このコンテンツを表示するには、JoVEへの購読が必要です。 または、無料トライアルをお申し込みください。

方法論記事

自家内乳静脈を用いた二重血管冠動脈バイパス移植豚モデル

85 回視聴

⸱

DOI:

10.3791/72141

⸱

2026年8月4日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Xenotransplantation, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Disease, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 4Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute, Hainan Academy of Agricultural Sciences, 7Sanya Institute of China Agricultural University

この記事について

サマリー

本研究では、自家内乳静脈(IMV)を用いた三つの両血管冠動脈バイパス移植(CABG)豚モデルを成功裏に確立しました。ネイティブのLADおよびLCXは結紮されていなかったため、このモデルは理論上はネイティブの冠動脈流を保持し、将来の競争流関連静脈移植片の研究の技術的基盤を提供する可能性があります。

要約

大伏在静脈は冠動脈バイパス移植(CABG)で最も一般的に使われる導管の一つです。しかし、高い長期失敗率が臨床効果を制限しています。血行動態因子が静脈移植片失敗(VGF)を引き起こすと考えられていますが、その正確な根本メカニズムは依然として不明です。現在、ラット共通頸動脈インターポジション静脈移植モデルがVGF研究の主要な動物モデルとして利用されています。しかし、ラットとヒトの間で心血管生理学や血行動態に大きな違いがあるため、研究成果の臨床応用は制限されています。豚は心血管の解剖学的構造と生理学が人間に非常に似ているため、心血管研究の理想的な動物モデルです。本研究では、自家左および右の内乳静脈(IMV)を用いて、3つの二重血管CABG豚モデルが確立され、1つは大動脈から左前降冠動脈(LAD)に吻合され、もう1つは大動脈から左環状冠動脈(LCX)への吻合が行われました。術中の超音波検査では代表動物のIMV移植片の両方に血流が確認され、術後CT血管造影(CTA)では大動脈からLADへのIMV移植片の通通性が明確に示されました。したがって、本研究は将来のVGF研究のために大型動物CABGモデルを確立するための技術的に実現可能なアプローチを示しています。

概要

大伏在静脈は、その利用可能性、長さ、技術的な多様性から、冠動脈バイパス移植(CABG)において最も重要な導管源の一つであり続けています。しかし、大合在静脈移植片はCABG2から10年後に最大61%の失敗率を示します。これにより、再血行再形成の必要性が増し、入院死亡のリスクも高まります。近年、蓄積された証拠により、特に競合流や異常な壁せん断応力などの血行動態要因が後期移植片失敗の主な要因であることが示唆されています3,4,5。しかし、適切な動物モデルの不足が関連研究のボトルネックを生んでいます。現在、静脈移植片失敗(VGF)の前臨床研究の多くは、主に小動物、特にラット、マウス、ウサギに依存しています。これらのモデルは安価で技術的にも入手しやすいのに対し、大型動物の移植片モデルは比較的限られています。小動物静脈移植モデルを確立する最も一般的な方法は、総頸動脈を切断し、2つの切断部を自家下大静脈7,8,9で接続することです。しかし、小動物と人間の間で心拍数や血圧に大きな差があるため、小動物モデルから得られた結果は人間の病態生理学的メカニズムを完全に反映していない可能性があります。

豚は心臓の大きさ、冠動脈解剖学的特徴、手術の取り扱いが人間の心臓に非常に似ているため、心血管手術の理想的なモデルです。さらに、豚とヒトの冠動脈は解剖学的および血行動態的特徴において非常に類似しており、豚は静脈移植病の病理表現型を再現することが示されています13,14。したがって、豚モデルで静脈移植を用いたCABGを行うことは、VGFの研究において優れた動物モデルとなる可能性があります。

本研究では、バマ州ミニチュア豚モデルに両側自家内乳静脈(IMV)を用いて、3つのオンポンプ式二重血管CABGモデルを確立しました。1本のIMV移植片は大動脈から左前降冠動脈(LAD)へ、もう1本は大動脈から左環状冠動脈(LCX)へと移植されました。代表的なモデルの一つでは、術中の超音波検査で両方の静脈移植片の開通性が確認され、術後のCT型断層撮影(CTA)で大動脈からLADへのIMV移植片の開通性が示されました。特筆すべきは、このモデルでは標的となる自来冠動脈が結紮されなかったことです。したがって、このモデルは標的冠動脈における競合流が移植片の血行動態および移植片の失敗に与える影響を調査するのに最も適しています。しかし、本研究では標的冠動脈の競合流は直接測定されていません。したがって、本研究は主にモデル確立の技術的実現可能性を示しています。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

