このコンテンツを表示するには、JoVEへの購読が必要です。 または、無料トライアルをお申し込みください。

方法論記事

ヒト便サンプルのDNAウイルスサイズ分画メタゲノミクス

389 回視聴

⸱

DOI:

10.3791/70187

⸱

2026年3月24日

 ,  ,  ,  , 
1Department of Plant Pathology, University of California, Davis

この記事について

サマリー

私たちは、ヒト便サンプルから高品質なウイルスサイズのメタゲノム(ウイルス)を生成するための柔軟なプロトコルを提案します。もともとは土壌ウイルス学のために開発されたこのプロトコルは、ここで便サンプルに成功裏に適用され、ヒト腸内ウイルス圏の堅牢な特性解析が可能となりました。

要約

健康なヒトウイルス圏(マイクロバイオームのウイルス構成要素)を理解するには、多様なウイルスタイプにわたるウイルス群集の正確な測定が必要です。土壌ウイルス群集生態学のこれまでの経験を踏まえ、ここではヒト便サンプル中の細胞外DNAウイルスからDNAを濃集・抽出するための一連の実験的アプローチを示します。動作する一次プロトコルが提示され、各段階での逸脱オプションも示されています。一般的なアプローチは、便マトリックスから遊離ウイルス粒子を除去するために液体バッファー(デフォルト:タンパク質強化リン酸緩衝生理食塩水、PPBS)を追加し、ウイルス粒子を含む液体分画を遠心分離し、ほとんどの細胞を除去するためのろ過(デフォルト:0.2μmの孔径)を用い、ウイルス粒子の濃度(デフォルト:超遠心分離)、ウイルス溶解前にヌクレアーゼを用いた遊離核酸の除去、 そしてDNA抽出による配列決定。バッファーの種類、フィルターサイズ、濃縮方法など、代替技術も記載されています。全体として、シーケンス用の高品質なウイルスDNAを生成するための複数の選択肢が提供されています。特定の機器や資源に合わせてアプローチを調整するのではなく、プロトコルの柔軟性により、標準的な分子生物学機器を持つラボ全体で広く適用可能であるべきです。

概要

ウイルス学、すなわち混合群集のウイルスサイズ割合の標的外メタゲノム配列決定は、培養されていないウイルスの多様性、進化、生態学に関する洞察を提供します。20年以上前に腸内ウイルス群集のカタログ化が行われ、特に海水1のような環境サンプル用に開発された手法が用いられて以来、ウイルス学的アプローチはヒトマイクロバイオーム2におけるウイルス生態学の発見を可能にし続けています。しかし、単一の普遍的なウイルス学プロトコルは存在せず、技術のバリエーションはシーケンス結果に影響を与え、最終的にはウイルス群集動態の解釈に影響を与え、研究間比較を妨げます。最適化されたプロトコルと、方法論的選択がウイルスプロファイルをどのように形成するかを徹底的に理解することが、ヒトウイルス圏を強固に特徴づけるために必要です。

汎用的なウイルス学プロトコルはありませんが、ウイルス学法の基本的な基本は、細胞外ウイルス様粒子(ウイルス粒子)をその大きさや密度に基づいて物理的に分離・濃縮し、ウイルス溶解前に細胞残骸や損なわれたウイルスカプシドから得られる遊離核酸を除去し、DNAおよび/またはRNAを抽出してシーケンスを行うことです。一部のウイルス学技術は、研究者の意図的な選択や意図しない方法論的制限として特定のウイルスタイプを選択または選択します。シリンジや真空ろ過は微生物細胞やその他のゴミを除去するために頻繁に用いられ、フィルターのサイズは回収可能なウイルスの品質や組成に本質的に影響します。例えば、ろ過はウイルスの純度を上げることができますが、より大きなウイルス粒子は除外されることがあります。超遠心分離、ポリエチレングリコール(PEG)沈殿、密度勾配超遠心分離、超ろ過などのビリオン濃縮法も、純度、スループット、設備コストのトレードオフを抱えています。複数のバッファー化学がウイルス学に効果的であることが知られています。ウイルスの特性評価に大きな影響を与えないかもしれませんが、保存および再懸濁バッファーはウイルスの回復やバイオインフォマティクス解析から生成されるウイルスプロファイルに影響を与える可能性があります10,11。最後に、自然サンプル中のウイルス核酸濃度が低いことがあるため、多くの研究ではライブラリー構築前にウイルスDNAを増幅すること(例:多重置換増幅(MDA)や配列非依存単一プライマー増幅(SISPA))など)を選びます。しかし、これらの手法のいくつかは重大なバイアスをもたらします12,13。全体として、多くのバイロミクス手法はウイルスを成功裏に生成できますが、バイアスを認め、ある程度標準化された最適化されたプロトコルがあれば、正確かつ再現性の高いウイルス研究が可能になります。

