏡カール・ツァイス303294-9903マウスの顕微鏡手術
ミニトリマーブレイントリー・サイエントフィックCLP-88ネズミの脱毛用
Optixcare アイルーブプラスアヴェンティクスOPX-4252手術中の眼科保護用の眼科潤滑剤
ピベタール・アロキサート(メロキシカム)ピヴェタール21294589鎮痛 
携帯型焼灼機器キットマッケソン・アルジェント42295143マウスの顕微鏡手術
リンガー乳酸緩衝溶液サーモ・サイエンティフィックAAJ67572AP移植片保存のために
小動物用加熱パッドK&H HM10マウス手術用
トランスポアホワイト手術用テープ3歳7100115870手技中にマウスの四肢、頭、尾を矯正してください
ヴェッサルクランプファインサイエンスツール00398-02マウスの顕微鏡手術

参考文献

  1. Johnson, M., et al. Heart transplantation in the United States, 1999-2008. Am J Transplantat. 10 (4), 1035-1046 (2010).
  2. Nelson, J., et al. Consensus recommendations for use of maintenance immunosuppression in solid organ transplantation: Endorsed by the American College of Clinical Pharmacy, American Society of Transplantation, and the International Society for Heart and Lung Transplantation. Pharmacother J Human Pharmacol Drug Ther. 42 (8), 599-633 (2022).
  3. Colvin, M. M., et al. Antibody-mediated rejection in cardiac transplantation: Emerging knowledge in diagnosis and management: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 131 (18), 1608-1639 (2015).
  4. Neuberger, J. M., et al. Practical recommendations for long-term management of modifiable risks in kidney and liver transplant recipients: A guidance report and clinical checklist by the consensus on managing modifiable risk in transplantation (commit) group. Transplantation. 101 (4S), S1-S56 (2017).
  5. Ezekian, B., et al. Contemporary strategies and barriers to transplantation tolerance. Transplantation. 102 (8), 1213-1222 (2018).
  6. Lee, K. M., et al. Tgf-β-producing regulatory b cells induce regulatory t cells and promote transplantation tolerance. Eur J Immunol. 44 (6), 1728-1736 (2014).
  7. Kawai, T., et al. Cd154 blockade for induction of mixed chimerism and prolonged renal allograft survival in nonhuman primates. Am J Transplantat. 4 (9), 1391-1398 (2004).
  8. Borges, T. J., et al. Overexpression of pd-1 on t cells promotes tolerance in cardiac transplantation via icos-dependent mechanisms. JCI Insight. 6 (24), e142909(2021).
  9. Liao, M., et al. Pd-l1 on ex-vivo expanded toll-like-receptor-bregs prevents allograft rejection by breg viability promotion, cd4(+)t effector cell suppression, and tregs induction. Am J Transplant. , (2025).
  10. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. J Vis Exp. (6), e238(2007).
  11. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine Heterotop Heart Transplant Tech. J Vis Exp. (89), e51511(2014).
  12. Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. J Vis Exp. (88), e51423(2014).
  13. Yang, C., et al. Kidney-induced systemic tolerance of heart allografts in mice. JCI Insight. 5 (18), e139331(2020).
  14. Yin, D., et al. A half-century of heterotopic heart transplantation in mice: The spearhead of immunology research. Transplantology. 5 (4), 298-311 (2024).
  15. Lee, K. M., et al. Suppression of allograft rejection by regulatory B cells induced via TLR signaling. JCI Insight. 7 (17), e152213(2022).
  16. Liao, M., et al. Marchf1 deficiency attenuates antibody-mediated rejection by modulating b cell responses. Am J Transplantat. 25 (8), S312(2025).
  17. Borges, T. J., et al. The inhibitory receptor siglec-e controls antigen-presenting cell activation and t cell-mediated transplant rejection. Sci Translat Med. 17 (797), eads2694(2025).
  18. Efe, O., et al. A humanized il-2 mutein expands tregs and prolongs transplant survival in preclinical models. J Clin Investigat. 134 (5), e173107(2024).
  19. Mendiola Pla, M., Milano, C. A., Glass, C., Bowles, D. E., Wendell, D. C. Cardiac magnetic resonance imaging characterization of acute rejection in a porcine heterotopic heart transplantation model. Plos one. 19 (6), e0304588(2024).
  20. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  21. Fang, J., et al. A simplified two-stitch sleeve technique for arterial anastomosis of cervical heterotopic cardiac transplantation in mice. Am J Translat Res. 5 (5), 521(2013).
  22. Dun, H., et al. Cervical heterotopic heart transplantation in mice using a novel suture technique. JHLT open. 7, 100164(2025).
  23. Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. J Vis Exp. (102), e52907(2015).
  24. Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. J Vis Exp. (180), e63504(2022).
  25. Li, W., et al. Mouse heterotopic cervical cardiac transplantation utilizing vascular cuffs. J Vis Exp. (184), e64089(2022).
  26. Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-897 (1991).
  27. Rosendorf, J., et al. Experimental fortification of intestinal anastomoses with nanofibrous materials in a large animal model. Sci Rep. 10 (1), 1134(2020).
  28. Lazar, K. M., Shetty, S., Chilkoti, A., Collier, J. H. Immune-active polymeric materials for the treatment of inflammatory diseases. Curr Opin Colloid Interf Sci. 67, 101726(2023).
  29. Elezaby, A., Dexheimer, R., Sallam, K. Cardiovascular effects of immunosuppression agents. Front Cardiovasc Med. 9, 981838(2022).
  30. Chan, G., Si, C., Nichols, M. R., Kennedy, L. Assessment of the safety and efficacy of pre-emptive use of extended-release buprenorphine for mouse laparotomy. J Am Assoc Lab Animal Sci. 61 (4), 381-387 (2022).
  31. Mendes, D. M., Borges, T., Riella, L. Oral tributyrate promotes treg-mediated immune modulation and prolongs allograft survival in murine transplant models. Am J Transplantat. 25 (8), S243-S244 (2025).
  32. Miller, C. L., Madsen, J. C. Targeting il-6 to prevent cardiac allograft rejection. Am J Transplantat. 22, 12-17 (2022).
  33. Schmitz, R., et al. B cells in transplant tolerance and rejection: Friends or foes. Transpl Int. 33 (1), 30-40 (2020).
  34. Fillinger, M. F., Kerns, D. B., Bruch, D., Reinitz, E. R., Schwartz, R. A. Does the end-to-end venous anastomosis offer a functional advantage over the end-to-side venous anastomosis in high-output arteriovenous grafts. J Vasc Surg. 12 (6), 676-690 (1990).
  35. Ribaudo, J. G., et al. Sutureless vascular anastomotic approaches and their potential impacts. Bioact Mater. 38, 73-94 (2024).
  36. Alghoul, M. S., et al. From simple interrupted to complex spiral: A systematic review of various suture techniques for microvascular anastomoses. Microsurgery. 31 (1), 72-80 (2011).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

タグ

マウスにおけるドナー特異的免疫寛容を評価するための二次ヘテロトピオト心臓移植のためのカフフリー縫合ベースの頸部モデル
お問い合わせ
図書館への推薦

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。