本研究の動物実験は、中国医学科学院扶外病院の動物ケア・利用委員会(IACUC)により承認されました(承認番号:0110-1-10-ZX(X)-07)。すべての手続きは動物福祉規則と倫理ガイドラインを厳格に遵守し、関連基準の遵守を確保しました。試薬および使用機器は 材料表に記載されています。このモデルを確立する目的は、競争フローがVGFに与える影響を調査するための潜在的なプラットフォームを提供することでした。したがって、冠動脈バイパス移植が完了した後、原生冠動脈は吻合部位の近位に結紮されませんでした。

すべての手順は、機関のバイオセーフティおよび動物福祉規則に従って実施してください。鋭利器、電気外科用器具、抗凝固血液、CPB回路、生物材料を適切な個人用防護具を使用して取り扱いましょう。電気外科ユニットを使用する前に十分な接地を確認してください。全身ヘパリン化後およびCPB開始前にACTを注意深く監視してください。CPBを開始する前に、すべてのカニューレおよび体外ラインを完全に抜き、空気塞栓のリスクを減らしてください。

1. CABGのための動物の準備

  1. 健康なオスのバマミニチュア豚(通常35〜40kg、生後10〜12ヶ月)を使用し、手術の1週間前から飼育環境に慣れるまで待ちます。
  2. 体重記録、全血球計数、血清生化学、心エコー、CTAなどの基礎検査を行います。

2. 麻酔とモニタリング

  1. 麻酔前に8〜12時間授乳を控え、2〜4時間水を控えてください。
  2. ケタミン(10 mg/kg)およびミダゾラム(1 mg/kg)の筋内注射による麻酔を誘導します(機関承認プロトコルに従い)。
  3. 吸入性イソフルラン(2%–3%)を用いて麻酔を維持し、デキスメデトミジン(1 μg/kg/h)およびプロポフォール(1–2 mg/kg/h)を点滴します。
  4. 顎の緊張が緩み、つま先のつまみに対する痛み反応がないことを確認することで、十分な麻酔を確認しましょう。
  5. 頸静脈と頸動脈を露出させるために首に4〜6cmの切開を入れます。
  6. 5F三ルーメン中心静脈カテーテルを用いて静 脈静脈 アクセスを確立し、中心静脈圧(CVP)モニタリングおよび薬物投与を行います。
  7. 血圧と血行動態パラメータのリアルタイムモニタリングのために、20Gの動脈カテーテルを用いて頸動脈アクセスを確立します。
  8. 20Gの動脈カテーテルを用いて大腿動脈へのアクセスを確保し、下肢の血圧と酸素飽和度をモニタリングします。
  9. 6.5〜8mmの気管内チューブを使用して口管挿管を行います。気流が妨げられず、100%酸素を供給することを確認してください。
  10. 下腹部に2〜3cmの切開を入れて膀胱壁を露出させます。細かい縫合糸で膀胱を切開の縁に固定し、その後膀胱フィスチュラを作ります。10°Fのフォーリーカテーテルを膀胱に挿入し、5mLの滅菌水でバルーンを膨らませ、カテーテルを優しく引っ張ってバルーンが膀胱壁にぴったりと寄りかかるまで続けます。尿カテーテルを採取バッグに接続し、尿の排出とモニタリングを行います。
    注:オスの豚の尿道は長く湾曲しているため、尿導管の挿入は困難です。したがって、術後の尿量を早期にモニタリングするために尿を排出するために膀胱瘻孔を作る必要があります。カテーテルはできるだけ早く、できれば手術後24〜48時間以内に除去し、豚が目覚め、血流動態が安定し、継続的な尿モニタリングを必要としなくなったら行うべきです。
  11. 心電図、侵襲性動脈圧、SpO2、潮末CO2、体温、尿量を継続的にモニタリングしてください。