この記事では、ヒト便サンプルからウイルスを生成するための柔軟なワークフローを紹介します。実証済みの土壌ウイルス学技術14、15、16を基にしたこのプロトコルは、研究者が自身の機器や研究ニーズに合わせて調整を容易にする複数のステップを含んでいます。以下に示す標準的な土壌ウイルス法は、土壌サンプルと凍結便サンプルの両方に成功裏に適用され、ライブラリ構築前にウイルスDNA増幅工程を経ずに高品質なウイルスを生成します。プロトコル修正の提案は他の研究で程度の差はあれ検証されていますが、ヒト便ウイルス配列に対する特異的な下流的影響についてはここでは検証されていません。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

便サンプル採取のために募集されたすべての被験者はインフォームド・コンセントを提供しました。サンプル採取プロトコルはカリフォルニア大学デービス校の機関審査委員会によって承認されており、研究内容はヘルシンキ宣言に準拠しています。このプロトコルはEmersonら(2022)17から適用されています。

1. 材料の準備

  1. タンパク質増強リン酸緩衝生理食塩水(PPBS、10x PBS、1%K-クエン酸塩、150 mM MgSO4、2%牛血清アルブミン(BSA))を準備します18。
    注:ウイルス学プロトコルでよく使われる他のバッファーには、生理食塩水マグネシウム(SM)19 および改良カリウム-クエン酸プライム(AKC')バッファー11があります。
    1. 10 mL 10x PBS、10g K-シトレート、18.05 gの無水MgSO4 を1Lのオートクレーブ可能なガラス瓶に加え、超純度の実験用水で1Lまで満たします。pHを6.5に調整します(通常、6 M HClで約50 μL、または2 M HClで約100 μLが必要です)。ステップ1.1.2で使用するために、ボトルの中にスターターバーを残しておきます。
    2. バッファーと空の1リットルオートクレーブ可能なガラス瓶を1本入れてオークレーションクレーブします。オートクレーブ後、バッファーが室温まで冷えたら磁気攪拌板に置き、ゆっくりと20gのBSAを直接ボトルに加えます。一度に約5gずつ加えます(泡立ちを防ぐため、溶液の過度な攪拌を最小限に抑え、例えばゆっくりとかき混ぜて徐々に増やしてください)。
    3. バッファー全体の容積を無菌の0.22μm真空フィルターを通して、ステップ1.1.2の空のオートクレーブ1リットルボトルに通します。使用までバッファーは4°Cで保存してください。
      注:PPBSバッファーは4°Cで約3ヶ月間保存できますが、凍結以上で長期保存すると安定しません。
  2. 超遠心分離機のチューブを準備しろ。
    注:このプロトコルは超遠心分離を用いてウイルス粒子を濃縮します。その他の一般的な手法には、ポリエチレングリコール(PEG)沈殿、密度勾配超遠心分離(例:塩化セシウム勾配)、および超ろ過があります。
    1. 超遠心分離機のチューブを洗浄するには、まず超純度の実験用水でチューブをこすり洗います。その後、チューブを超純度の実験室用水で洗い流します。
    2. チューブに1MのNaOHを入れて最低1時間浸けます(一晩浸しておいても構いません)。プラスチック/ゴム製の超遠心分離機キャップとそのOリングを1 M NaOHに浸して洗浄してください。
      注意:金属製のスクリュートップキャップをNaOHに浸さないでください。
    3. 浸けた後は、超純度の実験用水で3回すすぎ、その後ヌクレアーゼフリーの分子生物学グレードの水で1回すすぎます。チューブを逆さまにして軽く叩くか、一晩完全に乾かして乾かしてください。各超遠心分離管にサンプル識別子をラベル付けしてください。
  3. 超遠心分離機ローターは冷蔵庫や冷蔵室で一晩冷蔵して4°Cで予冷します。

2. ウイルス粒子の精製と濃縮

  1. 便を無菌、DNase、RNase、DNAフリーの50mL円錐形チューブに重みを量ります。
    注意:使用される便の量は利用可能なサンプルの量によって異なる場合があります。ここでは2gの便を使いました。未使用のサンプルを冷凍保存する必要がある場合は、将来の凍結・解凍サイクルを最小限に抑えるために、サンプル全体を冷凍前に分割することを検討してください。
  2. 便を含む円錐形チューブ(円錐形#1)に直接8mLのPPBSバッファーを加えます。ボルテックスによって徹底的に再懸濁します。
  3. チューブを300回転、4°Cで10分間振ってください。
    注意:必要に応じて室温で振ることも可能ですが、推奨温度は4°Cです。
  4. 遠心分離機で円錐形の#1で4,000 x g 、4°Cで10分間サンプルを採取します。
    注意:可能であれば、垂直方向の密度分離を容易にするためにスイングバケットローターを使用してください。
  5. 慎重に上清液を新しい滅菌50 mL円錐形(円錐形#2)に移転させ、4°Cで保存します(この上清液にはウイルス粒子が含まれています)。ペレットが入った円錐形管(円錐形#1)は捨てないでください。これはステップ2.6でも再び使われます。
  6. ステップ2.2〜2.5をさらに2回繰り返します(円錐形#1のサンプルは合計3回のバッファー付き再懸濁、3回の振動、3回の遠心分離を経て)、上清液を円錐形#2にプールし続けます。
    注意:3回の検査で合計約24mLの上清液が蓄積されるはずです。
  7. 蓄積した上清液(円錐形#2)を含む50 mL円錐管を、10,000 x g、4°Cで8分間遠心分離します。
  8. 2回目の遠心分離を行います。まず、円錐形#2の上清液を新しい50mL円錐形チューブ(円錐形#3)に移します。遠心分離機の円錐形#3を10,000 x g、4°Cで8分間加熱。
  9. シリンジろ過を用いて、円錐形#3の上清液を順次ろ過し、チューブの底部付近のペレットは避けます。無菌5.0μmポリエーテルスルフォン(PES)シリンジフィルターを用いてプリフィルターし、その後無菌0.20μmのPESシリンジフィルターを用いて、直接超遠心分離機チューブに挿入します。
    注:5.0μmフィルターでの事前フィルタリングの目的は、0.20μmフィルターの詰まりを減らすことです。詰まった場合は、シリンジフィルターを廃棄して交換する必要があるかもしれません。ろ過は、5μmフィルターを0.20μmフィルターの上に重ね、1本の注射器に接続して直接超遠心機チューブに取り付けることで、1段階で行えます。PES膜が好まれます。なぜなら、他の膜材料はウイルス粒子(例:ガラス繊維)を保持したり、詰まりが速い(例:ポリビニリデンフッ化物、PVDF)だからです。0.45μmも一般的なフィルターサイズです。
  10. すべての超遠心分離機チューブの質量とサンプル内容を確認し、質量に基づいて超遠心機内のチューブをペアリングしてください。必要に応じて、各ペアの軽いチューブにPPBSを加えて重量を均等にします(ペアチューブの場合は誤差0.05g以内)。
  11. 真空下で112,000 x g、4°Cの超遠心分離機で2時間25分。
    注意:使用するローターによって回転時間は異なります(堆積物係数=58により)。ここで使用されているローターについては 材料表 を参照してください。超遠心分離機からチューブを外す前に、ウイルスペレットの位置を特定するためにローター内の各チューブの向きを確認してください。超遠心分離後にウイルスペレットが見えなくなることがあり、次のステップで上清液を除去する際には特に注意が必要です。