3. 外科的曝露

  1. 豚を仰向けに寝かせます。
  2. ポビドンヨウ素で胸前と上腹部全体を剃り、消毒してください。その後、手術部位にドレープをかけます。
  3. 電気外科ユニット(ESU)で頸椎中央部から剣突の下まで中央線切開を行います。
  4. 胸骨の鋸を使って、劍状突起から上方の正中線に沿って胸骨切開を行います。胸骨の切断縁をESUで焼灼し、骨ワックスを骨腔に塗布して止血を促します。
  5. 胸骨を開けたまま胸骨を開けたままにしてください。

4. 2つの自家IMV導管の収穫

  1. 手術中の血栓を防ぐため、全身抗凝固剤としてヘパリン300 U/kgを投与します。
  2. EMVの周囲組織をESUで解剖します。側枝をハサミで切断し、ESUを使って止血を達成します。
  3. 左IMVの遠位端を止血クランプでクランプします。メスでクランプのすぐ近くに切開を入れます。切開部に鈍いフラッシュニードルを挿入し、5-0の非吸収性ポリプロピレン縫合糸で固定します。結紮後、左IMVの遠位端を完全に横断します。
  4. 採取した静脈導管の長さが適切であること(約7〜8cm)を確認してください。左IMVの近位端を止血クランプで挟みます。クランプ部位の遠位部をIMVを切断し、近位端を5-0非吸収性ポリプロピレン縫合糸で結紮します。成功裏に収穫されたIMVは長さ7〜8cmで、明らかな痙攣やねじれがなく、側枝出血が目立つ必要があります。
    注意:IMVは壁が薄く痙攣しやすいです。直接掴み、過度な牽引、高圧の膨張は避けるべきです。導管は可能な限り周囲の組織で扱い、収穫後はすぐに氷のように冷たいヘパリン・パパベリン生理食塩水で保管してください。
  5. 左側のIMVを氷のように冷たいヘパリン・パパベリンの生理食塩水(30mgパパベリンと2,500Uのヘパリンを500mLの生理食塩水に溶かしたもの)に入れます。
  6. 同じ手順で正しいIMVを収穫します。

5. 心肺バイパス(CPB)の設置および開始

  1. 心膜を縦方向に開け、牽引縫合糸で吊り下げます。
  2. 活性凝固時間(ACT)を480秒>必ず確保してください。
  3. 5-0の非吸収性ポリプロピレン縫合糸で同心状のパースストリング縫合を2本行います。18°Fの動脈カニューレで中心動脈カニュレーションを設置します。徹底的に空気を抜いた後、動脈カニューレを心肺バイパス回路の動脈ラインに接続します。
  4. 右心房に24°Fの静脈カニューレを挿入し、静脈管に接続します。
  5. CPBを開始しろ。動脈の流入をゆっくりと確立し、その後静脈排膿を行います。次の数分間で、全身動脈圧、静脈回流、貯留槽レベル、全循環パラメータに応じてポンプ流量を増加させます。
    注:バマミニチュア豚の血液量は比較的小さいため、CPB回路は乳酸リンガー液2Lとメチルプレドニゾロン500mgで適切に準備する必要があります。過剰な血球溶解が起こる場合は、必要に応じて輸血が検討されることがあります。

6. 大動脈クロスクランプおよび心麻痺性停止

  1. 大動脈根に前行性心麻痺カニューレを、バッグ紐縫合を通して挿入します。心麻痺カニューレを心麻痺のラインに接続してください。
  2. 動脈カニューレと心麻痺アクセス部位の間の位置で上行大動脈をクロスクランプします。
  3. 4°Cの低温改変セントトーマス溶液(10–15 mL/kg)で心停止を誘発します。心臓表面に氷のスラッシュを塗布し、急速な冷却と心筋保護を図ります。
    注:セントトーマス溶液は、ファイザー病院米国プレギソル(NDC 00409-7969-05)に基づいて調製され、各100mLには塩化ナトリウム643mg、塩化カリウム119.3mg、六水化マグネシウム325.3mg、塩化二水和カルシウム17.6mgを水で注入し、使用直前に8.4%炭酸水素ナトリウム10mLを添加しました。