3. ウイルスペレット再懸濁およびDNase処理

  1. 上清液はデカントまたはピペットで除去し、ペレットを壊さないよう注意してください。ペレットは脆弱(ペレットには濃縮されたウイルスリオンが含まれています)を乱すことがあります。
    注:ステップ2.11で述べたように、ペレットは見える場合もあれば見えない場合もありますが、穴穴サイズの茶色または黄色のペレットがよく見えます。
  2. サンプルをDNaseで処理します。
    注意:DNase処理を行わない場合は、ステップ4に進み、「DNase処理が行われなかった場合」に従います。DNase処理の実施に関する検討事項については議論を参照してください。
    1. ペレットをヌクレアーゼフリーの分子生物学グレード水100μLに再懸浮させ、ラベル付き1.5mLのマイクロ遠心分離機チューブに入れます。
    2. 処理する各サンプルごとに10μLのDNase反応バッファーと10μLのDNaseを加えて、DNase処理マスターミックスを作成します。ピペットでよく混ぜます。
      注意:Step 3.2.3のピペッティング中の潜在的な体積損失を考慮し、追加反応のために十分なDNase処理マスターミックスを準備してください。
    3. 再懸濁ウイルスにDNase処理マスターミックス20μLを加えます。優しくピペッティングしてよく混ざけてください。37°Cで30分間孵育します。
    4. DNase停止液10μLを加えてヌクレアーゼを不活性化します。一瞬渦が起きる。

4. ウイルス核酸の抽出

  1. 材料 表に記載されているDNA抽出キットを使用してDNA抽出を行います。
    注意:メーカーの説明書を2点修正してください。1) キット手順のステップ1の後、バッファーCD1中のウイルス粒子を含むビーズチューブを65°Cで10分間加熱し、その後製造元の指示に従って抽出を進めます。2) DNAの溶出ステップ(キット手順のステップ16)では、C6を加えた後、室温で5分間培養します。
    1. DNase処理が行われた場合:ヌクレアーゼが不活性化された後(ステップ3.2.4)、DNA抽出の入力として全ボリュームを使用します(すなわち、DNA抽出キット手順のステップ1で、このボリュームを800μLのCD1を含むビーズチューブに加えます)。溶液を残さないように注意してください(この溶液にはウイルス粒子が含まれています)。
    2. DNase処理が行われていない場合は、ステップ3.1のペレットを含む超遠心分離機管にヌクレアーゼフリーの分子グレードの水100μLを加えます。ペレットを優しくこすり落として再懸垂します。再懸濁ペレットをDNA抽出の入力として使います。

5. DNA定量

  1. 抽出されたDNAを選択した蛍光ベースの方法で定量します。
    注:バイロームDNAの収率は、吸収力に基づく定量化に十分な量はほとんどありません。しかし、それでも化学汚染物質の特定には役立ちます。
  2. 短期保存の場合は定量後、DNAを-20°Cで保存してください。長期保存には-80°Cで保存してください。 DNAはライブラリーの準備と配列決定の準備が整いました。ここで使用されている図書館準備キットおよびシーケンスプラットフォームについては 、資料表 を参照してください。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

このプロトコルを単一の凍結便サンプル(バイロム用に技術的三重処理)と2つの土壌サンプルに適用した実験的取り組みでは、異なるサンプルタイプから高品質なウイルスを生成する効果が示されました。このプロトコルで生成された品質フィルタリングシーケンスデータと新たに組み立てられた組織を用いて、オープンソースのウイルス同定ツール20を用いて推定ウイルス配列を特定しました。同定されたウイルス連合にマッピングされたリードを、各サンプルにおけるウイルスの相対的な存在比の推定値として用いました。便のウイルス配列は濃縮されており、ウイルスリードはバイロム内の全配列リードの平均74%を占めるのに対し、同じサンプルから生成された全メタゲノムではわずか4%でした(図1A)。さらに、便サンプルから高信頼度ウイルスゲノムも生成されました(図1B)。土壌ウイルスの結果と同様に、便ウイルスの平均信頼度スコア...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

このプロトコルは、比較的シンプルで適応性の高いウイルス生成方法を提供します。土壌14、15、16、21で実証されており、ここでは人間の便サンプルに成功裏に適用されています。このプロトコルは細胞外の完全なDNAウイルスを最も効果的に回収でき、意図的に細胞内ウイルスやプロファージ(ただし汚染細胞から回収されるものもあります)、非常に大きなDNAウイルス、RNAウイルスを回収する設計ではありません。これらのグループを調べたい場合は、対になった細胞画画や大量メタゲノムを生成することが有用です。その基盤はシンプルで、プロトコルは私たちが成功した標準的なワークフローを示していますが、プロトコルの重要な側面は個々のニーズや研究課題に応じて柔軟に対応できます。フィルターサイズ、バッファー化学、ウイルス濃度法の改良により検出可能なDN...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

著者には利益相反を主張するものはありません。

謝辞

カリフォルニア大学デービス校医学部のショーン・アダムズ博士、トリナ・ノッツ博士、モハメド・R・アリ博士が、IRBのプロトコルおよび倫理基準に従い便サンプルを収集・提供してくださったことに感謝します。便サンプルの分析に協力してくださったマシュー・R・オルム博士(コロラド大学ボルダー校)に感謝します。この研究はNIHコモンファンド(ヒトウイルスプログラム)のアワード#U01DE034198の支援を受けました。また、LSHは米国エネルギー省(DOE)、科学局、生物学・環境研究局(BER)、ゲノム科学プログラム(授与番号DE-SC0023127(JBEへの助成金、PI シドニー・グラスマン助成)からも部分的に支援を受けました。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
牛血清アルブミン(BSA)DNaseおよびプロテアーゼフリー粉末フィッシャー・バイオリエージェントBP9706100PPBSレシピ(ステップ1.1)について
DNeasy PowerSoil Pro キット奇アゲン47016DNA抽出キット(ステップ4.1)
KAPA DNA HyperPrepライブラリキットロッシュ該当なしこのキットで生成されたライブラリは、Illumina NovaSeq 6000プラットフォーム(2×150 bp)を用いてシーケンスされました。
硫酸マグネシウム(MgSO4)、無水、および99.5%シグマ・オルドリッチM7506PPBSレシピ(ステップ1.1)について
リン酸緩衝生理食塩水(PBS)、10倍、pH 7.4、RNaseフリーインビトロジェンAM9624PPBSレシピ(ステップ1.1)について
ポリエーテルスルフォン(PES)膜シリンジフィルター、無菌、28mm、0.2 & mu;mコーニング431229シリンジろ過(ステップ2.9)について
ポリプロピレン円錐形遠心分離機管、無菌、50 mLオリンパス・プラスチックス28-108
クエン酸カリウム一水和物(結晶性/認証済み)フィッシャー・ケミカルP222PPBSレシピ(ステップ1.1)について
Qubit アッセイチューブインビトロジェンQ32856DNA定量(ステップ5.1)について
量子ビット4フルオロメーターインビトロジェンQ33238DNA定量(ステップ5.1)について
量子ビット dsDNA 定量分析キットインビトロジェンQ32850DNA定量(ステップ5.1)について
RQ1 RNaseフリーDNaseプロメガPR-M6101反応バッファー、DNase、ストップ溶液を含みます
Supor親水性ポリエーテルスルフォン(PES)膜シリンジフィルター、無菌、32mm、5.00およびマイクロ;m シティバ(旧パルラボ)28150-956シリンジろ過(ステップ2.9)について
超遠心分離機ローター:タイプ50.2 Ti固定角ローター、50,000 rpm、302,000 x g、12 x 39 mベックマン・カウルター337901また、ベックマン・コールター タイプ70 Ti固定角度チタンローター(カタログ337922)も使用しています。70 Tiを使う場合は遠心分離機で3時間かけます。
超遠心分離機チューブ:26.3 mLポリカーボネートボトル(キャップアセンブリ付き)、25 x 89mmベックマン・カウルター355618タイプ50.2 Ti(カテゴリー 337901)およびタイプ70 Ti(カテゴリー 337922)ベックマン・カウルターローターと互換性があります
超遠心分離機:ベックマン・インスツルメンツ Optima LE-80K 床型超遠心分離機ベックマン・カウルター365668また、ベックマン・クールターL8-70M冷蔵超遠心分離機(カタログ344196)も使用しています。