7. IMVグラフトの遠位吻合

  1. 4°Cのヘパリン・パパベリン生理食塩水(ステップ4.5で準備)を鈍い洗浄針でグラフトに注入し、漏れを確認し、自由端をトリミングし、8-0を挿入します非吸収性ポリプロピレン縫合。
  2. 微小外科用のハサミでLCXを開けてください。腔内シャントを挿入してください。
  3. 8-0の使用方法非吸収性ポリプロピレン縫合は、パラシュート縫合技術でIMV移植片の一端とLCXの間に端から側の吻合を行います。
  4. シャントを外してください。IMVグラフトにヘパリン化された自己血液を注入し、血管を拡張して閉じ込められた空気を排出し、吻合部位や側枝に漏れがないか確認します。ヘパリン化された自己血液を注射した後、移植片は局所的な狭窄、ねじれ、側枝からの漏れや遠位吻合なしに滑らかに膨張するべきです。IMV移植片とLCXの間の吻合を完成させます。
    注:ヘパリン化された自己血液はCPB回路から直接採取されます。ヘパリン化された自己血液の総体積は少なくとも50 mLであり、各注射の正確な容量は移植片の膨張やグラフトまたは吻合部位からの漏れに応じて調整されるべきです。
  5. 同じ方法で、もう片端のIMV移植片を完全にLADの側面に吻合します。

8. IMVグラフトの近位吻合

  1. 心麻痺カニューレを外してください。その場所に3.5mmパンチを使って開口部を作ります。
  2. 室温ヘパリン・パパベリンの生理食塩水(ステップ4.5で説明したヘパリン、パパベリン、生理食塩水の割合)を、鈍い洗浄針で差し合ったIMV移植片に注入します。IMV移植片が膨張した後、部分的にクランプし、鈍い洗浄針に接続された端を横断します。さらにティッシュハサミで自由端を整えます。
    注意:グラフト痙攣を減らすために、このステップで4°Cのヘパリン・パパベリン生理食塩水の使用は避けてください。ヘパリン・パパベリン生理食塩水の特定注射量は、IMVグラフトの膨張を維持するために必要な量によって決定されるべきです。
  3. 動脈カテーテルの一部をトリムし、左心室ベントに接続します。接続後、動脈カテーテルを開口部から大動脈に挿入します。
  4. LCXに吻合されたIMV移植片をステップ8.2で説明した方法と同じ方法で処理します。
  5. 3.5mmのパンチで大動脈根の左側に開口部を作ります。
  6. IMV移植片の自由端を両端吻合し、LCXと大動脈根左側の開口部に吻合し、吻合は不完全のままにします。
  7. 左心ベントカテーテルをこの吻合開口から大動脈根に挿入します。
  8. IMV移植片の自由端を両端で吻合し、遠位からLADと大動脈根のもう一方の開口部に吻合します。
  9. 左心の人工呼吸カテーテルを抜いてください。両方のIMVグラフトをマイクロ外科的止血クリップでクランプしてください。両方のIMV移植片の吻合を大動脈に完成させます。
    注:再灌流前には、両方のIMVグラフトが張力やねじれなく横たわる必要があり、近位吻合部と遠位吻合部に明らかな漏れが見られないはずです。

9. 再灌流、CPBからの離脱、そしてカナレーション除去

  1. 大動脈クロスクランプを外し、心臓を再び灌流してください。
  2. さらに8-0を置け吻合部位やIMVグラフト沿いに吸収性のポリプロピレン縫合を施し、止血を達成します。
  3. 豚の血行動態が安定し、心臓の機能が十分に回復したら、CPBを断乳します。
  4. 大動脈と右心房を抜カニューレーションし、すべてのカニュレーション部位で止血を確実にしてください。
  5. CPBから分離後、機関の標準プロトコルに従い術中超音波検査で両方のグラフトを評価します。カラードップラーイメージングを用いて、大動脈からLADへの移植片および大動脈からLCXへの移植片内の血流信号を特定し、移植片の位置、流れの方向、質的開通率を記録します。可能であれば、定量的なグラフト流量評価のためにトランジット時間流量測定(TTFM)を実施してください。

10. 止血と胸部閉鎖

  1. 近位大動脈吻合部、遠位冠動脈吻合部、内乳静脈収穫床、大動脈および心房カニュレーション部位、胸骨切開部で綿密な止血を行います。
  2. ドレナージチューブを2本挿入します。
  3. 胸骨や閉じた筋肉、筋膜、皮下組織、皮膚を層状に再配置します。
  4. 豚を術後回復室に移してください。