参考文献

  1. Breitbart, M., et al. Metagenomic Analyses of an Uncultured Viral Community from Human Feces. J Bacteriol. 185 (20), 6220-6223 (2003).
  2. Liang, G., Bushman, F. D. The human virome: assembly, composition and host interactions. Nat Rev Microbiol. 19 (8), 514-527 (2021).
  3. Callanan, J., Stockdale, S. R., Shkoporov, A., Draper, L. A., Ross, R. P., Hill, C. Biases in Viral Metagenomics-Based Detection, Cataloguing and Quantification of Bacteriophage Genomes in Human Faeces, a Review. Microorganisms. 9 (3), 524(2021).
  4. Garmaeva, S., Sinha, T., Kurilshikov, A., Fu, J., Wijmenga, C., Zhernakova, A. Studying the gut virome in the metagenomic era: challenges and perspectives. BMC Biol. 17 (1), 84(2019).
  5. Lewandowska, D. W., et al. Optimization and validation of sample preparation for metagenomic sequencing of viruses in clinical samples. Microbiome. 5 (1), 94(2017).
  6. Conceição-Neto, N., et al. Modular approach to customise sample preparation procedures for viral metagenomics: a reproducible protocol for virome analysis. Sci Rep. 5 (1), 16532(2015).
  7. Palermo, C. N., Shea, D. W., Short, S. M. Analysis of Different Size Fractions Provides a More Complete Perspective of Viral Diversity in a Freshwater Embayment. Appl Environ Microbiol. 87 (11), e00197-e00221 (2021).
  8. Kleiner, M., Hooper, L. V., Duerkop, B. A. Evaluation of methods to purify virus-like particles for metagenomic sequencing of intestinal viromes. BMC Genomics. 16 (1), 7(2015).
  9. Fudyma, J. D., et al. Exploring viral particle, soil, and extraction buffer physicochemical characteristics and their impacts on extractable viral communities. Soil Biol Biochem. 194, 109419(2024).
  10. Zhai, X., et al. The impact of storage buffer and storage conditions on fecal samples for bacteriophage infectivity and metavirome analyses. Microbiome. 11 (1), 193(2023).
  11. Trubl, G., Solonenko, N., Chittick, L., Solonenko, S. A., Rich, V. I., Sullivan, M. B. Optimization of viral resuspension methods for carbon-rich soils along a permafrost thaw gradient. PeerJ. 4, e1999(2016).
  12. Roux, S., et al. Towards quantitative viromics for both double-stranded and single-stranded DNA viruses. PeerJ. 4, e2777(2016).
  13. Kim, K. H., Bae, J. W. Amplification methods bias metagenomic libraries of uncultured single-stranded and double-stranded DNA viruses. Appl Environ Microbiol. 77 (21), 7668(2011).
  14. ter Horst, A. M., et al. Minnesota peat viromes reveal terrestrial and aquatic niche partitioning for local and global viral populations (vol 9, 233, 2021). Microbiome. 9 (1), (2021).
  15. Sorensen, J., Zinke, L., ter Horst, A., Santos-Medellín, C., Schroeder, A., Emerson, J. DNase Treatment Improves Viral Enrichment in Agricultural Soil Viromes. mSystems. 6 (5), e00614-e00621 (2021).
  16. Santos-Medellín, C., Estera-Molina, K., Yuan, M., Pett-Ridge, J., Firestone, M. K., Emerson, J. B. Spatial turnover of soil viral populations and genotypes overlain by cohesive responses to moisture in grasslands. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (45), e2209132119(2022).