11. 術後ケアとフォローアップ

  1. ヒートパッドや強制空気温めブランケットを使い、豚の体温を37.0〜38.5°Cに保つために、継続的に熱サポートを維持します。
  2. 豚モデルの液体の摂取量と排出、意識レベル、心拍数、動脈血圧、中心静脈圧、全血球数、血液ガス結果を毎日記録します。
  3. 術後初期段階で100%酸素を用いた機械的換気支援を行い、安定したガス交換を確保し、低酸素症による肺血管収縮を予防します。豚が強く規則的な呼吸を取り戻し、保護的な嚥下反射を示し、動脈血ガス検査の結果が満足のいくものになったら、動物を人工呼吸器から離し、気管内チューブを外してください。
  4. 術後の抗菌予防:術後48〜72時間にわたり、8〜12時間ごとにセフロキシムナトリウム(3–5 mg/kg)を投与します。動物の感染の兆候を毎日評価してください。胸骨切開部およびドレナージチューブ部位を毎日検査し、異常な滲出液や膿瘍の形成がないか確認してください。
  5. 標準的な豚の行動疼痛スケールを用いて、2〜4時間ごとに動物の痛みの兆候を評価します。胸骨切開後の痛みの一般的な兆候、例えば発声、前かがみ姿勢、動くのをためらう、歯ぎしり、社会的孤立などを監視してください。動物の行動に応じてオピオイドまたは非ステロイド性抗炎症薬(NSAIDs)を投与し、十分な痛み緩和と円滑な回復を確実にします。
  6. 血管活性薬(例:ドーパミン、エピネフリン)および輸液サポートを迅速に調整し、安定した動脈血圧(>70 mmHg)を維持しましょう。
  7. 術後1日目および術後28日目に、機関標準画像プロトコルに従いCTAによる術後移植片通通性評価を行います。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

バマのミニチュア豚3頭、P1、P2、P3が二重血管CABG手術を受けました。3匹とも7日以上生き延びました。図1は、正中胸骨切開術、両側自律IMVの採取、主要血管露出のための心包切開術、CPBの設置、大動脈からの心麻痺溶液の投与、アイススラッシュによる心臓冷却、両側血管CABGのための遠位および近位吻合、CPBの離脱、グラフト通位の超音波評価、胸部閉鎖など、主要な外科的ステップを示しています。 および術後のCTAです。

1頭の代表動物に対して術中の超音波評価および術後CTAを実施しました。 図2A は、大動脈からLCXへの移植片および大動脈からLADへの移植片の両方で、術中の超音波検査で流量信号を検出でき、両移植片の即時の技術的開通性を支持していることを示しています。 図2B は術後1日目に実施されたCTAを示し、上行大動脈からLADへの移植片の通通性を確認しています。自然のLADおよびLCX流量...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

本研究では、両側自家IMVを用いて3つの二重血管CABG豚モデルが確立されました。2つのIMV移植片のうち、1本は大動脈からLCXへのバイパスの構築に、もう1本は大動脈からLADへのバイパスの建設に使われました。大位静脈はCABGの標準的な臨床静脈導管ですが、バマミニチュア豚の大便位静脈が短すぎて、大動脈からLADへのバイパスおよび大動脈からLCXへのバイパス構築に張力なく2つの自由移植片を提供できなかったため、IMVが選ばれました。モデル構築を成功させるためには、無外傷性IMV収穫、ヘパリン・パパベリン生理食塩水を用いた導管痙攣の予防、CPBの安定化、十分な心筋保護、遠位および近位吻合の慎重な構築、術後の集中モニタリングなど、いくつかの技術的ステップが不可欠です。このモデルの重要な特徴は、CABG後に先位吻合部位の近位に結紮されなかったネイティブLADとLCXです。したがって、このモデルは自然冠動脈の流れを保持し、移植片の流れと自然な冠動脈の流れが理論的に共存できる外科的環境を提供するよう設計されています。1頭の代表動物に対して術中の超音波評価および術後CTAを実施し...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

著者たちは利益相反を一切認めていない。

謝辞

本研究は中国国家重点研究開発計画(2023YFF0724701)、中国科学技術部国家重点研究開発プログラムの前沿バイオテクノロジー重点プロジェクト(2023YFC3404300、江平ソンより)、中国医学科学院扶外病院中央高水準病院臨床研究資金、および小児のオルトトピック心臓移植のための異種多遺伝子編集ドナー豚心臓の前臨床研究の支援を受けました心不全(2025-GSP-ZD-4)、および中国医学科学院扶外病院心血管疾患国家重点研究所プロジェクト、オルトトピック心臓異種移植の長期生存のための薬物標的のスクリーニングと開発(2025-GSP-GG-42)。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
10度の大動脈クロスクランプSinoviewCP40431-19CABG手術
45度の大動脈クロスクランプSinoviewCP40044-18CABG手術
Affinity Fusion酸素化システムMedtronicBB841体外循環
麻酔機MindrayA9麻酔およびその他
動脈カニューレMedtronic18Fr体外循環
アトラクリウムHengrui Pharmaceutical-麻酔およびその他
非外傷性フラット鉗子SureMedGF04021-25CABG手術
非外傷性フラット鉗子SureMedGF04016-25CABG手術
バランスハンドル式ペンスタイルマイクロサージカル鉗子SinoviewFC12010-21CABG手術
バマミニチュアブタ中国科学院動物研究所、北方大動物研究施設-実験動物
Belzer UWコールドストレージソリューションBridge to Life Ltd.1000 ml/bagCABG手術
ブラックハンドル極鋭シザーズSinoviewSC35101-23UCCABG手術
血液ガス分析器EdiagnosisPT1000麻酔およびその他
Blunt Fill NeedleBD305180IMV移植片のフラッシュと拡張
ボーンワックスEthiconW31G止血
体外循環回路MedtronicB-HL-159体外循環
中心静脈カテーテルBaihe Medical-麻酔およびその他
湾曲鉗子SureMedGC01002-12CABG手術
湾曲鉗子SureMedGC01002-16CABG手術
使い捨て血液マイクロエムボラスフィルターSansinFAF-2体外循環
使い捨て血液リザーバーフィルターSansinFCR300K体外循環
使い捨て性心停止薬投与システムMedtronicXP41体外循環
ドパミンJiuan Pharmaceutical-麻酔およびその他
電気外科ユニットMedtronicVLFT10FXGENCABG手術
気管内チューブYaxin MedicineYS-0000麻酔およびその他
エピネフリンJinyao Pharmaceutical-麻酔およびその他
細かい解剖鉗子SureMedGC01090-20CABG手術
ゴールドハンドル超鋭シザーズSinoviewSC35001-23SCCABG手術
ハート・ランジマシンLivaNovaS5体外循環
ヘパリンNorth China Pharmaceutical-麻酔およびその他
氷バケツSureMedGQ13018-00DCABG手術
輸液ポンプSino MDTSN-C8麻酔およびその他
内腔シャントMedtronic31200CABG手術
静脈内カテーテルKDL16G-26G麻酔およびその他
イソフルランLunan Pharmaceutical-麻酔およびその他
イソプロテレノールHarvest Pharmaceutical-麻酔およびその他
ケタミンHikma Pharmaceuticals0143-9509-10麻酔およびその他
ラクテートリンガー液Kelun Pharmaceutical-麻酔およびその他
大皿SureMedGQ13033-00DCABG手術
喉頭鏡HanfeiylTD-C-III麻酔およびその他
リドカイン塩酸塩注射液Kelun Pharmaceutical co.,LtdH20057816CABG手術
注射用硫酸マグネシウムZdjt Pharmaceutical co.,LtdH20051792CABG手術
医療用電気胸骨鋸Jingdong xijiHF-X01CABG手術
中皿SureMed-CABG手術
中サイズの胸骨反射器SureMedGR04130-00CABG手術
ミダゾラムHikma Pharmaceuticals0641-6220-10麻酔およびその他
改良St. Thomas溶液自家製-麻酔およびその他
マルチパラメータモニターMindrayBenoversion N17麻酔およびその他
帆船縫合用の針通しSureMedGR04074-00CABG手術
ノルエピネフリンHarvest Pharmaceutical-麻酔およびその他
パパベリン塩酸塩Sigma-AldrichP3510IMV導管の保管
小児用胸骨反射器SureMedGR04114-00CABG手術
ペンスタイルマイクロサージカル針ホルダーSinoviewNH11300-21CABG手術
塩化カリウム注射液Kelun Pharmaceutical co.,LtdH42021164CABG手術
プロポフォールHikma Pharmaceuticals0641-6194-10麻酔およびその他
プロタミン硫酸塩Youcare Pharmaceutical-麻酔およびその他
帆船縫合イントロデューサーSureMedGR04074-00CABG手術
Resano非外傷性マジック鉗子SinoviewFC25501-23SCABG手術
右角鉗子SureMedGC01110-14CABG手術
右角鉗子SureMedGC01089-18CABG手術
小皿SureMed-CABG手術
酢酸ナトリウムリンガー注射液Duo Rui Pharmaceutical co.,LtdH20163331CABG手術
炭酸ナトリウム注射液Kelun Pharmaceutical co.,LtdH20043739CABG手術
St. Thomas溶液Pfizer Hospital US00409