  17. Emerson, J. B., Geonczy, S. E., Santos-Medellín, C., ter Horst, A. M., Fudyma, J. D. Soil Viromics Protocol - Emerson Lab v1. Protocols.io. , https://protocols.io/view/soil-viromics-protocol-emerson-lab-v1-b7nyrmfw/v1 (2022).
  18. Göller, P. C., Haro-Moreno, J. M., Rodriguez-Valera, F., Loessner, M. J., Gómez-Sanz, E. Uncovering a hidden diversity: optimized protocols for the extraction of dsDNA bacteriophages from soil. Microbiome. 8 (1), 17(2020).
  19. Larsen, F. SM buffer. , Protocols.io. https://www.protocols.io/view/sm-buffer-8epv5967jg1b/v1 (2021).
  20. Camargo, A. P., et al. Identification of mobile genetic elements with geNomad. Nat Biotechnol. , (2023).
  21. Santos-Medellín, C., Blazewicz, S. J., Pett-Ridge, J., Firestone, M. K., Emerson, J. B. Viral but not bacterial community successional patterns reflect extreme turnover shortly after rewetting dry soils. Nat Ecol Evol. 7 (11), 1809-1822 (2023).
  22. Halary, S., Temmam, S., Raoult, D., Desnues, C. Viral metagenomics: are we missing the giants. Curr Opin Microbiol. 31, 34-43 (2016).
  23. Williamson, S. J., et al. Metagenomic exploration of viruses throughout the Indian Ocean. PLoS One. 7 (10), e42047(2012).
  24. Liang, G., et al. The stepwise assembly of the neonatal virome is modulated by breastfeeding. Nature. 581 (7809), 470-474 (2020).
  25. Hillary, L. S., Knotts, T. A., Adams, S. H., Ali, M. R., Olm, M. R., Emerson, J. B. DNA extraction and virome processing methods strongly influence recovered human gut viral community characteristics. bioRxiv. , (2025).
  26. Santos-Medellín, C., Zinke, L. A., ter Horst, A. M., Gelardi, D. L., Parikh, S. J., Emerson, J. B. Viromes outperform total metagenomes in revealing the spatiotemporal patterns of agricultural soil viral communities. ISME J. 15 (7), 1956-1970 (2021).
  27. Gregory, A. C., Zablocki, O., Zayed, A. A., Howell, A., Bolduc, B., Sullivan, M. B. The Gut Virome Database Reveals Age-Dependent Patterns of Virome Diversity in the Human Gut. Cell Host Microbe. 28 (5), 724-740 (2020).
  28. Yilmaz, S., Allgaier, M., Hugenholtz, P. Multiple displacement amplification compromises quantitative analysis of metagenomes. Nat Methods. 7 (12), 943-944 (2010).
  29. Kosmopoulos, J. C., Klier, K. M., Langwig, M. V., Tran, P. Q., Anantharaman, K. Viromes vs. mixed community metagenomes: choice of method dictates interpretation of viral community ecology. Microbiome. 12 (1), 195(2024).
  30. Zhai, X., Gobbi, A., Kot, W., Krych, L., Nielsen, D. S., Deng, L. A single-stranded based library preparation method for virome characterization. Microbiome. 12 (1), 219(2024).
  31. Hillary, L. S., Adriaenssens, E. M., Jones, D. L., McDonald, J. E. RNA-viromics reveals diverse communities of soil RNA viruses with the potential to affect grassland ecosystems across multiple trophic levels. ISME Commun. 2, 34(2022).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

タグ

DNA
ヒト便サンプルのDNAウイルスサイズ分画メタゲノミクス
お問い合わせ
図書館に推薦する

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。