参考文献

  1. Emmert MY, et al. Consensus statement-graft treatment in cardiovascular bypass graft surgery. Front Cardiovasc Med. 2024;11:1285685.
  2. Back L, Ladwiniec A. Saphenous vein graft failure: current challenges and a review of the contemporary percutaneous options for management. J Clin Med. 2023;12(22):7118.
  3. Hwang HY, et al. Association between angiography-derived Murray law-based quantitative flow ratio and 1-year coronary artery bypass graft patency. JACC Cardiovasc Interv. 2025;18(19):2326-2334.
  4. Szafron JM, Heng EE, Boyd J, Humphrey JD, Marsden AL. Hemodynamics and wall mechanics of vascular graft failure. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2024;44(5):1065-1085.
  5. Spadaccio C, et al. Fractional flow reserve-based coronary artery bypass surgery: current evidence and future directions. JACC Cardiovasc Interv. 2020;13(9):1086-1096.
  6. Koch SE, et al. Animal studies for the evaluation of in situ tissue-engineered vascular grafts: a systematic review, evidence map, and meta-analysis. NPJ Regen Med. 2022;7(1):17.
  7. Zou Y, Dietrich H, Hu Y, Metzler B, Wick G, Xu Q. Mouse model of venous bypass graft arteriosclerosis. Am J Pathol. 1998;153(4):1301-1310.
  8. Zou Y, Hu Y, Mayr M, Dietrich H, Wick G, Xu Q. Reduced neointima hyperplasia of vein bypass grafts in intercellular adhesion molecule-1-deficient mice. Circ Res. 2000;86(4):434-440.
  9. Hu Y, et al. Abundant progenitor cells in the adventitia contribute to atherosclerosis of vein grafts in ApoE-deficient mice. J Clin Invest. 2004;113(9):1258-1265.
  10. Milani-Nejad N, Janssen PM. Small and large animal models in cardiac contraction research: advantages and disadvantages. Pharmacol Ther. 2014;141(3):235-249.
  11. Fashina O, et al. Large animal model of vein graft intimal hyperplasia: a systematic review. Perfusion. 2023;38(5):894-930.
  12. Jia H, Chang Y, Song J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim (NY). 2024;53(6):136-147.
  13. De Nisco G, et al. Comparison of swine and human computational hemodynamics models for the study of coronary atherosclerosis. Front Bioeng Biotechnol. 2021;9:731924.
  14. Li X, et al. Establishment and evaluation of a porcine vein graft disease model. J Vis Exp. 2022;(185):63896.
  15. Lee MY, et al. Comparative analysis of heart functions in micropigs and conventional pigs using echocardiography and radiography. J Vet Sci. 2007;8(1):7-14.
  16. Mo J, et al. Blood metabolic and physiological profiles of Bama miniature pigs at different growth stages. Porcine Health Manag. 2022;8(1):35.
  17. George TJ, et al. Hemoglobin drift after cardiac surgery. Ann Thorac Surg. 2012;94(3):703-709.

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

タグ

医学第234号第234号空白値号内胸静脈自家移植片

この記事は公開されました

動画は近日公開

お問い合わせ
図書館に推薦する

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。